Manual Control Calidad Parasitologia-uroanalisis

MANUAL DE CONTROL DE CALIDAD DE PARASITOLOGIA Y UROANALISIS

FASE PREANALITICA

1. - PREPARACIÓN DEL PACIENTE. La preparación cuidadosa del paciente, la toma y manejo adecuado de las muestras son los primeros pasos que garantizaran los resultados válidos, aunque frecuentemente se llegan a descuidar. Además existen muchas variables pre-analíticas al preparar al paciente o al manejar la muestra puedan influir en el resultado y afectara la calidad del servicio que se ofrece.

2. – SOLICITUD DE EXAMENES Todas las muestras deben ir acompañada de una solicitud debidamente formulada. La solicitud debe contener la siguiente información.

La identificación completa del paciente debe incluir: Nombre completo Sexo Datos para localización (nombre, o numero de cama) Dirección Número de identificación que proporcione una forma única de identificación El médico solicitante debe identificarse con: Nombre completo, dirección, número de teléfono o código El tipo de material biológico, por ejemplo orina, y el uso de cualquier conservador o medio de transporte se debe especificar junto con la fecha en que se colectó la muestra. El carácter infeccioso conocido o sospechoso de la muestra debe estar claramente indicado. Los nombres de las características observables deben apuntarse en una forma aprobada, basándose en nomenclatura reconocida junto con la ELABORO: Q.C FACUNDO DURAN MARTINEZ Q.C EFREN MORALES PUGA Q.C WILLIANS SANCHEZ RODRIGUEZ

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MANUAL DE CONTROL DE CALIDAD DE PARASITOLOGIA Y UROANALISIS propridad(procedimiento de rutina , urgente) de cada característica observable. La solicitud debe incluir suficiente información clínica para que permita al laboratorio emita su propia opinión de resultados. Los requisitos son distintos para cada característica y pueden incluir: Diagnóstico y situación clínica del paciente Ingestión de drogas Restricciones especiales o procedimientos efectuados previamente o durante la medición, resultados. La solicitud para estudios parasitológicos requiere frecuentemente información suplementaria. El diagnóstico es muy importante para orientar al laboratorio en la investigación más adecuada del parásito.

CALIDAD DE LA MUESTRA La muestra debe tomarse correctamente y bajo las condiciones más favorables para evitar errores de interpretación. La identificación correcta del paciente es esencial, sin embargo, no es raro que se cometan errores, es importante etiquetar cada una de nuestras muestras en presencia del paciente con información suficiente para evitar confusión con otras muestras. La etiqueta debe incluir: La identificación del paciente con su nombre o clave de identificación Hora de la toma de muestra, con hora. Característica observable y tipo de muestra El tipo de muestra en orina es importante por que puede ser aleatoria, del chorro medio o con horario porque cada una se usa para ciertos análisis. Como muchas de la situación mencionada varían dependiendo de la característica a observar, se debe verificar que el paciente haya seguido las instrucciones adecuadas antes de tomar la muestra, cualquier comportamiento distinto debe quedar registrado en la solicitud. ELABORO: Q.C FACUNDO DURAN MARTINEZ Q.C EFREN MORALES PUGA Q.C WILLIANS SANCHEZ RODRIGUEZ

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MUESTRA DE ORINA La muestras de orina se toman siguiendo las instrucciones siguientes: Los recipientes deben estar muy limpios y deben cumplir con las siguientes condiciones: Ser de plástico translúcido y no volverse a utilizar La tapa debe cerrar herméticamente de tal manera que el contenido no se derrame, independientemente de la posición del recipiente. El diseño del recipiente debe permitir que una etiqueta quede aún en condiciones de refrigeración o de congelación. Es importante pegar la etiqueta en el recipiente no en la tapa para evitar equivocaciones de tapas.

Cuando la muestra se tenga que estabilizar por la presencia de un componente inestable o porque el análisis vaya a demorar, se deberán añadir preservativos o estabilizadores al recipiente o a la muestra de orina directamente, si esto no es posible, refrigere inmediatamente. Antes de obtener la muestra el paciente debe recibir instrucciones escritas y orales detalladas y claras acerca del procedimiento.

TIPOS DE MUESTRAS DE ORINA: ELABORO: Q.C FACUNDO DURAN MARTINEZ Q.C EFREN MORALES PUGA Q.C WILLIANS SANCHEZ RODRIGUEZ

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MANUAL DE CONTROL DE CALIDAD DE PARASITOLOGIA Y UROANALISIS El volumen de orina requerido depende del numero de análisis solicitados, sin embargo, debe procesarse un volumen constante el volumen ideal es de 12 –15 ml para el análisis de rutina.

MUESTRA DE CHORRO MEDIO La muestra se toma en un área aislada, de ser posible con excusado y el paciente parado o sentado. Antes de realizar la recolección se limpia los genitales con una solución antiséptica suave Se deja escapar la porción la porción inicial del chorro de orina y se recolecta la porción media en un frasco estéril. La mujer debe separar los labios de la vulva en el momento de la micción y también se descartara la porción final del chorro de orina en el excusado. MUESTRAS EN BEBES Y LACTANTES 1. La orina se recoge directamente en un recipiente estéril descartando la primera orina evacuada, las muestras de lactantes y niños se recolectan en bolsas adheribles desechables, que se coloca alrededor del área perianal o del pene y así el niño oprima directamente en la bolsa, posteriormente se retira con cuidado y la orina se transfiere a un recipiente adecuado. 2. Las muestras se deben cubrir, etiquetar y enviar inmediatamente al laboratorio

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MUESTRAS POR SONDA Si se toma muestra por sonda a permanencia, ésta se debe pinzar durante 15 minutos. La salida de la sonda se limpia con una solución antiséptica antes de aspirar la muestra de orina. Muestra de orina programada( 24 horas) En algunas enfermedades se necesita una muestra de orina programada o de 24 hrs para estudiar de forma precisa el funcionamiento del riñón, debido a que el riñón no excreta las sustancias a la misma velocidad ni en la misma cantidades durante las diferentes horas del día y de la noche, por lo tanto, una muestra de orina tomada al azar no siempre proporciona un cuadro preciso del proceso que se lleva acabo durante las 24 hrs Obtención de la muestra La mayoría de las muestras de orina de 24 hrs comienza en la mañana y se instruye al paciente para que realice lo siguiente: Qué vacié la vejiga completamente al despertar para descartar esta orina, se debe registrar la hora en que se desecha y la hora en que inicia la recolección. Se guarda toda la orina excretada en las siguientes 24 hrs, lo que incluye la primera muestra de la mañana siguiente. La orina de la mañana siguiente que se debe ser lo mas cercano posible a la hora en que termina la recolección se adiciona al recipiente, en este momento termina la recolección y se anota la hora. Para recolectar la muestra se utiliza un cómodo o un recipiente de boca ancha o el mismo recipiente de boca ancha que se enviará al laboratorio, para la mujer, posiblemente será mas difícil de orinar en algún recipiente de boca ancha primero y posteriormente transferirlo con cuidado al recipiente donde se enviará al laboratorio.

Es importante recordar los siguientes factores al obtener muestras de orinas programadas: Obtener las muestras cuidadosamente siguiéndolas instrucciones rigurosamente. Dar indicaciones al paciente acerca de cómo obtener cada muestra y de intervalo se evacua la orina y se descarta. Después de esa evacuación, obtener todas las muestras de orina siguientes incluyendo la última. ELABORO: Q.C FACUNDO DURAN MARTINEZ Q.C EFREN MORALES PUGA Q.C WILLIANS SANCHEZ RODRIGUEZ

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MANUAL DE CONTROL DE CALIDAD DE PARASITOLOGIA Y UROANALISIS Tener a la mano suficientes recipientes con los preservativos indicados. Refrigerar cada muestra entre 2°C y 6°C tan pronto se obtenga. Anotar en la solicitud cualquier muestra que se haya descartado y los volúmenes totales de las alícuotas de muestra. La orina es un buen medio de cultivo para las bacterias y puesto que la evaluación de infecciones de vías urinarias se basa principalmente en la cuentas de colonias de organismos, es muy importante transportar la muestra rápidamente al laboratorio, si esto no ocurre en las primeras tres horas después de obtener la muestra, se debe refrigerar, aunque la orina de 24 hrs aún a baja temperatura, puede sufrir una disminución en la cuenta bacteriana.

Es necesario mezclar muy bien las orinas cuando llegan al laboratorio, antes de tomar una proporción para análisis, frecuentemente la orina tiene aspecto turbio, especialmente cuando se ha almacenado algún tiempo, por lo que debe centrifugarse antes de usarse.

OBTENCIÓN DE MUESTRAS PARA EL ANÁLISIS PARASITOLOGICO TIPOS DE MUESTRAS PARA EL ANÁLISIS PARASITOLOGICO 1.OBTENCIÓN DE MUESTRA FECAL Se obtiene permitiendo que las heces caigan dentro de un recipiente de boca ancha, si esto no es posible, se obtienen utilizando un cómodo limpio y seco que no este contaminado con agua ni con orina, el agua puede contener microorganismos de vida libre que se confundan con parásitos humanos y la orina puede destruir los microorganismos móviles. Los recipientes deben estar muy limpios y deben cumplir con las siguientes condiciones:

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MANUAL DE CONTROL DE CALIDAD DE PARASITOLOGIA Y UROANALISIS Utilizar frascos limpios de boca ancha Tapa hermética Los frascos se deben de guardar en lugares frescos, debido a que el calor a celera los fenómenos de fermentación y con frío se pueden destruir quistes y trofozoítos de protozoos.

En lactantes, la muestra se obtienen mediante cucharilla rectal si el examen requerido es microscópico en fresco. Se deberá etiquetar con el nombre dela persona, edad, sexo, fecha y hora de expulsión de las heces.

RECOMENDACIONES PARA LA OBTENCIÓN DE MUESTRA FECAL PARA EL ESTUDIO PARASITÓLOGICO:

Evitar la contaminación con agua o con orina. Obtener tres muestras, una cada tercer día o dentro de un laspo de diez días, ya que muchos parásitos, especialmente los protozoarios intestinales, no aparecen en numerosos consistentes diariamente. Examinar o preservar las evacuaciones líquidas durante los siguientes treinta minutos(pueden solo contener sólo trofozoítos). Examinar las evacuaciones suaves durante la siguiente hora ( pueden contener trofozoítos y quistes). Examinar o preservar evacuaciones sólidas durante las siguientes 24 horas. ELABORO: 7 Q.C FACUNDO DURAN MARTINEZ Q.C EFREN MORALES PUGA Q.C WILLIANS SANCHEZ RODRIGUEZ

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2.RASPADO ANAL Es importante llevar la toma de muestra de raspado anal entre las 22 hrs. y al media noche o como es habitual muy temprano por la mañana antes de que el paciente orine, defeque o se bañe. Esto se hace para obtener un diagnostico positivo. Sobre la porción terminal de un abatelenguas, colocar unos 8 cm de la cinta adhesiva transparente con la cara que tiene el adhesivo hacia fuera, sosteniéndola en su lugar con el pulgar y el índice. Se inclina a la persona para examinar de manera que quede expuesta la región perianal y se presiona la cinta adhesiva contra dicha región, hacia la izquierda y la derecha, teniendo cuidado de cubrir toda el área entre la porción seca y la húmeda. Se adhiere la cinta transparente al portaobjetos a examinar.

3.ESTUDIOS COPROLÓGICOS Antes de recolectar la muestra destinada al análisis coprológico, al paciente es importante instituir una dieta donde se incluyan distintas cantidades de alimento, de efecto de poder para apreciar la anormalidad o normalidad del proceso digestivo. En régimen de la prueba de la dieta deberá seguirse durante 3 días y remitir la deposición del cuarto día en un frasco de vidrio o plástico de boca ancha de gran volumen , es importante que las heces no se mezcle con la orina.

RECOLECCION DE MUESTRAS DE MATERIA FECAL DE 24, 48 Y 72 HRS Este método se utiliza para buscar grasas, porfirias, urobilinógeno, nitrógeno y electrólitos en materia fecal: INSTRUCCIONES ESPECIALES PARA ENVIAR MUESTRAS INDIVIDUALES ELABORO: Q.C FACUNDO DURAN MARTINEZ Q.C EFREN MORALES PUGA Q.C WILLIANS SANCHEZ RODRIGUEZ

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MANUAL DE CONTROL DE CALIDAD DE PARASITOLOGIA Y UROANALISIS Recolecte las evacuaciones completas dentro de uno a 3 días, se debe guardar toda la materia fecal excretada. Se colocan etiquetas en las muestras de día 1,2,3, y hora de la recolección, nombre del paciente y pruebas solicitadas. Se envía cada muestra al laboratorio cuando se recolecta. INSTRUCCIONES ESPECIALES PARA ENVIAR MUESTRAS TOTALES O PROGRAMADAS 1. Se utiliza un recipiente de un galón al laboratorio de preferencia de una lata de pintura o una cubeta de plástico con tapa. 2. Se guardan las muestras y se coloca el recipiente en el refrigerador o en hielo. 3. Al final del periodo de recolección se envía el recipiente etiquetado al laboratorio. 4. Se anotan las fechas, duración del periodo de recolección, las pruebas que se van a realizar, el nombre del paciente y la demás información pertinente en el recipiente..

INTERFERENCIAS: En los análisis parasitológicos por la administración de: Bario, bismuto, aceite mineral Medicamentos antimaláricos Preparaciones antidiarreicos no absorbibles Mala recolección de la muestra Enemas Laxantes Ingestión aceite mineral El intervalo entre la obtención de la muestra y el análisis deberá ser tan corto como sea posible, la evaporación de muestra líquida aumenta la concentración de las sustancias y causa la perdida de organismos viables en las muestras parasitologicas. Estos medicamentos no deben tomarse antes de la obtención de muestra de heces fecales. ELABORO: Q.C FACUNDO DURAN MARTINEZ Q.C EFREN MORALES PUGA Q.C WILLIANS SANCHEZ RODRIGUEZ

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MANUAL DE CONTROL DE CALIDAD DE PARASITOLOGIA Y UROANALISIS En el análisis de orina: Las fuentes de errores son que el paciente o el personal no sigue las instrucciones: El paciente debe recibir las instrucciones tanto verbales como escritas, si no las comprende se le deben dar a otra persona que lo acompañe. Si tiene algún otro tipo de secreción, como flujo menstrual o secreción vaginal, la prueba debe posponerse o bien se utiliza una sonda para evitar contaminación de la muestra. La materia fecal como sangre menstrual contaminan la orina. Si la muestra no se refrigera dentro de la primera hora después de la recolección, se producen cambios siguientes en la composición: Las bacterias de la orina desdoblan la urea, convirtiéndola en amoniaco, con lo que se alcaliniza la orina. Los cilindros urinarios suelen descomponerse después de varias horas. Los eritrocitos son lisados por la orina hipotónica. Un pH demasiado alto o demasiado bajo altera los componentes celulares. La temperatura de la muestra alteran la densidad específica, las muestras frías producen cifras elevadas falsas. La orina alcalina produce lecturas bajas únicamente con tiras reactivas y los residuos de detergente en los recipientes donde se recolecto la orina producen una densidad específica elevada de la muestra. Los medios de contrasté radiológicos radiopicos y dextrina producen densidad específica urinaria alta falsa si esta se realiza a través de un refractómetro. El aspecto se puede ver afectado después de ingerir alimentos , los uratos y los fosfatos producen turbidez en la orina normal , el semen o secreción vaginal mezclado con al orina constituye otra causa de turbidez o cantidades excesivas de grasa o debido a la refrigeración o conservación a temperatura ambiental debido a que los cristales se precipitan. La orina de color normal se oscurece si se deja reposar debido ala oxidación del urobilinógeno a urobilina, esta descomposición se inicia después de 30 min de la micción. ELABORO: Q.C FACUNDO DURAN MARTINEZ Q.C EFREN MORALES PUGA Q.C WILLIANS SANCHEZ RODRIGUEZ

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MANUAL DE CONTROL DE CALIDAD DE PARASITOLOGIA Y UROANALISIS Algunos alimentos causan cambios de color de la orina como son la remolacha produce color rojo y el ruibarbo produce un color marrón. Muchos fármacos alteran el color de la orina La fenazopiridina, aminopirina o anticoagulantes orales producen colores naranja de la orina Las sulfonamidas cambian el color de la orina a amarillo herrumbre, o la orina rosada debido al uso de fenitoína, fenolftaleína, tiodifenilamina. La orina de color rojo se debe al uso de aminopirina, fenazopiridina, prontosil, colorantes de anilina, riboflavina. La orina de color oscuro se debe a sales de hierro o cuando se oscurece al reposar debido al uso de medicamentos contra el mal de parkinson como levodopa o sinemet Los factores que interfieren en la presencia de glucosa en la orina que causan resultados falsos positivos son la presencia de sustancias reductoras que no son azucares como ácido ascórbico, creatinina, ácido homogentísico, tirosina, fenilcetonuria. La contaminación bacteriana que da lugar a una alcalinización de la orina como resultado de la conversión de la urea en amoniaco por las especies Proteus. La perdida de Co2 el pH se eleva, se produce una turbidez secundaria a la multiplicación bacteriana y a la precipitación alcalina, el color cambia y el olor se hace hediondo. Exposición a la luz interfiere si hay presencia de bilirrubina en la orina, el ejercicio intenso nos puede dar resultados falsos positivos en proteínas, hemoglobina y la ingesta de carbohidratos abundante en la glucosa. Existen muchísimos factores que interviene en el análisis de orina.

MANEJO GENERAL DE LAS MUESTRAS ELABORO: Q.C FACUNDO DURAN MARTINEZ Q.C EFREN MORALES PUGA Q.C WILLIANS SANCHEZ RODRIGUEZ

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MANUAL DE CONTROL DE CALIDAD DE PARASITOLOGIA Y UROANALISIS Cuando se maneja cualquier muestra de orina, hay que llevar guantes y los tubos de centrifugación deben estar tapados o sellados para evitar la transformación de aereosoles. La muestra de pacientes de orina con SIDA , hepatitis y otras enfermedades contagiosas requerirán consideración especial. El recipiente de la muestra deberá ser colocado en una bolsa de plástico, sellada y etiquetada de forma visible con un rótulo. Las muestras de orina y heces son potencialmente infecciosas y se deben tomar precauciones para asegurar la seguridad del químico u otro personal y a los pacientes, aún cuando no sean obvios los riesgos de infección. Se deberá tomar precauciones para no contaminar el exterior de los recipientes ni el medio ambiente con alguna muestra. Si se derrama orina o muestra fecal, deberá limpiarse inmediatamente con un desinfectante adecuado. Cuando se detecta un riesgo de infección se detecta un riesgo un riesgo de infección se debe aislar el recipiente, con etiqueta de ALTO RIESGO. Es importante que la solicitud no entre el contacto con la muestra y se deban observar precauciones.

TRANSPORTE Y ALAMACENAMIENTO AREA DE PARASITOLOGIA Para el estudio parasitológico la velocidad de transporte es de la mayor importancia. Las muestras frescas son indispensables para la recuperación de trofozoítos móviles(amibas, flagelados o ciliados). La etapa de trofozoíto en los protozoarios por lo general se encuentra en los casos de diarrea, ya que no da tiempo de que se formen quistes, una vez que ha sido evacuada la muestra de heces, los trofozoítos no se enquistan sino que se desintegren rápidamente, es indispensable la acción rápida para el análisis de protozoarios intestinales por que la mayoría de huevos y larvas de hemilntos, los occistos de coccidios y las esporas de microsporidium sobreviven durante periodos más largos. ELABORO: Q.C FACUNDO DURAN MARTINEZ Q.C EFREN MORALES PUGA Q.C WILLIANS SANCHEZ RODRIGUEZ

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MANUAL DE CONTROL DE CALIDAD DE PARASITOLOGIA Y UROANALISIS Los pacientes tratados por infecciones con protozoarios deben revisarse después de 3-4 semanas de iniciada la terapia y por infección por Taenia después de 5-6 semanas

Los conservadores para la materia fecal pueden ser físicos o químicos. FÍSICOS: deben examinarse en un Las temperaturas bajas de plazo no mayor de una hora . 10°C que es temperatura del QUÍMICOS refrigerador, se utiliza sobre Permiten la conservación de todo para las heces formadas, las muestras durante un las cuales incluso pueden tiempo mayor , sin correr el llegar a examinarse hasta 24 riesgo de que las formas o 48 hrs. después de parasitarias se deformen o se evacuadas, por eso es destruyan. importante que las muestras En seguida se anotan algunos preservadores mas usados: Formaldehído(5-10%) para huevos de helmintos, larvas y quistes de protozoarios Alcohol pilivinílico(APV) para trofozoítos Solución de formalina al 5%: Es ideal para conservar quistes, huevos y larvas Solución de mertiolate-yodo-formaldehído(MIF) Es ideal para fijar y teñir quistes y trofozoítos de protozoos intestinales, huevos y larvas de helmintos. Fijador de glicerina al 50% Es ideal para fijar huevos de helmintos, pero no es no es ideal para quistes y trofozoítos de protozoos.

AREA DE ANÁLISIS DE ORINA Una vez recolectada la muestra de orina ene el frasco deberá llevarse inmediatamente al laboratorio pues su estudió tiene que realizarse en la siguiente hora de la micción, esto debido a que los eritrocitos, los leucocitos y los cilindros se descomponen en la orina cuando ésta permanece varias horas a temperatura ambiente. Si se adiciona un conservador al recipiente por ejemplo ácido clorhídrico en orina de 24 hrs para el estudio de ácido ELABORO: Q.C FACUNDO DURAN MARTINEZ Q.C EFREN MORALES PUGA Q.C WILLIANS SANCHEZ RODRIGUEZ

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MANUAL DE CONTROL DE CALIDAD DE PARASITOLOGIA Y UROANALISIS vanililmandélico, el paciente debera tener cuidado de no derramar el contenido, se le debe de explicar esto antes de iniciar la prueba. Refrigerar cada muestra entre 2°C y 6°C tan pronto se obtenga. Por que los cilindros desaparecen con rapidez, las células y bacterias presentes utilizan la glucosa, las cetonas también son utilizadas o se volatilizan, la bilirrubina y el urobilinógeno disminuyen, sobre todo si existe exposición a la luz

CONSEVADORES: Las sustancias preservativas que se pueden utilizar para en análisis de orina completo son los siguientes:

FLUORURO DE SODIO La glucosa en muestras de orina se conserva añadiendo fluoruro de sodio para inhibir la glucólisis original por células y bacterias. ÁCIDO BÓRICO El ácido bórico 1g/dl es útil para muchas hormonas y otras sustancias, con el pueden enviarse alícuotas de orina a un laboratorio de referencia.

TOLUENO(2 MK/100 ML DE ORINA): es efectivo para los constituyentes químicos pero no contra bacterias ya presentes en la orina, como flota sobre la superficie de la orina puede ser difícil su separación para realizar las pruebas. FORMALINA 1gota / 30 ml orina es un buen conservador para el sedimento urinario TIMOL Interfiere en la prueba de precipitación con ácido para proteínas TABLETAS CONSERVADORAS ( 1 tableta / 30 ml orina) Estas tabletas disponibles en el comercio, por lo general actúan por la liberación de formaldehído, a esta concentración el formaldehído no interfiere la prueba para sustancias reductoras, pero concentraciones mas elevadas pueden dar resultados falsos +.

CRITERIOS DE ACEPTACIÓN O RECHAZO DE MUESTRAS laboratorio

Cada debe tener

su

protocolo operativo para aceptar o rechazar muestras

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MANUAL DE CONTROL DE CALIDAD DE PARASITOLOGIA Y UROANALISIS basándose en las consideraciones expuestas en ese documento. Las muestras que son inadecuadas por falta de información, procedimiento de toma incorrecto, preparación impropia del paciente, que no

se haya preservado correctamente o que se hayan almacenado y transportadas inadecuadas o por cualquier otra razón válida, deben rechazarse y tomar medidas para la toma de nuevas muestras bajo en condiciones apropiadas.

FASE ANALITICA En la fase analítica se realizan mediciones y observaciones en las diversas áreas que cubre el laboratorio, cada procedimiento de análisis debe describir no solo las mediciones y observaciones implementadas. En esta fase se evalúa el equipo, método, reactivos, mantenimiento, calidad del agua y eliminación de residuos.

EQUIPOS Es importante llevar acabo un buen correcto funcionamiento del equipo dentro del laboratorio de análisis clínicos, por eso es ideal llevar acabo un manejo , limpieza y mantenimiento del equipo.

CONTROL DE CALIDAD EN EQUIPOS ELABORO: Q.C FACUNDO DURAN MARTINEZ Q.C EFREN MORALES PUGA Q.C WILLIANS SANCHEZ RODRIGUEZ

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MANUAL DE CONTROL DE CALIDAD DE PARASITOLOGIA Y UROANALISIS EQUIPO

FORMA DE VERIFICACIÓN

PERIODICIDAD

FRECUENCIA DE CALIBRACIÓN

Termómetro de laboratorio

Comparar con otros termómetros

A su estreno

No se requiere

Cada día de uso

Rpm cada 6 meses y cuando sea necesario

Verificar la Centrífuga de adecuada mesa para laboratorio clínico separación de los

compuestos de diferente densidad o de partículas de diferente tamaño, suspendidas en un liquido

Baño maría

Verificar la temperatura con termómetro

Cada día de uso

Cada año y cuando sea necesario

Reloj de laboratorio

Compara con cronometro

Mensualmente

Cuando sea necesario

Es recomendable realizar un estudio al equipo el :

1.MICROSCOPIO

El microscopio es un instrumento delicado y deberá tratarse con cuidado: Cuando no sé este usando, debe guardarse con funda para evitar el contacto con el polvo. Para observaciones de sedimento se deberá disminuir la entrada de luz regulándola. Para observaciones de gran aumento debe usarse una cantidad pequeña de aceite de inmersión, pero lo importante es enfocar desde el objetivo menor y girar el revolver hasta el objetivo 100x y se aplica la gota de inmersión( nunca agregar la gota antes). No deberá usarse anteojos al observar el microscopio, excepto en los asmáticos pero debe evitarse el contacto de sus anteojos con los oculares para no rayarlos. El maquillaje para los ojos o para las pestañas se debe evitar al usar el microscopio por que los residuos de cosméticos disminuyen la percepción de la imagen. ELABORO: Q.C FACUNDO DURAN MARTINEZ Q.C EFREN MORALES PUGA Q.C WILLIANS SANCHEZ RODRIGUEZ

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MANUAL DE CONTROL DE CALIDAD DE PARASITOLOGIA Y UROANALISIS MANTENIMIENTO Es importante llevar a cabo una limpieza de los lentes por lo menos 2 veces por semana, retirando el polvo con un cepillo suave, si por alguna causa el clima es seco, esto se realizara diariamente. No utilizar materiales duros o abrasivos con un microscopio puesto que puede rayar las lentes de aumento. Las lentes de aumento secos se limpian con agua destilada y los de inmersión y condensadores con pequeñas cantidades de etanol al 40%, las partes externas se limpiaran con tela seca, nunca con solventes, acetona o alcohol. Es importante que los microscopios se engrasen con aceite especial una vez al mes y se revisen técnicamente una vez al año, por el personal especializado del fabricante.

2.CENTRÍFUGAS

La orina bien mezclada y centrifugada en tubos de ensaye durante 5 minutos a 2500 rpm, es importante que esta contenga una cabeza horizontal y se debe disponer de monogramas que establezcan la relación del radio de la cabeza de la centrífuga desde el eje central hasta el fondo del recipiente en posición horizontal y la velocidad en rpm con relación a la fuerza centrífuga a utilizar: FCR g= 11.18 x radio en cm x [rpm / 1.000]2 En el área de parasitología para llevar acabo centrifugación de tubos para las diversas técnicas para el examen coprológico, por ejemplo la técnica mas utilizada por los laboratorios la técnica de faust es adecuado llevar una centrifugación de 2000 o 2500 rpm por 1 minuto.

3.BAÑO MARIA En el área de parasitología es importante llevar acabo un registró de la temperatura del BM, es ideal que el nivel de agua debe mantenerse constante todo el tiempo. La temperatura nominal del B.M y los limites de tolerancia deberán estar claramente establecidos.

4.ANALIZADOR PARA TIRAS REACTIVAS ELABORO: Q.C FACUNDO DURAN MARTINEZ Q.C EFREN MORALES PUGA Q.C WILLIANS SANCHEZ RODRIGUEZ

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MANUAL DE CONTROL DE CALIDAD DE PARASITOLOGIA Y UROANALISIS El uso de instrumentos que lee las tiras reactivas sumergidas manualmente, elimina errores que se originan en los tiempos y en la técnica utilizada por el operador. Estos instrumentos se basan en el principio de reflectancia en la cantidad de luz reflectada es inversamente proporcional a la concentración de la sustancia presente. El clinitex utiliza tiras reactivas especialmente diseñadas, las cuales contiene un bloque blanco de referencia que le permite al instrumento identificar el tipo de tira a leer los resultados aparecen en una parte frontal del instrumento y puede obtenerse un impreso optativo para proporcionar un informe escrito. Para llevar un buen control cada valor que nos marque positivo mediante el lector de la tira reactiva, es ideal corroborarla manualmente mediante las pruebas mediante la utilización de los reactivos para cada tipo de prueba en el examen químico.

REACTIVOS

Es importante considerar en la recepción de reactivos verificar la: • Apariencia física del empaque, sello de garantía y caudicidad • Verificar las características físicas del reactivo • Almacenamiento debe ser adecuado a las indicaciones del fabricante • Leer y almacenar hasta terminar el lote Las soluciones reactivas ya sea producida por el laboratorio o preparadas por el laboratorio , como son las utilizadas en estas 2 áreas: Lugol, solución salina, shaatofth, lorish, ácido acético glacial,etc. Tiras reactivas, reactivo de rothera, reactivo de erlich,benedict, etc. Deberán cumplir con la descripción completa de las soluciones reactivas como es: Fecha de elaboración Descripción del solvente y criterios de pureza ELABORO: Q.C FACUNDO DURAN MARTINEZ Q.C EFREN MORALES PUGA Q.C WILLIANS SANCHEZ RODRIGUEZ

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MANUAL DE CONTROL DE CALIDAD DE PARASITOLOGIA Y UROANALISIS Descripción de cada soluto y concentración Propiedades físico-químicas de las soluciones reactivas que puedan influir en el resultado analítico generado por su utilización.

TIRAS REACTIVAS

Si la tira reactiva se mantiene dentro de la muestra mucho tiempo, las sustancias químicas impregnadas en la tira tienen a disolverse, con lo que se obtendrán lecturas y cifras pocos precisas. Si los reactivos de la muestra se mezclan, las lecturas también serán poco preciso, para evitar esto es recomendable sacudir la tira sobre un papel absorbente para eliminar el exceso de orina después de haberla sumergido en la muestra. ALMCENAMIENTO Es importante proteger de la humead y del calor excesivo y guardar en un área fría y seca , es ideal vigilar los cambios de color en cada uso, por que si existe un cambio de color indica una perdida de reactividad. Se mantendrá tapado el recipiente y se examinara las directrices del fabricante con cada nuevo lote, por si hubiera cambios en el procedimiento.

MATERIAL DE VIDRIO El material a ocupar como pipetas pasteur, pipetas volumétricas, probetas deben estar bien lavado por que sino: En este punto es vital ya que resto de jabón o proteínas en cualquier material de cristal puede dar resultados falsos – o + en cualquiera de las áreas en que se emplee.

PROGRAMA DE

Programa De

Secado y clasificación

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MANUAL DE CONTROL DE CALIDAD DE PARASITOLOGIA Y UROANALISIS LAVADO Control en: Cantidad y tipo de jabón Agua y pH de la misma Tiempo de remojo Cantidad de concentración final de hipoclorito

enjuage

del material

Control en: Control en: Cantidad y tipo Temperatura y de agua tiempo de secado Conductividad y Selección del pH en el enjuage material para su previo y en el final tamaño y uso.

METODO

1) Colocar en un portaobjetos una gota de lugol o solución salina. 2) Con un aplicador poner un poco de materia fecal solo rozar portaobjetos. 3) Ponerle un cubreobjetos. 4) Observar en 10 x y 40 x

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METODO DE FAUST 1. Hacer una suspensión homogénea con uno a 2 grs. de materia fecal y 10 ml de agua 2. Filtrar a través de una gasa colocada en un embudo y colectar la suspensión recibiéndola directamente en el tubo. 3. Centrifugar los tubos así preparados a 200-2500 rpm durante 1 minuto. 4. Decantar el sobrenadante y resuspender el sedimento con agua, agitando con un aplicador. 5. Centrifugar nuevamente y volver a decantar el sobrenadante, esta operación se repite hasta que el sobrenadante quede claro. 6. Agregar 2 a 3 ml de solución se sulfato de zinc a los tubos y homogenizar perfectamente, luego llene los tubos hasta 0.5 a 1 cm por debajo de los bordes. 7. Centrifugar a 2000 rpm durante 1 minuto 8. Recoger con el asa limpia , la película superficial que se encuentra en el menisco del tubo durante 2-3 ocasiones sucesivas y depositarla en un portaobjetos. 9. Colocar 2 gotas de lugol sobre la preparación y homogenizar con el ángulo de un cubreobjetos y cubrir la preparación 10.Observar al microscopio con objetivos de 10 x y 40 x.

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MANUAL DE CONTROL DE CALIDAD DE PARASITOLOGIA Y UROANALISIS Material: • Vaso p.p 250 ml • Varilla de vidrio • Pizeta con solución salina EXAMEN MACROSCOPICO 1. Anotar las características organolépticas de las heces como son cantidad forma, consistencia, color y olor. 2. Efectuar una dilución de las heces con solución salina o agua en un vaso p.p y colocarlo sobre un fondo blanco o negro bien iluminado con una lámpara, los restos de alimentos se observan son carne, fibras musculares, tejido conjuntivo, grasa, mucus, etc. EXAMEN MICROSCOPICO Material y reactivos: • Portaobjetos, cubreobjetos, agitadores • Mechero • Vaso p.p • Microscopio • Reactivos: • Lugol, shaatofth, lorish, ácido acético glacial. GRASAS NEUTRAS 1. Poner entre porta y porta una gota de reactivo de shatoft (calentar previamente el portaobjetos con una pequeña llama y enfriar. 2. Observar la preparación, las grasas neutras se observaran como gotas redondas, el reactivo tiñe sin distinción grasas neutras, ac grasos y jabones. TEJIDO CONJUNTIVO 1. Se coloca entre porta y porta una gota de suspensión fecal y 1 gota de ácido acético glacial al 30% 2. Observa la preparación en la muestra y el tejido conjuntivo se observará como fibrillas color nacarado transparente ELABORO: Q.C FACUNDO DURAN MARTINEZ Q.C EFREN MORALES PUGA Q.C WILLIANS SANCHEZ RODRIGUEZ

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MANUAL DE CONTROL DE CALIDAD DE PARASITOLOGIA Y UROANALISIS FIBRAS DE CARNE 1. Se coloca entre porta y porta una gota de suspensión fecal y 1 gota de Solución alcohólica al 10% de eosina 2. Deja reposar 3 minutos y se observa al microscopio, las fibras se observe las fibras digeridas y no digeridas. EXAMEN QUÍMICO Material: • Vaso p.p 250 ml • Varillas de vidrio • Tubos de ensaye de 13 x 100 • Pipetas pasteur y graduadas • Gradilla • Estufa de incubación PH 1. Recoga una pequeña porción de heces con la punta de un aplicador de madera. 2. Aplique una extensión delgada sobre la tira de papel de pH. 3. Espere unos segundos hasta ver cambios de coloración. DETERMINACIÓN DE PIGMENTOS BILIARES 1. Coloque en un tubo de ensaye 10 ml de dilución fecal al 10% 2. Añada 8 gotas de sublimado acético Deje reposar la muestra entre 1 y 24 hrs y observe la colocación del sedimento. Sublimado rosa: indica la presencia de estercobilina Sublimado verde: indica la presencia de biliverdina Sublimado blanco: no hay presencia de pigmentos biliares en la luz intestinal. INVESTIGACIÓN DE SANGRE OCULTA PBA DE PIRAMIDON 1. Colocar una sobre papel filtro una porción de heces y derramar sobre las heces 2 gotas de solución de piramidón al 5% 2. Añadir 2 gotas de agua oxigenada 3. La reacción es positiva si aparece una coloración, azul violenta o rojiza si existe sangre escasa en las heces. ELABORO: 24 Q.C FACUNDO DURAN MARTINEZ Q.C EFREN MORALES PUGA Q.C WILLIANS SANCHEZ RODRIGUEZ

MANUAL DE CONTROL DE CALIDAD DE PARASITOLOGIA Y UROANALISIS INVESTIGACIÓN DE SUSTANCIAS PROTEICAS 1. Prepara una dilución fecal al 3% 2. Rotular 4 tubos de ensaye como A, B, C, y D. En cada tubo colocar 15 ml de dilución fecal 3. Al tubo A añadir una gota de amoniaco y 2 ml de solución diluida de ácido acético al 2.5% 4. Al tubo B 2 ml de ácido tricloroacetico al 40% 5. Al tubo C 2 ml de solución de bicloruro de mercurio saturado 6. Al tubo D 2 ml de reactivo de folin 7. Tapar los tubos y dejar reposar de 6 a 3 horas a temperatura ambiente. INTERPRETACIÓN En el tubo A se investiga mucina En el tubo B las proteínas sin digerir En el tubo C las proteínas débilmente desgradadas En el tubo D todas las proteínas anteriores más albuminosas y peptonas

AMIBA EN FRESCO 1. Tome una pequeña porción de muestra fecal y agréguela en un tubo de ensaye con solución salina y mezcle. 2. Incube durante 20 a 30 minutos a 37°C 3. Prepare un frotis de la suspensión y observe a 10 x y 40 x para la búsqueda de trofozoitos y quistes de Entamoeba hystolitica 4. Anote resultados , la fase o estadio en que se observo el parásito.

CITOLOGIA DE MOCO FECAL 1. Se toma una pequeña porción de moco presente en la muestra o materia fecal, se realiza un extendido en el portaobjetos. 2. Se seca y se tiñe con la tinción de wrigth: 8 minutos con wright y 6 con buffer 3. Se observa al microscopio en objetivo de 100 X y se realiza un recuento de 100 células mononucleares y polimorfonucleares. ELABORO: Q.C FACUNDO DURAN MARTINEZ Q.C EFREN MORALES PUGA Q.C WILLIANS SANCHEZ RODRIGUEZ

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AREA DE UROLOGÍA EXAMEN GENERAL DE ORINA EXAMEN FISICO 1. Anote las características físicas de orina EXAMEN QUÍMICO 1. Mezcle previamente la orina sin centrifugar y coloque una porción de la muestra en un tubo de ensaye de 13 x 100. 2. Tome una tira reactiva y sumergala brevemente, recoga lateralmente el exceso de orina del borde del tubo y mantenga en posición horizontal y compara lo y realice lectura 3. Si se cuenta con el lector de tiras reactivas 4. y seque en un papel absorbente * Es importante no tocar la zona de pruebas de las tiras reactivas con los dedos y no usarlas en presencia de ácidos volátiles o vapores alcalinos, es importante sumergir la tira reactiva en la orina no mas de 1 segundo. EXAMEN MICROSCOPICO DEL SEDIMENTO 1. En un tubo de ensaye de 13 x 100 colocar una muestra de orina, mezcle bien y centrifugue a 2500 rpm durante 5 minutos. 2. Decantar el sobrenadante en otro tubo. 3. Poner una gota de sedimento sobre un portaobjetos y colocar un cubreobjetos 4. Haga la observación al microscopio a bajo y alto aumento a 40x. PROTEINA DE Bence-jones 1. Se colocan vario mililitros de orina centrifugada en un tubo de ensaye y se acidifica hasta un pH 5-5.5 con ácido acético glacial al 10% 2. Calienta en baño maría durante 15 minutos a 56°C, si se forma un precipitado es indicativo de proteína de bence jones Resultados falsos +: ELABORO: Q.C FACUNDO DURAN MARTINEZ Q.C EFREN MORALES PUGA Q.C WILLIANS SANCHEZ RODRIGUEZ

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MANUAL DE CONTROL DE CALIDAD DE PARASITOLOGIA Y UROANALISIS Un precipitado muy cargado de proteínas de vence jones a 56°C puede no volverse a ser calentado a 100°C, de modo que el procedimiento en caso debera repetirse diluyendo la orina CONTROL EN EL ANÁLISIS DE ORINA Es importante llevar a cabo un controles de orina que se deben verificar las pruebas con las tiras reactivas o todos los procedimientos químicos cualitativos,. Existen diversos tipos de controles comerciales disponibles para la verificación de las pruebas con tiras reactivas, siempre que se realicen pruebas cualitativas deben llevarse a cabo con controles + y -. Las muestras positivas para estos procedimientos pueden ser muestras urdidas o muestras conservadas de orinas conocidas como +. Es importante llevar en el área analítica un control en: Los procedimientos manuales se debe dar una descripción detallada de cada uno, señalar las pruebas confirmatorias que deben usarse para los resultados positivos y describir controles que se usaran para la prueba. Deben llevarse a cabo controles + y – por lo menos una vez con cada cambio, donde sea posible introducir muestras repetidas como controles secretos y registrar los resultados de los controles y averiguar si estamos ante una situación sin control de calidad.

SEGURIDAD EN EL LABORATORIO. Es importante que el personal de laboratorio cumpla con los siguientes requisitos: Usar bata, guantes, protección de la cara con uso de mascarillas o googles para uso de material toxico o y infeccioso. No fumar en el laboratorio , ni en ningún otro lugar que ponga en peligro la seguridad. Es importante que los artículos personales deberán ser guardados en armarios y no introducirlos al laboratorio y no ingerir alimento y almacenarlos en refrigeradores donde se guarde material biológico infeccioso.

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MANUAL DE CONTROL DE CALIDAD DE PARASITOLOGIA Y UROANALISIS No utilizar material de vidrio dañado, para pipetear sustancias químicas debe succionarse con aspiradores manuales o con pipetas con perilla de goma. Contar con una regadera en caso de contacto con alguna sustancia o quemaduras.

ELIMINACIÓN DE RESIDUOS Todo residuo biológico infeccioso será desechado como marca la Norma oficial sobre los residuos biologicos infecciosos NOM 087 ECOL, desechos de basura, reactivos y material biológico.

FASE POST-ANALITICA CONFIRMACIÓN DE RESULTADOS Todos los resultados inesperados que requieran información, independientemente de si caen o fuera del intervalo de referencia, debera confirmarse por repeticiones de la medición de la muestra de orina.

VALORES DE REFERENCIA Los valores de referencia para el área de parasitología todos deberán ser :

Coproparasitoscopico Negativo Cualquier parásito encontrado deberá reportarse su fase o estadio ya sea quiste, trofozoito y huevo o gusano adulto Amiba en fresco: Negativo Citología de moco fecal: Negativo Raspado anal Negativo ELABORO: Q.C FACUNDO DURAN MARTINEZ Q.C EFREN MORALES PUGA Q.C WILLIANS SANCHEZ RODRIGUEZ

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COPROLOGÍA En el análisis coprológico: EXAMEN MACROSCÓPICO

VALOR NORMAL

Cantidad

100-200 g/día

Color

Marrón

Olor

Varía con el pH de la materia fecal y depende de la fermentación y putrefacción bacteriana.

Consistencia

Plástica, con frecuencia se observan fibras, cáscaras de vegetales y semillas, blanda y voluminosa si en la dieta abundan vegetales, pequeña y seca si la dieta abunda la carne.

Tamaño, forma

Formada

Sangre macroscópica

No

Moco

NO

Pus

No

Parásitos

No

EXAMEN MICROSCOPICO

VALORES DE REFERENCIA

Grasa

Incolora, grasa neutra(18%), cristales y jabones de ácido graso

Alimentos no digeridos, fibras de carne, almidón, tripsina.

Ninguno o escaso

Huevos y segmentos de parásitos

No

Levaduras

No

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MANUAL DE CONTROL DE CALIDAD DE PARASITOLOGIA Y UROANALISIS Leucocitos

No

EXAMEN QUIMICO

VALORES DE REFERENCIA

Agua

Hasta 75%

PH

Neutro o ligeramente alcalino 6.5-7.5

Sangre oculta

Negativa

Urobilinógeno

50-300 g / 24hrs

Porfirias

Uroporfirias de 10-40 mg / 24 hrs

Nitrógeno

< 2.5 g/24 hrs

Bilis

Negativa en adultos, positiva en niños

Tripsina

20-950 unidades / g escasa en adultos, mayor cantidad en niños sanos

Osmolidad, utilizada con la osmolidad sérica para calcular el intervalo osmótico

200-250 mOms

Sodio

5.8-9.8 meq/24 hrs

Cloro

2.5-3.9 meq/24 hrs

Potasio

15.7-20.7 meq / 24 hrs

Lípidos

0-6 g /24 hrs

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MANUAL DE CONTROL DE CALIDAD DE PARASITOLOGIA Y UROANALISIS

Los valores de referencia en el área de urología deberán ser los siguientes: EXAMEN FÍSICO COLOR

Amarillo pálido a ámbar

ASPECTO

Transparente

DENSIDAD

1.010 –1.030

VOLUMEN

800-2500 ml

COLOR

Amarillo ambar

OLOR

Amoniacal

EXAMEN QUÍMICO

PH

5-8

Glucosa

Negativo

Proteínas

Negativo

Bilirrubinas

Negativo

Cuerpos cetónicos

Negativo

Urobilinógeno

0.2 UE/dl

Hemoglobina

Negativo

Nitritos

Negativo

EXAMEN MICROSCOPICO ELABORO: Q.C FACUNDO DURAN MARTINEZ Q.C EFREN MORALES PUGA Q.C WILLIANS SANCHEZ RODRIGUEZ

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LEUCOCITOS

0-2 por campo

ERITROCITOS

0-2 por campo

CILINDROS

No se observan o son escasos

CRISTALES

CÉLULAS EPITELIALES

No se observan o son escasos y algunos son normales 0-2 P/C

OTRAS PRUEBAS: Proteína de bencene jones: Negativa

INFORME El informe de resultados para estas dos áreas debe conformarse por estos requisitos: Identificación completa de laboratorio Nombre del paciente Numero de identificación del paciente Numero de identificación de la muestra Sexo Edad Localidad del paciente Fecha y hora de solicitud y obtención de la muestra Nombre del medico solicitante ELABORO: Q.C FACUNDO DURAN MARTINEZ Q.C EFREN MORALES PUGA Q.C WILLIANS SANCHEZ RODRIGUEZ

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MANUAL DE CONTROL DE CALIDAD DE PARASITOLOGIA Y UROANALISIS Nombre de la prueba solicitada Valor numérico Unidades de la prueba medible Valores de referencia Firma dela persona responsable Observaciones Por ultimo se llevara a cabo la entrega de resultado a la persona solicitante o al medico

Referencias: 1. Castillo M.L., Fonseca M.E , Mejoría continua de la calidad, editorial médica panamericana 1998. 2. Fisbach, Manual DE Pruebas diagnosticas, quinta edición 1997, editorial Mc Graw Hill 3. Graff, Atlas de análisis de orina, primera reimpresión 1987, editorial medica panamericana. 4. Tay , Gutierrez, Parasitología medica, editorial Méndez editores, 1999.

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