Manual Ctv May2009

INSTITUTO TECNOLÓGICO SUPERIOR DE MISANTLA Fecha de Efectividad: 05 de Febrero de 2009 Copia No. Código:

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Manual de Prácticas De Técnicas de Cultivos Vegetales.

Puesto Nombre y Firma R00/11/04

Elaboró: Docente

Revisó: Docente

Autorizó: Jefatura Académica de IBQ

Lic. Leoncio Laiz Trujillo

Ing. Aracely Romano García.

Ing. Artacely Romano García F-CC-03

Prologo

El cultivo de tejidos vegetales o cultivo in vitro de tejidos vegetales, es una técnica de reproducción en condiciones totalmente asépticas, en la que a partir de un pequeño segmento inicial de tejido es posible regenerar en poco tiempo miles o millones de plantas genéticamente iguales a la planta madre, cuando a este tejido le es aplicado un estímulo por medio de variables físicas y químicas controladas en un medio de cultivo. A diferencia de las técnicas tradicionales de cultivo, esta poderosa herramienta permite la propagación de grandes volúmenes de plantas en menor tiempo; así como el manejo de las mismas en espacios reducidos. Por otro lado, la técnica es de gran utilidad en la obtención de plantas libres de patógenos; plantas homocigotas, en la producción de plantas en peligro de extinción, en estudios de ingeniería genética, etc. El enorme potencial que posee esta metodología ha propiciado que en los últimos 25 años se haya incrementado el número de laboratorios de cultivo de tejidos en el país para la producción comercial de plantas ornamentales y frutales al lo que ha motivado que algunos floricultores la estén utilizando como una alternativa viable en sus programas de producción.

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Introducción. Cultivo in vitro de árboles frutales o Multiplicación o reproducción de frutal in vitro

Cultivo in vitro El cultivo in vitro es un método de propagación de plantas de aplicación profesional, puesto que se realiza en laboratorio, en unas condiciones estériles y con unas instalaciones especiales. Un dato para dar una idea comercial es que en España había en 1.990 28 laboratorios dedicados a la producción de plantas por cultivo in vitro como negocio. El cultivo in vitro consiste en tomar un trocito de hoja, un embrión, una porción pequeñita de tallo (de 0,2 a 1 milímetro) o cualquier otra parte de una planta y ponerla a cultivar en un tubo de ensayo sobre un medio acuoso nutritivo. Lo fundamental es que se hace en unas condiciones muy controladas y totalmente estériles: utensilios, cámara de manipulación, etc., todo está desinfectado en autoclave. El cultivo in vitro es muy caro, entre otras cosas porque no se puede mecanizar. Sólo son rentables aquellos laboratorios muy grandes y con mucho mercado. La planta ya desarrollada en el cultivo in vitro necesita una primera aclimatación en el laboratorio; en el invernadero y después una segunda aclimatación en el campo. Los viveros grandes realizan ambas operaciones; otros sólo se encargan del primer paso.

Fase de aclimatación en invernadero Aplicaciones prácticas del cultivo in vitro: •

Propagación vegetativa. Esto es lo más práctico. Dos técnicas: Micropropagación de estaquillas

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- Organogénesis de callos

•

Producción

de

plantas

libres

de

2

virus

mediante

dos

técnicas:

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Cultivo de meristemos

•

- Micro injerto in vitro

•

Permite hacer germinar semillas que son muy difícil de hacer en condiciones normales. Ejemplo: algunas Orquídeas tienen en los campos unos parásitos obligados y en viveros no se pueden reproducir; se inoculan esos parásitos o in vitro.

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Eliminar la inhibición de germinación de las semillas. El cultivo in vitro es lo más eficaz porque tiene determinados inhibidores y algunos huesos de frutales no son capaces de germinar ya que no tiene desarrollado el embrión.

•

Prevención del aborto embrionario como resultado de incompatibilidad. Se da en cruces de interés científico o intergenéticos, sobre todo en plantas herbáceas. Los cruces incompatibles dan abortos.

•

Aplicación en mejora genética para obtener híbridos, para introducir material genético, etc.

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Acortar los ciclos de mejora genética. No hay que esperar que pase el periodo juvenil del árbol para ver resultados.

•

Producción de haploides. Cruzamientos o cultivo de polen (anteras).

•

Ventajas:

•

Obtención rápida de homocigotos.

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- Producción de híbridos (frutos puros).

Equipo necesario para el cultivo in vitro - Autoclave - Cámara de flujo laminar - Medio de cultivo - Planta - Cámara de cultivo - Autoclave

Es donde se "esteriliza" todo lo que vamos a utilizar: agua, algunos nutrientes, material, etc. No se pueden meter proteinas. Es como una olla a presión, pero de mayor tamaño, donde se controla la presión y la temperatura (hasta 120º). - Cámara de flujo laminar

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Es donde se realizan todas las manipulaciones con la planta. Es un habitáculo con un operario en un ambiente estéril. Se usan rayos ultravioletas para esterilizar el aire. - Medio de cultivo

Agua y nutrientes (hormonas) en un tubo de ensayo, que se tapa con un tapón. Dependiendo del material que se va a propagar, el tubo se pone vertical o un poco inclinado. - Planta

El material vegetal de partida puede ser del campo, pero esto conlleva un alto riesgo de enfermedades y contaminación, aunque se lave mucho y bien. Lo más corriente es utilizar brotes que crecen en condiciones controlada para que halla menos infecciones. - Cámara de cultivo

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La cámara de cultivo es una habitación de dimensiones muy variables, en la que se controlan las condiciones de luz, temperatura, humedad, variación día-noche, etc.. Condiciones del cultivo in vitro •

En la cámara de flujo laminar no puede entrar material contaminado. El problema más importante en todo el proceso del cultivo in vitro son las contaminaciones.

•

En el autoclave no se pueden meter determinadas sustancias, como vitaminas, antibióticos, ácido giberélico, sacarosa, encimas, extractos vegetales, etc., ni tampoco recipientes que no soporten altas temperaturas.

•

El vidrio ha de ser de muy buena calidad para que no suministre al medio sustancias contaminantes para la planta. Normalmente se prepara el medio y se filtra directamente. El problema es que se absorben en el filtro determinadas sustancias.

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Los reguladores de crecimiento (hormonas) son imprescindibles, ya que sin ellos no se puede hacer el medio de cultivo.

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El pH ideal es 6, pero puede oscilar entre 5,5 y 6,5.

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Se necesita agar y medio sólido 0,6-0,9%.

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El medio de cultivo realmente sólo tiene que llevar agua, fuente de energía (azúcares) y reguladores de crecimiento.

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El medio de cultivo es secreto, y se pueden tardar dos años en prepararlo.

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En la cámara de cultivo se aplican cantidades variables de luz (16-20 horas). También existen plantas que se desarrollan en la oscuridad. Las temperaturas también varían. Lo normal son 22-26ºC, aunque en ocasiones se exigen fríos de 4ºC y también 2830ºC para plantas tropicales.

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Igualmente, en el éxito de esta técnica de propagación también influyen determinadas características de la planta, como el tipo, genética e incluso el tipo de implante, parte más juvenil o más adulta.

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En cuanto a los recipientes, deben permitir el intercambio de gases, pero evitar la pérdida de agua, lo que provocaría un aumento de la concentración de sales, y por tanto la muerte de la planta. De ahí la importancia del cierre.

Subcultivos o replicado Cuando sembramos microestaquillas en cultivo in vitro, no nos interesa que se emitan raíces ni hojas, sino que se produzca una proliferación (crecimiento) para obtener nuevas microestaquillas. Son lo que se denominan subcultivos. No se pueden hacer infinitamente ya que se agota el material vegetal; tan sólo se hace 8-10 veces. Ocurre entonces lo siguiente: - El medio nutritivo se agota y se seca. - El material vegetal ocupa todo el tubo. - Se produce un cambio de olor en el medio (sustancias tóxicas). - El medio se hace líquido.

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Fases del cultivo de meristemos 1. Toma un ápice meristemático (0,2-1 mm). 2. Siembra en el medio del tubo. 3. Fase de proliferación: crecimiento de brotes. Subcultivos. 4. Fase de enraizamiento (cambiar el medio). 5. Primera fase de aclimatación. Es muy importante el que la planta pueda llegar o no al campo. Invernaderos, bolsas de plástico, bandejas de vidrio, etc.. 6. Segunda fase de aclimatación. Siempre en invernadero. 7. Plantación en el campo. Fases del cultivo de embriones Se utiliza mucho en manzano. 1. Se desinfecta el fruto en alcohol. Se flamea. 2. Se coge el embrión de la semilla. 3. Se inocula en el tubo. 4. A las 1-2 semanas, la planta está más o menos reconocible. 5. Se deja crecer y se pasa por las fases de aclimatación. Micropropagación

Se parte de una yema, de bráctea o axilar. Se empieza a desarrollar en el medio de cultivo. Entre la fase de proliferación y de enraizamiento hay muchos subcultivos (para obtener más plantas). El número de subcultivos depende del material vegetal. Ejemplo de micropropagación de Kiwi: - Se parte de un trozo de tallo. - Al cabo de 4 semanas se obtiene una yema y crece un brote. - En la fase de proliferación intentamos obtener gran cantidad de brotes. - Sacamos microestaquillas del primer brote, haciendo subcultivos cada 6-8 semanas hasta llenar el vidrio. - Al aumentar la concentración de auxinas se obtienen plantas enraizadas. - Puede hacerse de forma industrial y la fase de enraizamiento se hace en vivo. Cultivo de callo in vitro Se parte de un trozo de hoja o de tallo; bien de una planta madre de maceta o de una planta que viene de cultivo in vitro.

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El medio puede ser sólido o líquido. Se forma entonces una estructura de callo, de la que parten brotes, o también proembriones, que al unirse forman una estructura similar al embrión. A partir de entonces se desarrolla normalmente. Obtención de plantas haploides Normalmente se trabaja con la antera en su totalidad, no con granos de polen en particular. De una yema de flor se coge una antera antes de que se abra y se hace un cultivo; bien por embriogénesis u organogénesis. •

Embriogénesis: se forman células (poliembriones).

•

Organogénesis: se forma una estructura de callo que puede venir o bien de tejidos de la antera (diploide), o bien del grano de polen (haploide).

No se riega nunca por aspersión (riesgo de patógenos), siempre con regadera. Problemas en el cultivo in vitro

* Contaminación: es grave. * Vitrificación: es una reacción de las plantas que las hace adquirir apariencia de vidrio. La única solución es hacer un subcultivo de material sano, es decir, se saca y se cortan los trocitos que estén bien.

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INSTITUTO TECNOLÓGICO SUPERIOR DE MISANTLA Nombre de la Asignatura: Técnicas de cultivos Vegetales No. de Práctica: Nombre de la Práctica: Identificación de las partes de la planta 1 Carrera: Ingeniería Bioquímica Hoja:

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de 2

Objetivo: Identificación de las partes de la planta que se utilizaran para realizar las técnicas de cultivos vegetales. Material y equipo: Descripción Cantidad 1 1 1 1 1 1

Estuche de disección. Mesa de laboratorio. Hipoclorito de sodio al 5,3,1 %v/v. Solución de jabón al 1%. Cepillo o esponja suave Microscopio.

Procedimiento: 1.- Tomar la planta tratada con el fungicida durante dos a tres semanas anteriores en el invernadero. 2.- Lavar las plantas con la solución jabonosa. 3.- Limpiar el jabón con agua destilada haciendo varios lavados hasta quitar el exceso de jabón. 4.- Dejar reposar ahora los explantes en una solución de hipoclorito de sodio al 5 % y hacer los enjuagues pertinentes. 5.- Hacer los cortes a la planta y revisar las partes en el microscopio y anotar tus observaciones. 7.- Colocar los explanes identificados dentro de un tubo con agua destilada estéril. 8.- Dejar reposar los tubos en presencia de luz para observar comportamiento durante tres días.

Nota: en caso de presentar contaminación en la siembra; desechar los tubos con los ex plantes y volver a tratar con diferentes concentraciones de las soluciones para desinfección. Buscar otras técnicas en publicaciones con otros métodos de desinfección de la planta. Ya que recuerda que cada planta tiene su propia colonización de microorganismos. Reporte de práctica: Selecciones la(s) opciones a solicitar Introducción. Marco Teórico. Desarrollo de la Práctica. Resultados. Conclusiones y recomendaciones. Bibliografía. Anexos.

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INSTITUTO TECNOLÓGICO SUPERIOR DE MISANTLA Nombre de la Asignatura: Técnicas de cultivos Vegetales No. de Práctica: Nombre de la Práctica: Identificación de las partes de la planta 1 Carrera: Ingeniería Bioquímica Hoja:

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INSTITUTO TECNOLÓGICO SUPERIOR DE MISANTLA Nombre de la Asignatura: Técnicas de cultivos Vegetales No. de Práctica: Nombre de la Práctica: Preparación de las partes de la planta 2 Carrera: Ingeniería Bioquímica Hoja:

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de

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Objetivo: Preparación de las partes de la planta que se utilizaran para realizar las técnicas de cultivos vegetales. (limpieza de la planta). Material y equipo: Descripción Cantidad 1 1 1 1 1 1

Estuche de disección. Mesa de laboratorio. Hipoclorito de sodio 5, 3, 1 %. Solución de jabón 10%. Cepillo o esponja suave Microscopio.

Procedimiento: 1.- Tomar la planta tratada con el fungicida durante dos a tres semanas anteriores. 2.- Lavar las plantas con la solución jabonosa. 3.- Limpiar el jabón con agua destilada haciendo varios lavados hasta quitar el exceso de jabón. 4.- Deje reposar ahora los explanes en una solución de hipoclorito de sodio al 5 %v/v. y hacer los enjuagues pertinentes. 5.- Rociar sobre la planta una solución de fenol al 1% para eliminar hongos y deje reposar por un periodo corto este puede variar de 2 a 10 min. Y enjuague la planta con varios lavados de agua destilada. 6.- Hacer los cortes a la planta y revisar las partes en el microscopio y anotar tus observaciones. 7.- Colocar los explanes identificados dentro de un tubo con agua destilada estéril. 8.- Dejar reposar los tubos en presencia de luz para observar comportamiento durante tres días. Parte 2.-Explante libre de Contaminación (Confirmación). 1.- Preparar el medio de cultivo suficiente para bacterias y hongos y esterilice en autoclave durante un lapso de tiempo de entre 15 y 45 min. dependiendo que tan llana este la autoclave con el material a utilizar para siembra. 2.- Tomar parte del liquido de los tubos que contienen el explánte y siémbrelos dentro de las cajas en diferentes medios (el medio puede ser para hongos o para bacterias). 3.- Deje en incubación y revise por dos o tres días.

Nota: En caso de presentar contaminación en la siembra; desechar los tubos con los ex plantes y volver a tratar con diferentes concentraciones de las soluciones para desinfección. Buscar otras técnicas en publicaciones con otros métodos de desinfección de la planta. Ya que recuerda que cada planta tiene su propia colonización de m.o. R00/02/08

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INSTITUTO TECNOLÓGICO SUPERIOR DE MISANTLA Nombre de la Asignatura: Técnicas de cultivos Vegetales No. de Práctica: Nombre de la Práctica: Preparación de las partes de la planta 2 Carrera: Ingeniería Bioquímica Hoja:

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Los antibióticos más utilizados están en el cuadro 1.1 en la siguiente pagina. Cabe mencionar que probablemente no se cuenten con estos en el laboratorio. Pero se podrían conseguir en una farmacia o droguería.

Reporte de práctica: Selecciones la(s) opciones a solicitar Introducción. Marco Teórico. Desarrollo de la Práctica. Resultados. Conclusiones y recomendaciones. Bibliografía. Anexos.

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INSTITUTO TECNOLÓGICO SUPERIOR DE MISANTLA Nombre de la Asignatura: Técnicas de cultivos Vegetales No. de Práctica: Nombre de la Práctica: 3 Medios de cultivo MS o WPM para cultivo de tejidos vegetales Carrera: Ingeniería Bioquímica Hoja: 1

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Objetivo: Preparar los medios de cultivo a utilizar en cultivo de tejidos vegetales. Material y equipo: Descripción Cantidad 1 Matraz de laboratorio 1 Mesa de laboratorio. 1 Medio MS y sales minerales. 1 Autoclave. 1 Frascos estériles y/o tubos donde se sembrara el explante. 1 Estuche de disección. Procedimiento: 1.- Tomar el frasco del medio MS y leer las indicaciones para preparar 500 ml. 2. Disolver los macronutrientes en 100 ml de agua destilada estéril. (Esto puede requerir dos o tres gotas de HCl 5M.para mejorar o facilitar su dilución) 3. Añadir soluciones madre de nutrientes inorgánicos según indique la formula. 4. Añadir sólidos orgánicos y llevar a 500 ml. con agua destilada. 5.- Agitar para disolver aunado a ello adicione la cantidad de sacarosa aproximadamente 30 g/l. 6. Añadir la solución madre de vitaminas, a continuación, agregue las cantidades de las sustancias de crecimiento (Hormonas). Nota: Algunas hormonas no son Autoclave-hables, antes de adicionar las hormonas al medio de cultivo verificar si estas pueden o no meterse a la autoclave. 7. Ajustar la mezcla a un pH de 6,5 (± 0,3). 8. Añadir de 7.5 a 9 g Agar. 9. Mezclar la solución y hierba hasta que se disuelva el agar. El contenedor debe ser sellado con papel de aluminio para reducir la evaporación. 10. Añadir vidrio para hacer agua destilada hasta 1 litro. 11. Meter el medio preparado al Autoclave a 15 p.s.i. exactamente 15 minutos. 12. Vuelva el pH. Debe estar en el rango de pH 5,5-6,3. 13.- Esterilizar el material suficiente para hacer la siembra en frascos. 14- Una vez esterilizado el material y el medio en los frascos realizar el Notas: El medio es estable durante varias semanas en el refrigerador a bajas temperaturas 2-5º Guardar el medio asépticamente según sea necesario en contenedores estériles. Reporte de práctica: Selecciones la(s) opciones a solicitar Introducción. Marco Teórico. Desarrollo de la Práctica. Resultados. Conclusiones y recomendaciones. Bibliografía. Anexos.

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INSTITUTO TECNOLÓGICO SUPERIOR DE MISANTLA Nombre de la Asignatura: Técnicas de cultivos Vegetales No. de Práctica: Nombre de la Práctica: 4 Medios de cultivo a utilizar en cultivo de tejidos vegetales Carrera: Ingeniería Bioquímica Hoja:

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Objetivo: Preparar los medios de cultivo a utilizar en cultivo de tejidos vegetales. Material y equipo: Descripción Cantidad 1 Matraz de laboratorio 1 Mesa de laboratorio. 1 Medio MS y sales minerales. 1 Autoclave. 1 Frascos estériles y/o tubos donde se sembrara el explante. 1 Estuche de disección. Procedimiento: 1.- Tomar el frasco del medio MS y leer las indicaciones para preparar 500 ml. 2. Disolver los micronutrientes en 100 ml de agua destilada estéril. (Esto puede requerir dos o tres gotas de HCl 5M.) 3. Añadir soluciones madre de nutrientes inorgánicos. 4. Añadir sólidos orgánicos y llevar a 500 ml con agua destilada. 5.- Agitar para disolver. 6. Añadir la solución madre de vitaminas, a continuación, agregue las cantidades de las sustancias de crecimiento (Hormonas). Nota: Algunas hormonas no son Autoclave-hables. 7. Ajustar la mezcla a un pH de 6,5 (± 0,3). 8. Añadir 7,5-9 g de Agar. 9. Revuelva la mezcla hierba y se disuelva el agar. El contenedor debe ser sellado con papel de aluminio para reducir la evaporación. 10. Añadir vidrio para hacer agua destilada hasta 1 litro. 11. meter el medio al Autoclave a 15 p.s.i. exactamente 15 minutos. 12. Vuelva el pH. debe estar en el rango de pH 5,5-6,3 .. 13.- Esterilizar el material suficiente para hacer la siembra en frascos. 14- Una vez esterilizado el material y el medio en los frascos realizar la siembra de explantes. Notas: El medio es estable durante varias semanas en el refrigerador a bajas temperaturas 2-5º Dispensar el medio asépticamente según sea necesario en contenedores esteriles. En caso de no contar con el medio de cultivo en el laboratorio; preparar las soluciones a partir de los siguientes cuadros que contienen las formulaciones: 1 - PREPARACIÓN DE LA Murashige y SK00G BASAL MEDIO (EM) 2 - PREPARACIÓN DE LA SOLUCIÓN VGA * (VITAMINAS Y ÁCIDO GIBERÉLICO) 3 - PREPARACIÓN DE LA SOLUCIÓN DE VITAMINAS 4 - PREPARACIÓN DE LA SOLUCIÓN MADRE DE HORMONAS Ácido giberélico (AG3) 5.- PREPARACIÓN DE LAS SOLUCIONES PARA AJUSTAR EL PH

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INSTITUTO TECNOLÓGICO SUPERIOR DE MISANTLA Nombre de la Asignatura: Técnicas de cultivos Vegetales No. de Práctica: Nombre de la Práctica: 5 Medios de cultivo a utilizar en cultivo de tejidos vegetales Carrera: Ingeniería Bioquímica Hoja:

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1.- FORMULACION DEL MURASHIGE Y SK00G BASAL MEDIO (EM) Preparación de soluciones: Solución Stock A: 1.- Pesar las siguientes cantidades:

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INSTITUTO TECNOLÓGICO SUPERIOR DE MISANTLA Nombre de la Asignatura: Técnicas de cultivos Vegetales No. de Práctica: Nombre de la Práctica: 5 Medios de cultivo a utilizar en cultivo de tejidos vegetales Carrera: Ingeniería Bioquímica Hoja: 3 de 5 2.- Disolver en 200 ml de agua destilada 3.- Guardar la solución en un frasco rotulado convenientemente en 400 CC. 4. Pesar 5 mg de los reactivos siguientes: CuSO4.5H2O O CoCL2.6H2 5.- Disolver en 10 ml de agua destilada. A 1 ml de la solución anterior y añadir 200 ml de agua. 6.- Guardar la solución en un frasco rotulado convenientemente a 400. Solución Stock B MgSO4 1.- Pesar de 3,7 g de MgSO4.7H2O y disolver en 100 ml de agua destilada. 2.- Guardar la solución en un frasco rotulado convenientemente a 4 ° C. Solucion Stock C: 1. Pesar 0,75 g de Na2EDTA. 2.- Disolver en caliente en 20 ml de agua destilada. Deje enfriar la solución. 3.-Pese 0,55 g de FeSO4.7H2O y disuelva en 20 ml de agua destilada 3. Mezclar las dos soluciones y llenar hasta 100 ml por adición de agua destilada Guarde la solución en un lugar oscuro, convenientemente etiquetados vial a 4 ° C. Solucion Stock D Vitaminas 1. Pesar los reactivos siguientes: Thyamine HCI 20mg Glycine 100mg 25 mg de ácido nicotínico Piridoxina HCI 25 mg 2.- Disolver en 500 ml de agua destilada. 3.- Revuelva bien y coloque la solución en viales de 20 ml y guardar en 0º. MS BASAL SOLUTION* Para 1 litro de medio basal de mezclar: 100 ml de solución madre A 10 ml de solución stock B 5 ml de solución stock C 10 ml de solución stock D 100 mg de lnositol Completar hasta 1 litro con agua destilada * Existencias A + B + C + D 2.- PREPARACIÓN DE LA SOLUCIÓN VGA * (VITAMINAS Y ÁCIDO GIBERÉLICO) 1.- Para 500 ml de mezcla VGA mesclar lo siguiente: Thyamine HC! 10mg Glicina 200 mg Ácido nicotínico 50mg Piridoxine HCI 50mg Ácido giberélico (Stock 1 000 ppm) en 10 ml 2.- Hacer esta solución hasta 500 ml con agua destilada

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INSTITUTO TECNOLÓGICO SUPERIOR DE MISANTLA Nombre de la Asignatura: Técnicas de cultivos Vegetales No. de Práctica: Nombre de la Práctica: 5 Medios de cultivo a utilizar en cultivo de tejidos vegetales Carrera: Ingeniería Bioquímica Hoja: 4

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3.- Distribuir esta solución en viales de 20 ml. Nota: Utilizar 5 MI / I * Esta solución antes se llamaba de DPM 3.- PREPARACIÓN DE LA SOLUCIÓN DE VITAMINAS 1.- Para preparar 500 ml de solución mezcla: Thyamine HCI10mg Glicina 200 mg Nicotínico acid50mg Piridoxine HOI50mg 2.- Aforar hasta 500 ml con agua destilada 3.- Distribuir esta solución en viales de 20 ml. Nota: Utilizar 5 MI / I. 4.- PREPARACIÓN DE LA SOLUCIÓN MADRE DE HORMONAS Ácido giberélico (AG3) La solución madre de ácido giberélico: I, 000 ppm 1. Pesar 1 g de ácido giberélico y disolver bien con algunas gotas de alcohol. 2.- Añadir 200 ml de agua destilada 2. Guardar en un frasco rotulado convenientemente a los 0 ° C. El ácido giberélico puede ser esterilizados junto con el medio de cultivo: sin embargo, la pérdida de alguna actividad también es posible. Nota: Un ml de concentrado de solución (1000 ppm) contiene 1 mg de ácido giberélico. NAFTALENACETIC ÁCIDO (NAA) Solución stock de NAA 1.000 ppm 1.- Pesar .2 g de NAA y disolver bien con algunas gotas de NaOH 1N. 2. Añadir 200 ml de agua destilada. 3.- Guárdelo en un frasco rotulado convenientemente a 0 ~ O. Nota: Un ml de la solución madre (1000 ppm) contiene 1 mg de NAA. BENCYLAMINOPURINE (BAP] La solución madre de BAP: 1.000 ppm 1. Pesar 0. 2 g BAP y disolver bien con algunas gotas de NaOH 1N. 2.- Añadir 200 ml de agua destilada. 3. Guardar en un frasco rotulado convenientemente a los 0 ° C. Nota: La esterilización de BAP puede hacerse junto con el medio de cultivo, sin embargo, la pérdida de alguna actividad es también posible. Un ml de la solución madre (1000 ppm) contiene 1 mg de BAP

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INSTITUTO TECNOLÓGICO SUPERIOR DE MISANTLA Nombre de la Asignatura: Técnicas de cultivos Vegetales No. de Práctica: Nombre de la Práctica: 5 Medios de cultivo a utilizar en cultivo de tejidos vegetales Carrera: Ingeniería Bioquímica Hoja:

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INDOLEACETIC ÁCIDO (AIA) Solución madre de la AIA: 1.000 ppm 1. Pesar 0,2 mg de la AIA y disolver bien con algunas gotas de alcohol. 2.- Añadir 200 ml de agua destilada. 3. Guárdelo en un frasco rotulado convenientemente a los 0 ° C. Nota: Esterilización por filtración se recomienda. Un ml de solución madre (1000 ppm) contiene 1 mg de la AIA. KINETINE (KIN) La solución madre de KIN: 1.000 ppm 1. Pesar 0,2 g KIN y disolver bien con algunas gotas de NaOH 1N. 2.-Añadir 200 ml de agua destilada. 3. Guardar en un frasco rotulado convenientemente a los 0 ° C. Nota:KIN pueden ser esterilizados junto con el medio de cultivo, sin embargo, la pérdida de su actividad es también posible. Un ml de la solución madre (1000 ppm) contiene 1 mg de KIN. 2, 4-D La solución madre de 2,4-D: 1.000 ppm 1. Pesar 0,2 g de 2,4-D y disolver bien con algunas gotas de alcohol. 2.- Añadir 200 ml de agua destilada. 3.- Mantenga en un vial convenientemente etiquetados a 0 ° C. Nota: 2,4-0 pueden ser esterilizados junto con el medio de cultivo, sin embargo, una pérdida de su actividad es también posible. Un ml de la solución madre (1 000 ppm) contiene 1 mg de 2,4-0. 5.- PREPARACIÓN DE LAS SOLUCIONES PARA AJUSTAR EL PH Solución para reducir el pH - Ácido clorhídrico (HCI) EN 1. Vierta 91,4 ml de agua destilada en un vaso de precipitados (Use una máscara y guantes para protegerse de los vapores de ácido). 2 Con una pipeta tomar 8,8 ml de ácido clorhídrico (concentrado comercial, 36. 5-38.00 / o]. ADVERTENCIA: No respirar al tomar el ácido. Use una pipeta de goma-bombilla. 3. Homogeneizar y conservar en un frasco de boca amplia, cerrado ya temperatura ambiente. Solución para el pH básico con hidróxido de potasio (KOH) 1. Introducir 50 ml de agua destilada en un vaso 2. Añadir 5,6 g de KOH y disolver bien. 3. Llevar a 1 00 ml con agua destilada Manténgalo en un circuito cerrado de amplia boca del vial a temperatura ambiente. Utilización Según el pH del medio, agregue la solución gota a gota hasta que el pH se alcanza.

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INSTITUTO TECNOLÓGICO SUPERIOR DE MISANTLA Nombre de la Asignatura: Técnicas de cultivos Vegetales No. de Práctica: Nombre de la Práctica: 6 Medios de cultivo para plantas. Carrera: Ingeniería Bioquímica Hoja:

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Objetivo: Preparar los medios de cultivo para plantas en cultivo de tejidos vegetales. Material y equipo: Descripción Cantidad 1 1 1 1 1 1

Matraz de laboratorio Mesa de laboratorio. Medio MS y sales minerales. Autoclave. Frascos estériles y/o tubos donde se sembrara el explante. Estuche de disección.

Procedimiento: Parte 1 Preparar el medio: • 1 sobre de Murashige y Skoog basal con un mínimo de sales orgánicas medio (MS). Si desea hacer su propio medio de cultivo, el uso dado a la receta el final de esta hoja de trabajo. • 1 L de agua destilada • 6 g de agar • 1,5 L o 2 L recipiente para preparar el medio de cultivo. • Tubos de policarbonato con tapas de rosca o en su defecto frascos de Gerber. Parte 1 Preparación de tubos esterilizados de medio de cultivo Esto hará que un 1 L de medio de cultivo, que es suficiente para preparar unos 100 tubos de cultivo. 1.- MS disolver la mezcla en unos 800 ml de agua destilada, agitando el agua continuamente. 2.- Pesar 6 g de agar y añadirlo a la solución MS. 3.- Calentar la solución suavemente mientras revolviendo hasta que todo el agar se haya disuelto. 4.- Añadir más agua destilada para que el total de volumen de hasta 1 L. 5.- Verter en caliente el medio en tubos o frascos de policarbonato a una profundidad de unos 15 mm. 4. Colocar los tubos (con tapas sentado en los tubos, pero no reforzado) en una olla a presión y esterilizar durante 20 minutos. Enfriar la olla a presión, a continuación, quite los tubos y apretar las tapas. Parte 2 Siembra de esquejes. Su material vegetal debe ser esterilizado para eliminar cualquier bacteria o esporas de hongos. El proceso de esterilización se hace para matar a todos los microorganismos, pero que no afectará negativamente a la materia vegetal. 1. Cortar la planta o parte de la planta en pequeños tramos de 1 cm de diámetro. Si se utiliza una hoja hacer cortes de la hoja , cortar los brotes de .5-.7 cm de longitud. Nota: En caso de que la planta ya haya sido tratada asépticamente antes, omita el paso 2.

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INSTITUTO TECNOLÓGICO SUPERIOR DE MISANTLA Nombre de la Asignatura: Técnicas de cultivos Vegetales No. de Práctica: Nombre de la Práctica: 6 Medios de cultivo para plantas leñosas Carrera: Ingeniería Bioquímica Hoja: 2 de 2. Lavar el material vegetal en detergente mezclado con agua durante unos 20 minutos.

5

Nota: Si en material vegetal es peludo, como tallos de plantas de matorral, con un cepillo suave limpie para ayudar a eliminar los hongos etc detergente ayudará a humedecer el material y eliminar las burbujas de aire que pueden ser atrapados entre los diminutos pelos de una planta. 3.- Transferir la planta de lavado de material a la solución de esterilización. 4.- Agitar la mezcla durante 1 minuto y dejar en remojo durante 20 minutos 5.- Colocar en el recipiente de esterilización el material vegetal, los contenedores de agua estéril, las pinzas y cuchillas esterilizadas, toalla de papel para uso como limpieza de superficie. 6.- Colocar el material vegetal en un recipiente de agua esterilizada y lavar a fondo. Repita el proceso de lavado en otro recipiente de agua estéril (en sugerir algunos métodos menos 3 lavados con agua estéril). 7.- Tener preparado una sección de material vegetal en lugar estéril y pinzas en el medio en el tubo de policarbonato. 8.- Sembrar las piezas deben estar parcialmente sumergidas en el medio, botón floral mirando hacia arriba. 9.- Colocar la tapa herméticamente en el tubo. 10.- Colocar la planta de tubos que contienen las secciones en un área de luz del aula, lejos de la luz directa del sol, por ejemplo, bajo una luz fluorescente. Nuevos brotes deben desarrollar dentro de 2 semanas, y debe estar muy avanzada en 3-4 semanas. Nota: Las raíces pueden aparecer dentro de 6 semanas en la coliflor. Rosas y otras plantas pueden haber crecido con éxito utilizando técnicas de cultivo de tejidos. Sin embargo, una vez que los brotes han desarrollados tendrán que ser colocados en la base del brote en una solución con hormonas para estimular el crecimiento y el desarrollo de la raíz.

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INSTITUTO TECNOLÓGICO SUPERIOR DE MISANTLA Nombre de la Asignatura: Técnicas de cultivos Vegetales No. de Práctica: Nombre de la Práctica: 6 Medios de cultivo para plantas leñosas Carrera: Ingeniería Bioquímica Hoja:

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3

de

5

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INSTITUTO TECNOLÓGICO SUPERIOR DE MISANTLA Nombre de la Asignatura: Técnicas de cultivos Vegetales No. de Práctica: Nombre de la Práctica: 6 Medios de cultivo para plantas leñosas Carrera: Ingeniería Bioquímica Hoja:

4

de

5

Nota: El medio es estable durante varias semanas en el refrigerador a bajas temperaturas 2-5º Mantener el medio asépticamente según sea necesario en contenedores esteriles.

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INSTITUTO TECNOLÓGICO SUPERIOR DE MISANTLA Nombre de la Asignatura: Técnicas de cultivos Vegetales No. de Práctica: Nombre de la Práctica: 6 Medios de cultivo para plantas leñosas Carrera: Ingeniería Bioquímica Hoja:

5

de

5

Lloyd and McCown (WPM) Inorganic Salt Formulation Macronutrients (mg/l)

Micronutrients (mg/l)

Ammonium nitrate (NH4NO3)

400mg/l

Boric Acid (H3BO3)

6.2mg/l

Calcium chloride (CaCl2*2H2O)

96mg/l

Na2EDTA*2H2Oa

37.2mg/lb

Magnesium sulfate (MgSO4*7H2O)

370mg/l

Cupric Sulfate (CuSO4*5H2O)

0.25mg/l

Potassium sulfate (K2SO4)

990mg/l

Ferrous sulfate (FeSO4*7H2O)

27.8mg/l

Potassium phospate (KH2PO4)

170mg/l

Manganese sulfate(MnSO4*4H2O)c

22.3mg/l

Calcium nitrate (Ca(NO3)2*4H2O

556mg/l

Zinc Sulfate (ZnSO4*7H2O)

8.6mg/l

Sodium molybdate (Na2MoO4*2H2O)

0.25mg/l

Lloyd and McCown (WPM) Common Organic Additives myo-Inositol

100mg/l

Nicotinic Acid

0.5mg/l

Pyridoxine*HCl

0.5mg/l

Thiamine *HCl

1.0mg/l

Glycine

2.0mg/l

Agar

6.0g/l

Sucrose

20g/l

a= Originally printed as Na2EDTA b= Originally printed as 37.3 mg/l anhydrous form c= Originally printed as MnSO4*H2O Lloyd, G. and McCown,B. 1980 Combined Proceedings of the International Plant Propagators Society. 30:421-427. Owen H.R. and Miller A.R. 1992. An examination and correction of plant tissue culture basal medium formulations. Plant Cell, Tissue and Organ Culture 28: 147-150. Media Recipe Database | Plant Tissue Culture Network | Media Information Page Reporte de práctica: Selecciones la(s) opciones a solicitar Introducción. Marco Teórico. Desarrollo de la Práctica. Resultados. Conclusiones y recomendaciones. Bibliografía. R00/02/08

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INSTITUTO TECNOLÓGICO SUPERIOR DE MISANTLA Nombre de la Asignatura: Técnicas de cultivos Vegetales No. de Práctica: Nombre de la Práctica: Micro propagación de plantas 7 Carrera: Ingeniería Bioquímica Hoja:

1

de 2

Objetivo: Micro propagación de plantas in vitro Micropropagación Plántulas in vitro, que son libres de patógenos, se utilizan como material inicial para la patata y programas de semillas de camote. Los métodos utilizados en estos programas, principalmente micropropagación dependerá de su volumen de producción y la infraestructura disponible. En el caso de la patata micropropagación, los métodos han sido ya descritos (Dodds, 1985; Espinoza et al. 1992). Que se han verificado en muchas instituciones y que se basan en el rápido crecimiento de cada nodo de recortes, con múltiples tallos o esquejes de nodo. Después, la base se describen los métodos de micropropagación. Nodo A. micropropagación Este método se basa en el principio de que el nodo de una in vitro de plántulas en un medio de cultivo induce el desarrollo de las yemas axilares, lo que resulta en un nuevo in vitro de plántulas. Este tipo de propagación promueve el desarrollo de una preexistente estructura morfológica. La condición nutricional y hormonal del medio rompe la latencia de las yemas axilares y promueve su desarrollo rápido (Lizárraga et al. 1989). Formación de callo y regeneración de plantas se debe evitar porque tienden a afectar a la genética estabilidad del genotipo. En virtud de la sala de condiciones controladas micropropagación es rápida. Cada nodo plantado en una propagación producirá un medio de plántulas que ocupará toda la longitud del tubo de ensayo, después de aproximadamente cuatro semanas para la patata, y de seis semanas de camote. El resultado in vitro plántulas pueden ser trasplantadas a condiciones in vitro en pequeñas macetas en el invernadero. B. Micropropagación por esquejes de nodo en un medio líquido Esta técnica se aplica tanto con la papa y el camote para producir un gran número de nodos rápidamente. Tallo con 5 a 8 nodos son preparados por la eliminación de ambos y el ápice de la raíz in vitro de plantas para ser reproducido. Los tallos son colocados en los correspondientes propagación líquido medio (Espinoza et al., 1992: Lizárraga et al. 1989). También es posible utilizar los ganglios aislados: los nodos y las nuevas plántulas germinadas se desarrollarán durante un período de 3 a 4 semanas.

Material y equipo: Descripción Cantidad 1 1 1 1 1 1

Matraz de laboratorio Mesa de laboratorio. Medio MS y sales minerales. Autoclave. Frascos estériles y/o tubos donde se sembrara el explante. Estuche de disección.

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INSTITUTO TECNOLÓGICO SUPERIOR DE MISANTLA Nombre de la Asignatura: Técnicas de cultivos Vegetales No. de Práctica: Nombre de la Práctica: Micro propagación de plantas 7 Carrera: Ingeniería Bioquímica Hoja: Procedimiento:

2

de

2

1. Esterilizar placas de Petri (colocados en bolsas de papel) y preparar la cámara de flujo laminar por la desinfección de las superficies internas con el alcohol. 2.- Esterilizar los instrumentos con un instrumento esterilizador y colóquelos en un recipiente estéril. 3. Abrir el tubo, quitar la de plántulas y colóquelo sobre una placa de Petri con la ayuda de fórceps. 4. Quitar las hojas y cortar los nudos. 5. Abrir un tubo estéril que contiene frescos de mediano y lugar dentro de un nodo, tratando de hundir ligeramente en el medio con el botón arriba. Cerrar el tubo. 6. Sellar el tubo con un gas permeable cinta de plástico (o parafilm Saram recapitulación) y etiquetar correctamente. Nota: Se recomienda colocar dos explantes en 16 x 125 mm tubos, tres en 18 x 150 mm tubos, cinco en 25 x 150 mm tubos, magenta y 20-30 en los buques.

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INSTITUTO TECNOLÓGICO SUPERIOR DE MISANTLA Nombre de la Asignatura: Técnicas de cultivos Vegetales No. de Práctica: Nombre de la Práctica: Método para aislar protoplastos 8 Carrera: Ingeniería Bioquímica Hoja: 1 de 3 Objetivo: Utilizar un método para aislar un gran número de metabólicamente competente de protoplastos hojas de monocotiledóneas (gramíneas), dicotiledóneas (como la espinaca y la girasol), o de hipocotilo tejido (por ejemplo, Brassica napus). Material y equipo: Descripción Cantidad 1 1 1 1 1 1

Matraz de laboratorio Mesa de laboratorio. Medio MS y sales minerales. Autoclave. Frascos estériles y/o tubos donde se sembrara el explante. Estuche de disección.

Procedimiento: 1. Corte rodajas de hojas de monocotiledóneas y dicotiledóneas con las hojas de corte o con una cuchilla afilada en segmentos 0,5-1 mm de tamaño. En el caso de las dicotiledóneas, la epidermis se puede raspar fuera antes de cortar por el roce con una multa carborúndum polvo o con un pincel fino de nylon. 2. Suspender en 50 mL de sulucion de digestión (de 10-15 g de tejido vegetal), de acuerdo a la receta de solución A. 3. Incubar la hoja rodajas o en trozos de 19 cm de diámetro que contiene el plato digestión medio durante 3 horas a 25 ° C, cubierta con una película plástica. Es posible ser ventajoso para sustituir a la digestión medio a intervalos de 1 hora, como las enzimas pueden ser inactivadas por sustancias liberadas de roto células. 4. Después de la terminación de la digestión de incubación medio es cuidadosamente se extrae y se desecha. Por lo general, contiene muy pocos protoplastos. El tejido de la planta se lavan 3 veces agitando suavemente con 20 ml de lavado medio (Solución B). 5. Después de cada lavado, el tejido es recogida por colada a través de un colador de té (0,5-a 1mm de tamaño de poro) y la combinación de lavados luego se filtra a través de malla de nylon (100-200 mm de tamaño de poro) para eliminar tejido vascular y sin digerir el material. 6. Los protoplastos son recogidos por centrifugación durante 3 minutos a 500-1000 rpm y el sobrenadante es aspirado y puede desecharse. 7. Este crudo protoplasto preparación también contiene algunas células y cloroplastos y es importante purificar la protoplastos para eliminar estos contaminantes. Esto puede hacerse con soluciones de sacarosa y sorbitol de diferentes densidades. 8. El protoplasto es suavemente precipitado resuspendido en 40 ml de solución C, y esta suspensión se divide entre los dos 100-ml tubos de centrífuga. 9. Para cada tubo, agregue lentamente 5 ml de solución D y, a continuación, esta superposición con 5 ml de medio de lavado (Solución B) para hacer un 3-paso gradiente. 10. Centrifugar a 3000 rpm durante 5 minutos. 11. Los protoplastos ahora recoger como una banda en la interfaz entre el 2 arriba capas. Retirar cuidadosamente con una pipeta Pasteur. 12. Losl protoplastos deben ser examinados con un microscopio de luz para asegurar que la reparación es libre de células y cloroplastos. 13. Cuando una gran parte de protoplastos este en este sacarosa / sorbitol gradiente, la densidad

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INSTITUTO TECNOLÓGICO SUPERIOR DE MISANTLA Nombre de la Asignatura: Técnicas de cultivos Vegetales No. de Práctica: Nombre de la Práctica: Método para aislar Protoplastos 8 Carrera: Ingeniería Bioquímica Hoja: 2 de 3 de las 2 capas se puede aumentar mediante la adición de 5% -10% Dextrano (15000-20000 Señor) o el 10% -20% Ficoll para aumentar el porcentaje de protoplastos flotante. 14. Los Protoplastos purificados puede ser concentrarse al diluir con 10 mL de Solución B, y centrifugar a 1000 rpm por 3 minutos y luego la resuspenda el precipitado en una pequeña cantidad de medio agitando suavemente los tubos. 15. Los protoplastos son estables durante un máximo de 24 horas cuando se almacena en hielo. La actividad Fotosintética de los protoplastos puede ser determinada mediante la medición con un electrodo de oxígeno, siempre revolviendo rápido se evita el daño a los protoplatos, ya que de no hacerse asi se llega a romper algunos de los protoplastos. Un medio adecuado para aparece como Solución E.

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INSTITUTO TECNOLÓGICO SUPERIOR DE MISANTLA Nombre de la Asignatura: Técnicas de cultivos Vegetales No. de Práctica: Nombre de la Práctica: Método para aislar protoplastos 8 Carrera: Ingeniería Bioquímica Hoja:

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3

de

3

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Bibliografía

Abdelnour-Esquibel A;Escalant Jean V.(1994) Conceptos Básicos de Cultivo de Tejidos Vegetales. Alan Doyle & J. Bryan Griffiths. p.(1998);Cell and tissue culture : laboratory procedures in biotechnology I edited by cm. Includes bibliographical references and index. ISBN 0-471-98255-5 (alk. paper) 1. Cell culture-Laboratory manuals. 2. Tissue culture- Laboratory manuals. 1. Doyle, Alan. 11. Griffiths, J. B. ~P248,2S.C44C448 1998 Biotechnology Online School Resource (2008) For further information contact the Gene Technology Information Service on freecall Australia-wide 1800 631 276.© CSIRO 2008 Edwin F. George Merriott, Somerset, United Kingdom Michael A. Hall (2008)Plant Propagation by Tissue Culture 3rd Edition Volume 1. The Background Institute of Biological Sciences, University of Wales, Aberystwyth, and Geert-Jan De Klerk Plant Research International, Wageningen, The Netherlands Jeffrey W Pollard and John M Walker, 01990 by The Humana Press Methods in Molecular B&gy, vol. 6, P/ml Cell and ksue Cullure Edited Jennie P. Mather and Penelope E. Roberts. P(1998). Introduction to cell and tissue culture : theory and technique / cm.¡ª (Introductory cell and molecular biology techniques) Includes bibliographical references and index. ISBN 0-306-45859-4 Mineo, L. 1990. Plant tissue culture techniques. Pages 151-174, in Tested studies for laboratoryteaching. Volume 11. (C. A. Goldman, Editor). Proceedings of the Eleventh Workshop/Conference of the Association for Biology Laboratory Education (ABLE), 195 pages. S. Harisha.(2007) Biotechnology Procedures and Experiments Handbook. (2007)ISBN: 978-1-934015-11-7; Printed in Canada. Tonny Storr (2002); Plant Tissue Culture Sharnbrook upper School, Bedfor in association with uniliver PLC, Colworth House, Bebfroshire.SCSST 1985.

28

Anexos:

29

1

O

ur Plant Tissue Culture Tested basal salts and media have been formulated according to the references cited in their respective product listings. These basal salts and media are then manufactured and packaged in environmentally controlled facilities. Our biological testing ensures that each lot produces culture growth consistent with prior lots.

are provided in the Technical Information Section of this catalog and on our web site: www.phytotechlab.com.

B

asal Salt vs Medium... our definition

A “Basal Salt Mixture” contains macro- and micronutrients, but no vitamins, carbohydrates, or growth regulators. A “Basal Medium” contains the macro- and micronutrients, but is incomplete as it typically lacks an organic component: vitamins, carbohydrates, or growth regulators. A “Medium” typically is complete and requires no additional components (except gelling agent, if desired). A “Modified” Basal Salt, Basal Medium, or Medium indicates that one or more of the components varies in concentration or form from that originally published.

On the following pages are many popular basal salt and media formulas followed by Murashige and Skoog-based formulations. Vitamin listings and formulations complete this section. Please contact us with inquiries about larger package sizes or custom formulations. Instructions for basal salt, media, and vitamin preparation

Plant Tissue Culture Basal Salts and Media Product Number

Product Description

Product Notes

Package Size

A267

ANDERSON BASAL SALT MIXTURE Contains the macro- and micronutrients as described by Anderson (1978, 1980). Plant Tissue Culture Tested

Storage Temp Soluble In

2-6° C Water

1L 10 L 50 L

B144

BANANA AGS BASAL MEDIUM Contains the macro- and micronutrients, vitamins, and plant growth regulators required to culture bananas. Plant Tissue Culture Tested

Storage Temp Soluble In

2-6° C Water

1L 10 L 50 L

M462

Musa (Banana) Medium: See MS-Based Plant Specific Medium Section

C206

CAPE SUNDEW/ VENUS FLY TRAP MULTIPLICATION BASAL MEDIUM Contains the macro- and micronutrients, vitamins, and plant growth regulators required for the multiplication of carnivorous plants. Plant Tissue Culture Tested

Storage Temp Soluble In

2-6° C Water

1L 10 L 50 L

C216

CAPE SUNDEW/ VENUS FLY TRAP PRETRANSPLANT BASAL MEDIUM Contains the macro- and micronutrients, vitamins, and plant growth regulators required for the growth of carnivorous plants. Plant Tissue Culture Tested

Storage Temp Soluble In

2-6° C Water

1L 10 L 50 L

C212

CARROT CALLUS INITIATION BASAL MEDIUM Contains the macro- and micronutrients, vitamins, and plant growth regulators required to initiate carrot callus from pith tissue. Plant Tissue Culture Tested

Storage Temp Soluble In

2-6° C Water

1L 10 L 50 L

C222

CARROT SHOOT DEVELOPMENT BASAL MEDIUM Contains the macro- and micronutrients, vitamins, and plant growth regulators required to initiate shoots from carrot callus. Plant Tissue Culture Tested

Storage Temp Soluble In

2-6° C Water

1L 10 L 50 L

C287

CHEE & POOL C2d VITIS BASAL MEDIUM Contains the macro- and micronutrients as described by Chee & Pool (1987). Plant Tissue Culture Tested

Storage Temp Soluble In

2-6° C Water

1L 10 L 50 L

C167

CHU N6 BASAL MEDIUM w/ VITAMINS Contains the macro- and micronutrients, and vitamins as described by Chu (1975). Plant Tissue Culture Tested

Storage Temp Soluble In

2-6° C Water

1L 10 L 50 L

C416

CHU N6 BASAL SALT MIXTURE Contains the macro- and micronutrients as described by Chu (1975). Plant Tissue Culture Tested

Storage Temp Soluble In

2-6° C Water

1L 10 L 50 L

C149

CHU N6 VITAMIN SOLUTION (1000x) See Vitamin Section (following the MS-based media section)

D146

DCR BASAL SALT MIXTURE Contains macro- and micronutrients as described by Gupta & Durzan (1985). Plant Tissue Culture Tested

Storage Temp Soluble In

2-6° C Water

1L 10 L 50 L

30

Cape Sundew/Venus Fly Trap Multip. Basal Medium

Cape Sundew/ Venus Fly Trap Pretransplant Basal Medium

Carrot Callus Initiation Basal Medium

Carrot Shoot Development Basal Medium

Chee & Pool C2d Vitis Basal Medium

Chu N6 Basal Medium w/ Vitamins

Chu N6 Basal Salt Mixture

DCR Basal Salt Mixture

COMPONENT

Banana AGS Basal Medium

All components expressed in mg/L

Anderson Basal Salt Mixture

2

A267

B144

C206

C216

C212

C222

C287

C167

C416

D146

400

1650

400

825 134

134

6.2

6.2

6.2

3.1

3

3

332.2

333

332.2

166.5

113.24

113.24

Aluminum Chloride•6H2O Ammonium Nitrate

1650

400

Ammonium Phosphate, Monobasic Ammonium Sulfate Boric Acid Calcium Chloride, Anhydrous Calcium Nitrate

463 6.2

463

1.6

1.6

6.2

125.33

125.33

64.14

492.3

386.31 0.025

Cobalt Chloride•6H2O

0.025

0.025

0.025

0.0125

0.025

0.025

0.025

Cupric Sulfate•5H2O

0.025

0.025

0.025

0.0125

0.025

0.025

0.025

Na2EDTA•2H2O

74.5

37.26

37.26

37.3

37.25

37.25

37.3

27.8

27.8

27.8

27.85

27.85

27.8

122.09

122.09

180.6

90.37

90.37

180.7

3.3

3.3

22.3

74.5

0.25

Ferric Chloride 36.7

Ferric Sodium EDTA

18.35

Ferrous Sulfate•7H2O

55.7

55.7

Magnesium Sulfate, Anhydrous

180.7

181

180.7

Manganese Sulfate•H2O

16.9

16.9

16.9

8.45

10

10

0.845

Molybdic Acid (Sodium Salt)•2H2O

0.25

0.25

0.25

0.125

0.25

0.25

0.25

90.5

Manganese Chloride•4H2O 0.25

Molybdenum Trioxide 0.025

Nickel Chloride•6H2O Nickel Sulfate•6H2O Potassium Chloride Potassium Iodide

0.3

0.83

Potassium Nitrate

480

1900

480

0.415

0.75

0.75

950

2500

2500

0.8

0.8

0.83

1900

2830

2830

340

170

400

400

170

8.6

1.5

1.5

8.6

1.64

Potassium Phosphate, Dibasic 170

Potassium Phosphate, Monobasic

85

Potassium Sulfate Sodium Nitrate Sodium Phosphate Monobasic

330.6

295

380

8.6

8.6

8.6

150

150

2

2

Sodium Sulfate Zinc Nitrate•6H2O Zinc Sulfate•7H2O

4.3

80

Adenine Hemisulfate

2

Glycine (Free Base) 1

2,4-Dichlorophenoxyacetic Acid 6-γ,γ-Dimethylallylaminopurine (2iP)

10

Indole-3-acetic Acid

1

1 0.2

Kinetin L(-)Malic Acid 100

100

10

Nicotinic Acid (Free Acid)

100

1

1

1

0.5

Pyridoxine•HCI

1

1

1

0.5

myo-Inositol

100

50

0.4

0.4

0.2

10

10

1

1

Grams of powder to prepare 1 liter

1.89

4.71

2.12

2.20

3.21

3.21

4.49

3.99

3.98

pH±0.5 at RT

3.7

5.7

3.5

4.3

3.0

4.0

4.0

4.0

4.1

Thiamine•HCI

NS = No Specification Established

4.0 rev 11/2005

31

3

Plant Tissue Culture Basal Salts and Media (continued) Product Number

Product Description

Product Notes

Package Size

D190

DKW BASAL SALT MIXTURE Contains the macro- and micronutrients as described by Driver & Kuniyuki (1984) and McGranahan, et al (1987).

Storage Temp Soluble In

2-6° C Water

1L 10 L 50 L

D191

DKW BASAL MEDIUM Contains 10 g/L Sucrose; without Vitamins Contains macro- and micronutrients as described by Driver & Kuniyuki (1984) and McGranahan, et al. (1987). Plant Tissue Culture Tested

Storage Temp Soluble In

2-6° C Water

1L 10 L 50 L

D189

DKW BASAL MEDIUM Contains 30 g/L Sucrose; without vitamins Contains macro- and micronutrients as described by Driver & Kuniyuki (1984) and McGranahan, et al. (1987). Plant Tissue Culture Tested

Storage Temp Soluble In

2-6° C Water

1L 10 L 50 L

E330

ERIKSSON VITAMIN SOLUTION (1000x) See Vitamin Section (following the MS-based media section)

G768

GAMBORG BASAL SALT MIXTURE Contains the macro- and micronutrients as described by Gamborg, et al. (1968). Plant Tissue Culture Tested

Storage Temp Soluble In

2-6° C Water

1L 10 L 50 L

G398

GAMBORG B-5 BASAL MEDIUM Contains the macro- and micronutrients, and vitamins as described by Gamborg, et al. (1968). Plant Tissue Culture Tested

Storage Temp Soluble In

2-6° C Water

1L 10 L 50 L

G359

GAMBORG (PRL-4-DM) LONG BASAL MEDIUM Contains the macro- and micronutrients, and vitamins as described by Gamborg, et al. (1966). Plant Tissue Culture Tested

Storage Temp Soluble In

2-6° C Water

1L 10 L 50 L

G249

GAMBORG VITAMIN POWDER (1000x) See Vitamin Section (following the MS-based media section)

G219

GAMBORG VITAMIN SOLUTION (1000x) See Vitamin Section (following the MS-based media section)

G371

GRESSHOFF & DOY BASAL MEDIUM Contains the macro- and micronutrients as described by Gresshoff & Doy (1974). Plant Tissue Culture Tested

Storage Temp Soluble In

2-6° C Water

1L 10 L 50 L

H393

HELLER BASAL SALT MIXTURE Contains the macro- and micronutrients as described by Heller (1953). Plant Tissue Culture Tested

Storage Temp Soluble In

2-6° C Water

1L 10 L 50 L

H396

HELLER/ WHITE MODIFIED BASAL SALT MIXTURE Contains the macro- and micronutrients as described by Heller (1953) and White (1963). Without Molybdenum Trioxide Plant Tissue Culture Tested

Storage Temp Soluble In

2-6° C Water

1L 10 L 50 L

H353

HOAGLAND MODIFIED BASAL SALT MIXTURE Contains Ferrous Sulfate Contains the macro- and micronutrients as described by Hoagland and Arnon (1938). Plant Tissue Culture Tested

Storage Temp Soluble In

2-6° C Water

1L 10 L 50 L

HOSTA Media See MS-Based Plant-Specific Media (following this section) K413

KAO & MICHAYLUK BASAL SALT MIXTURE Contains the macro- and micronutrients as described by Kao & Michayluk (1975). Plant Tissue Culture Tested

Storage Temp Soluble In

2-6° C Water

1L 10 L 50 L

K427

KAO & MICHAYLUK MODIFIED BASAL MEDIUM Contains the macro- and micronutrients, vitamins, and organic acids as described by Kao & Michayluk (1975). Plant Tissue Culture Tested

Storage Temp Soluble In

2-6° C Water

1L 10 L 50 L

K421

KAO & MICHAYLUK VITAMIN SOLUTION (100x) See Vitamin Section (following the MS-based media section) 32

G398

G359

G371

1416

Ammonium Nitrate Ammonium Phosphate, Monobasic Ammonium Sulfate

1416

1416

H396 0.03

K413

K427

600

600

115.03 134

200

4.8

4.8

4.8

3

3

3

Calcium Chloride, Anhydrous

112.5

112.5

112.5

113.24

113.24

113.24

Calcium Nitrate

1367

1367

1367 0.025

0.025

0.25

0.025

Cobalt Chloride•6H2O

0.3

1

1.24

2.86

56.7 241.2

Cupric Sulfate•5H2O

0.25

0.25

0.25

0.025

0.025

0.25

0.025

Na2EDTA•2H2O

45.4

45.4

45.4

37.26

37.26

186.0

37.25

0.03

3

3

453

453

300

656.4 0.025

0.025

0.03

0.08

0.025

0.025

3.35

37.26

37.26

2.5 240.76 1.81

27.85 146.55

27.85 146.55

1

Ferric Chloride 33.8 361.49

33.8 361.49

33.8 361.49

Manganese Sulfate•H2O

33.5

33.5

33.5

Molybdic Acid (Sodium Salt)•2H2O

0.39

0.39

0.39

27.8 122.09

27.8 122.09

139.0 122.09

27.85 17.099

122.1

25 351.63

10

10

0.25

0.25

132.0

1

0.0758

0.01

0.25

0.025

10

10

0.25

0.25

0.016

Molybdenum Trioxide 0.03

Nickel Chloride Nickel Sulfate•6H2O

H353

1000 134

Boric Acid

Ferrous Sulfate•7H2O Magnesium Sulfate, Anhydrous Manganese Chloride•4H2O

H393 0.0543

Kao & Michayluk Modified Basal Medium

Gresshoff & Doy Basal Medium

G768

Kao & Michayluk Basal Salt Mixture

Gamborg (PRL-4-DM) Long Basal Medium

D189

Hoagland Modified Basal Salt Mixture

Gamborg B-5 Basal Medium

D191

Heller/ White Modified Basal Salt Mixture

Gamborg Basal Salt Mixture

D190

Aluminum Chloride•6H2O

Heller Basal Salt Mixture

DKW Basal Medium w/ 30 g/L Sucrose

COMPONENT

DKW Basal Medium w/ 10 g/L Sucrose

All components expressed in mg/L

DKW Basal Salt Mixture

4

0.005

0.005

0.005 300

65

750

65

300

300

0.75

0.75

0.75

0.8

0.01

0.01

0.75

0.75

2500

2500

1000

1000

1900

1900

170

170

Potassium Chloride Potassium Iodide Potassium Nitrate Potassium Phosphate, Monobasic

265

265

265

Potassium Sulfate

1559

1559

1559

80

606.6

300 600

Sodium Nitrate 150

Sodium Phosphate Monobasic

150

90.0

108.75

16.5 200

Sodium Sulfate Zinc Nitrate•6H2O

0.03

17

17

17 2

Zinc Sulfate•7H2O

2

3

0.3

1

1

0.22

2

0.2

p-Aminobenzoic Acid L-Arginine (Free Base)

40

L-Ascorbic Acid

0.4

Asparagine

40 0.00025

D-Biotin D-Calcium Pantothenate

0.4

Choline Chloride

0.2

2 0.2

0.01 1 1 40

Citric Acid (Free Acid) Anhydrous

0.02

Cyancobalamin, Vit B12 0.015

Folic Acid

0.4 40

Fumaric Acid L-Glutamine

60

Glycine (Free Base)

20

4 40

L(-)-Maleic Acid 30.0

L-Methionine myo-Inositol

100

100

10

1

0.5

0.1

1

0.5

100 1

Nicotinamide Nicotinic Acid (Free Acid)

20

L-Phenylalanine Pyridoxine•HCI

0.1

1 20

Pyruvic Acid 0.015

Riboflavin 10,000

Sucrose

0.2

30,000 10

Thiamine•HCI

0.5

1

1

40

L-Tryptophan

0.01

Vitamin A

0.01

Vitamin D3 Grams of powder to prepare 1 liter

5.22

15.22

35.22

3.10

pH±0.5 at RT

4.3

4.0

4.1

4.0

NS = No Specification Established

2 0.02

3.21

33 4.0

3.64

2.71

1.64

1.04

1.63

3.65

3.9

NS

3.9

4.9

4.7

4.5

4.0

4.4

rev 11/2005

5 Product Number

Product Description

Product Notes

Package Size

L689

LINSMAIER & SKOOG BASAL MEDIUM This medium may be sold as Murashige & Skoog Medium with Minimal Organics (MSMO) by some media suppliers. Contains the macro- and micronutrients, and vitamins as described by Linsmaier & Skoog (1965). Plant Tissue Culture Tested

Storage Temp Soluble In

2-6° C Water

1L 10 L 50 L

L477

LINSMAIER & SKOOG MODIFIED BASAL MEDIUM pH Adjusted and Buffered This medium may be sold as Murashige & Skoog Medium with Minimal Organics (MSMO) by some media suppliers. Contains the macro- and micronutrients, and vitamins as described by Linsmaier & Skoog (1965). Plant Tissue Culture Tested

Storage Temp Soluble In

2-6° C Water

1L 10 L 50 L

L467

LINSMAIER & SKOOG BASAL MEDIUM w/ 30 g/L SUCROSE & 7 g/L AGAR Contains the macro- and micronutrients, and vitamins as described by Linsmaier & Skoog (1965). Plant Tissue Culture Tested

Storage Temp Soluble In

2-6° C Water

1L 10 L 50 L

L452

LINSMAIER & SKOOG MODIFIED BASAL MEDIUM w/ 30 g/L SUCROSE & 7 g/L AGAR pH Adjusted and Buffered Contains the macro- and micronutrients, and vitamins as described by Linsmaier & Skoog (1965). Plant Tissue Culture Tested

Storage Temp Soluble In

2-6° C Water

1L 10 L 50 L

L154

LLOYD & McCOWN WOODY PLANT BASAL SALT MIXTURE Contains the WPM macro- and micronutrients as described by Lloyd & McCown (1981). Plant Tissue Culture Tested

Storage Temp Soluble In

2-6° C Water

1L 10 L 50 L

L449

LLOYD & McCOWN WOODY PLANT BASAL MEDIUM w/ VITAMINS Contains the WPM macro- and micronutrients, and vitamins as described by Lloyd & McCown (1981). Plant Tissue Culture Tested

Storage Temp Soluble In

2-6° C Water

1L 10 L 50 L

L444

LLOYD & McCOWN WOODY PLANT MICRONUTRIENT MIXTURE Contains the WPM micronutrients described by Lloyd & McCown (1981). Plant Tissue Culture Tested

Storage Temp Soluble In

2-6° C Water

1L 10 L 50 L

M419

MG BASAL SALT MIXTURE Modified Murashige & Skoog/ Gamborg Basal Salt Mixture Plant Tissue Culture Tested

Storage Temp Soluble In

2-6° C Water

1L 10 L 50 L

MURASHIGE & SKOOG BASAL SALTS & MEDIA See Murashige & Skoog-Based Basal Salts & Media Section (following this section) N492

NB BASAL MEDIUM Modified Chu/ Gamborg Basal Medium Contains the macronutrients as described by Chu (1975) and the micronutrients as described by Gamborg, et al. (1968). Plant Tissue Culture Tested

Storage Temp Soluble In

2-6° C Water

1L 10 L 50 L

N613

NITSCH & NITSCH BASAL SALT MIXTURE Contains the macro- and micronutrients as described by Nitsch & Nitsch (1969). Plant Tissue Culture Tested

Storage Temp Soluble In

2-6° C Water

1L 10 L 50 L

N616

NITSCH & NITSCH BASAL MEDIUM w/ VITAMINS Contains the macro- and micronutrients, and vitamins as described by Nitsch & Nitsch (1969). Plant Tissue Culture Tested

Storage Temp Soluble In

2-6° C Water

1L 10 L 50 L

N608

NITSCH & NITSCH VITAMIN POWDER (1000x) See Vitamin Section (following the MS-based media section)

N603

NITSCH & NITSCH VITAMIN SOLUTION (1000x) See Vitamin Section (following the MS-based media section)

34

Lloyd & McCown Woody Plant Basal Medium

L452

L154

L449

1650

1650

1650

1650

400

400

Ammonium Nitrate

L444

M419 33.5

463

Ammonium Sulfate

Nitsch & Nitsch Basal Medium

Lloyd & McCown Woody Plant Basal Salt Mixture

L467

Nitsch & Nitsch Basal Salt Mixture

Linsmaier & Skoog Modified Basal Medium, Buffered & pH Adjusted

L477

NB Basal Medium

Linsmaier & Skoog Basal Medium

L689

MG Basal Salt Mixture (Modified MS/Gamborg Basal Salt Mixture)

Linsmaier & Skoog Modified Basal Medium (MSMO)

COMPONENT

Lloyd & McCown Woody Plant Micronutrient Mixture

All components expressed in mg/L

Linsmaier & Skoog Basal Medium (MSMO)

6

N492

N613

N616

720

720

6.2

6.2

6.2

6.2

6.2

6.2

6.2

2.3

3

10

10

332.2

332.2

332.2

332.2

72.5

72.5

72.5

111.36

125.33

166

166

386

386

Cobalt Chloride•6H2O

0.025

0.025

0.025

0.025

0.0125

0.025

Cupric Sulfate•5H2O

0.025

0.025

0.025

0.025

0.25

0.25

0.25

0.0125

0.025

0.025

0.025

Na2EDTA•2H2O

37.26

37.26

37.26

37.26

37.3

37.3

37.3

18.64

37.26

37.26

37.26

Ferrous Sulfate•7H2O

27.8

27.8

27.8

27.8

27.85

27.85

27.85

13.9

27.8

27.8

27.8

Magnesium Sulfate, Anhydrous

180.7

180.7

180.7

180.7

180.7

180.7

180.7

75.7

90.37

90.372

90.372

Manganese Sulfate•H2O

16.9

16.9

16.9

16.9

22.3

22.3

22.3

6.7

10

18.9

18.9

Molybdic Acid (Sodium Salt)•2H2O

0.25

0.25

0.25

0.25

0.25

0.25

0.25

0.125

0.25

0.25

0.25

Boric Acid Calcium Chloride, Anhydrous Calcium Nitrate

100

Potassium Hydroxide

100

Potassium Iodide

0.83

0.83

0.83

0.83

0.4

0.75

Potassium Nitrate

1900

1900

1900

1900

1100

2830

950

950

Potassium Phosphate, Monobasic

170

170

170

170

42.5

400

68

68

2

10

10

Potassium Sulfate

170

170

990

990

170

437.8

Sodium Nitrate

32.6

Sodium Phosphate Monobasic Zinc Sulfate•7H2O

8.6

8.6

Agar

8.6

8.6

7000

7000

8.6

8.6

8.6

2.7

0.05

D-Biotin

0.5

Folic Acid 2

Glycine (Free Base) 1000

MES (Free Acid) myo-Inositol

100

100

100

100

Nicotinic Acid (Free Acid) Pyridoxine•HCI 30,000

Sucrose Thiamine•HCI

0.4

Grams of powder to prepare 1 liter

4.43

pH±0.5 at RT

NS

0.4 5.53

2

1000 100

100

100

0.5

1

5

0.5

1

0.5

30,000

0.4

0.4

41.43

42.53

2.30

2.41

0.53

1.88

4.10

2.10

6.2

NS

NS

NS

NS

4.3

4.0

3.8

NS = No Specification Established

1

10

0.5 2.21 NS rev 11/2005

35

7

Plant Tissue Culture Basal Salts and Media (continued) Product Number

Product Description

Product Notes

Package Size

N479

NLN BASAL MEDIUM Contains the macro- and micronutrients, and organic constituents as described by Lichter (1982); without sucrose. Plant Tissue Culture Tested

Storage Temp Soluble In

2-6° C Water

1L 10 L 50 L

P713

PARKER THOMPSON BASIC C FERN BASAL SALT MIXTURE Contains the macro- and micronutrients as described by Hickok, et al. (1995). Formulated for the growth of Ceratopteris richardii. Plant Tissue Culture Tested

Storage Temp Soluble In

2-6° C Water

1L 10 L 50 L

Q673

QUOIRIN & LEPOIVRE BASAL SALT MIXTURE Contains the macro- and micronutrients as described by Quoirin & Lepoivre (1977) and Quoirin, et al. (1977). Plant Tissue Culture Tested

Storage Temp Soluble In

2-6° C Water

1L 10 L 50 L

R756

ROSE MODIFIED INITIATION BASAL MEDIUM Stage I Contains FeNaEDTA in place of Ferrous Sulfate and Disodium EDTA Plant Tissue Culture Tested

Storage Temp Soluble In

2-6° C Water

1L 10 L 50 L

R757

ROSE MODIFIED MULTIPLICATION BASAL MEDIUM Stage II Contains FeNaEDTA in place of Ferrous Sulfate and Disodium EDTA Plant Tissue Culture Tested

Storage Temp Soluble In

2-6° C Water

1L 10 L 50 L

R758

ROSE MODIFIED ROOTING BASAL MEDIUM Stage III Contains FeNaEDTA in place of Ferrous Sulfate and Disodium EDTA Plant Tissue Culture Tested

Storage Temp Soluble In

2-6° C Water

1L 10 L 50 L

S816

SCHENK & HILDEBRANDT BASAL SALT MIXTURE Contains the macro- and micronutrients as described by Schenk and Hildebrandt (1972). Plant Tissue Culture Tested

Storage Temp Soluble In

2-6° C Water

1L 10 L 50 L

S811

SCHENK & HILDEBRANDT MODIFIED BASAL MEDIUM Contains 10 g/L Sucrose; Without Vitamins Plant Tissue Culture Tested

Storage Temp Soluble In

2-6° C Water

1L 10 L 50 L

S808

SCHENK & HILDEBRANDT MODIFIED BASAL MEDIUM Contains 10 g/L sucrose, 1⁄2x vitamins, 1⁄2x micro- and 1⁄2x macronutrients. Plant Tissue Culture Tested

Storage Temp Soluble In

2-6° C Water

1L 10 L 50 L

S806

SCHENK & HILDEBRANDT MODIFIED BASAL SALT MIXTURE Without Calcium Plant Tissue Culture Tested

Storage Temp Soluble In

2-6° C Water

1L 10 L 50 L

S813

SCHENK & HILDEBRANDT MODIFIED BASAL MEDIUM Contains vitamins and 10g/L sucrose. Plant Tissue Culture Tested

Storage Temp Soluble In

2-6° C Water

1L 10 L 50 L

S826

SCHENK & HILDEBRANDT VITAMIN POWDER (100x) See Vitamin Section (following the MS-based media section)

36

400

1650

1650

412.5

10

1.86

6.2

6.2

6.2

1.55

333

333

19.628

Calcium Chloride, Anhydrous Calcium Nitrate

347

Cobalt Chloride•6H2O

0.025

Cupric Sulfate•5H2O

0.025

Na2EDTA•2H2O Ferric Sodium EDTA

Schenk & Hildebrandt Modified Basal Medium

125

Ammonium Nitrate Ammonium Phosphate, Monobasic Boric Acid

Schenk & Hildebrandt Modified Basal Salt Mixture

R757

Schenk & Hildebrandt Modified Basal Medium

R756

Schenk & Hildebrandt Modified Basal Medium

Q673

0.037

Schenk & Hildebrandt Basal Salt Mixture

Rose Modified Multiplication Basal Medium

P713

Ammonium Molybdate

Rose Modified Rooting Basal Medium

Rose Modified Initiation Basal Medium

N479

Quoirin & Lepoivre Basal Salt Mixture

COMPONENT

Parker-Thompson Basic C Fern Basal Salt Mixture

All components expressed in mg/L

NLN Basal Medium

8

R758

S816

S811

S808

S806

S813

300

300

150

300

300

5.0

5.0

2.5

5.0

5.0

83.25

151

151

75.5

151

833.77 0.025

0.025

0.025

0.006

0.1

0.1

0.05

0.1

0.1

0.37

0.025

0.025

0.025

0.006

0.2

0.2

0.1

0.2

0.2

37.3

37.3

20

20

10

20

20

36.7

36.7

36.7

9.175

27.8

27.8

61

58.565

175.79

181

181

45.25

Manganese Sulfate•H2O

18.95

0.25

0.76

16.9

16.9

4.225

10

10

5

10

10

Molybdic Acid (Sodium Salt)•2H2O

0.25

0.25

0.25

0.25

0.063

0.1

0.1

0.05

0.1

0.1

0.08

0.83

0.83

0.208

1.0

1.0

0.5

1.0

1.0

2500

2500

1250

2500

2500

1.0

1.0

0.5

1.0

1.0

Ferrous Sulfate•7H2O Magnesium Sulfate, Anhydrous

Potassium Iodide Potassium Nitrate

125

1800

1900

1900

475

Potassium Phosphate, Monobasic

125

500

270

170

170

42.5

Zinc Sulfate•7H2O

10

0.52

8.6

2.15

8.6

8.6

L-Ascorbic Acid

50

50

6-Benzylaminopurine (BA)

2.0

3.0

50

50

2.0

2.0

0.30

0.30

100

100

D-Biotin

15

7.5

15

15

195.4

97.7

195.4

195.4

0.05

Citric Acid (Free Acid) Anhydrous Folic Acid

0.5

L-Glutamine

800

Glutathion

30

Glycine (Free Base)

2.0

Indole-3-acetic Acid myo-Inositol

15 195.4

100

2.0 100

500

1000

0.03

α-Naphthaleneacetic Acid Nicotinic Acid (Free Acid)

5.0

0.5

0.5

0.5

2.5

5.0

Pyridoxine•HCI

0.5

0.5

0.5

0.5

0.25

0.5

L-Serine

100 10000

10000

0.4

0.4

0.4

10000

Sucrose Thiamine•HCI

0.5

2.5

Grams of powder to prepare 1 liter

1.93

0.77

3.56

4.51

4.51

1.18

3.20

13.20

12.10

3.05

14.21

5.0

pH±0.5 at RT NS = No Specification Established

4.5

3.8

3.9

3.5

3.5

5.0

4.2

4.3

4.5

4.3

4.3 rev 11/2005

37

9

Plant Tissue Culture Basal Salts and Media (continued) Product Number T853

Product Description

Product Notes

TM4G BASAL SALT MIXTURE Plant Tissue Culture Tested

T868

TM4G BASAL MEDIUM Plant Tissue Culture Tested

Package Size

Storage Temp Soluble In

2-6° C Water

1L 10 L 50 L

Storage Temp Soluble In

2-6° C Water

1L 10 L 50 L

T856

TOBACCO MODIFIED CALLUS INITIATION BASAL MEDIUM Contains FeNaEDTA in place of Ferrous Sulfate and Disodium EDTA Plant Tissue Culture Tested

Storage Temp Soluble In

2-6° C Water

1L 10 L 50 L

T864

TOBACCO MODIFIED SHOOT MULTIPLICATION BASAL MEDIUM Contains FeNaEDTA in place of Ferrous Sulfate and Disodium EDTA Plant Tissue Culture Tested

Storage Temp Soluble In

2-6° C Water

1L 10 L 50 L

T867

TOBACCO MODIFIED SHOOT & ROOT BASAL MEDIUM Contains FeNaEDTA in place of Ferrous Sulfate and Disodium EDTA Plant Tissue Culture Tested

Storage Temp Soluble In

2-6° C Water

1L 10 L 50 L

T861

TOBACCO MODIFIED ROOT INITIATION BASAL MEDIUM Contains FeNaEDTA in place of Ferrous Sulfate and Disodium EDTA Plant Tissue Culture Tested

Storage Temp Soluble In

2-6° C Water

1L 10 L 50 L

W863

WESTVACO WV3 BASAL MEDIUM Contains the macro- and micronutrients, and vitamins as described by Coke (1996b). Plant Tissue Culture Tested

Storage Temp Soluble In

2-6° C Water

1L 10 L 50 L

W865

WESTVACO WV5 BASAL MEDIUM Contains the macro- and micronutrients, and vitamins as described by Coke (1996a). Plant Tissue Culture Tested

Storage Temp Soluble In

2-6° C Water

1L 10 L 50 L

W898

WHITE BASAL SALT MIXTURE Contains the macro- and micronutrients as described by White (1963). Plant Tissue Culture Tested

Storage Temp Soluble In

2-6° C Water

1L 10 L 50 L

Murashige & Skoog Basal Salts and Media following this section.

38

TM4G Basal Salt Mixture

TM4G Basal Medium

Tobacco Modified Callus Initiation Basal Medium

Tobacco Modified Shoot Multiplication Basal Medium

Tobacco Modified Shoot & Root Basal Medium

Tobacco Modified Root Initiation Basal Medium

Westvaco WV3 Basal Medium

Westvaco WV5 Basal Medium

White Basal Salt Mixture

10

T853

T868

T856

T864

T867

T861

W863

W865

W898

Ammonium Nitrate

320

320

1650

1650

1650

1650

Ammonium Phosphate, Monobasic

230

230

Ammonium Sulfate

130

130

All components expressed in mg/L

COMPONENT

700

6.2

6.2

6.2

6.2

6.2

6.2

31.0

31.0

113.25

113.25

333

333

333

333

452.88

452.88

Cobalt Chloride•6H2O

0.025

0.025

0.025

0.025

0.025

0.025

0.025

0.025

Cupric Sulfate•5H2O

0.025

0.025

0.025

0.025

0.025

0.025

0.25

0.25

Na2EDTA•2H2O

18.65

18.65 36.7

36.7

36.7

36.7

36.7

36.71

Boric Acid Calcium Chloride, Anhydrous

208.5

Calcium Nitrate

Ferric Sodium EDTA

Magnesium Sulfate, Anhydrous Manganese Sulfate•H2O

13.9

13.9

122.12

122.12

181

181

181

181

903.79

903.79

16.9

16.9

16.9

16.9

16.9

16.9

15.16

15.16

351.62 5.31 0.001

Molybdenum Trioxide Molybdic Acid (Sodium Salt)•2H2O

0.001

2.5

Ferric Sulfate Ferrous Sulfate

1.5

0.25

0.25

0.25

0.25

0.25

0.25

Potassium Chloride

0.25

0.25

656.79

718.67

65.0

Potassium Iodide

0.83

0.83

0.83

0.83

0.83

0.83

0.83

0.83

0.75

Potassium Nitrate

1900

1900

1900

1900

1900

1900

910.06

1084.06

80.0

170

170

170

170

270

270

Potassium Phosphate, Monobasic

16.5

Sodium Phosphate Monobasic

200

Sodium Sulfate Zinc Sulfate•7H2O

9.2

9.2

8.6

8.6

8.6

8.6

1000

1000

1000

1000

2.0

2.0

2.0

2.0

0.03

3.0

8.6

8.6

1000

1000

3.0

0.05

D-Biotin Casein, Enzymatic Hydrolysate Folic Acid

0.5

Glycine (Free Base)

2.5

Indole-3-acetic Acid

2.0

Kinetin

0.2

1.0

1.0

myo-Inositol

100

100

100

100

100

Nicotinic Acid (Free Acid)

5.0

0.5

0.5

0.5

0.5

Pyridoxine•HCI

0.5

0.5

0.5

0.5

0.5

Thiamine•HCI

0.5

0.4

0.4

0.4

0.4

Grams of powder to prepare 1 liter

2.88

2.99

5.41

5.41

5.41

5.41

pH±0.5 at RT NS = No Specification Established

NS

NS

5.5

4.3

NS

5.0

0.4

0.4 5.22

NS

NS

0.934 4.7 rev 11/2005

39

11

Murashige & Skoog-Based Basal Salts Product Number

Product Description

Product Notes

Package Size

M524

MURASHIGE & SKOOG BASAL SALT MIXTURE Contains the macro- and micronutrients as described by Murashige & Skoog (1962). Plant Tissue Culture Tested See Product No. M519 for Murashige & Skoog Basal Medium w/ Vitamins

Storage Temp Soluble In

2-6° C Water

1L 10 L 50 L

M499

MURASHIGE & SKOOG MODIFIED BASAL SALT MIXTURE Contains FeNa–EDTA Plant Tissue Culture Tested

Storage Temp Soluble In

2-6° C Water

1L 10 L 50 L

M502

MURASHIGE & SKOOG MACRONUTRIENT SALT BASE Contains the macronutrients as described by Murashige & Skoog (1962). Plant Tissue Culture Tested

Storage Temp Soluble In

2-6° C Water

1L 10 L 50 L

M654

MURASHIGE & SKOOG MACRONUTRIENT STOCK SOLUTION (10x) Contains the macronutrients as described by Murashige & Skoog (1962). Plant Tissue Culture Tested

Storage Temp Soluble In

2-6° C Water

1L 10 L 50 L

M554

MURASHIGE & SKOOG MICRONUTRIENT SALT BASE Contains the micronutrients as described by Murashige & Skoog (1962). Plant Tissue Culture Tested

Storage Temp Soluble In

2-6° C Water

1L 10 L 50 L

M529

MURASHIGE & SKOOG MICRONUTRIENT STOCK SOLUTION (10x) Contains the micronutrients as described by Murashige & Skoog (1962). Plant Tissue Culture Tested

Storage Temp Soluble In

2-6° C Water

1L 10 L 50 L

M153

MURASHIGE & SKOOG MODIFIED BASAL SALT MIXTURE Contains 1⁄2x macro- and 1⁄2x micronutrients as described by Murashige & Skoog (1962). Plant Tissue Culture Tested

Storage Temp Soluble In

2-6° C Water

1L 10 L 50 L

M561

MURASHIGE & SKOOG MODIFIED BASAL SALT MIXTURE Contains 1⁄2x Ammonium Nitrate and 1⁄2x Potassium Nitrate, with the remaining macroand micronutrients as described by Murashige & Skoog (1962). Plant Tissue Culture Tested

Storage Temp Soluble In

2-6° C Water

1L 10 L 50 L

M290

MURASHIGE & SKOOG MODIFIED BASAL SALT MIXTURE Contains 1⁄2x Ammonium Nitrate, 1⁄2x Potassium Nitrate, and 1⁄2x Calcium Chloride, with the remaining macro- and micronutrients as described by Murashige & Skoog (1962). Plant Tissue Culture Tested

Storage Temp Soluble In

2-6° C Water

1L 10 L 50 L

M571

MURASHIGE & SKOOG MODIFIED BASAL SALT MIXTURE Without Ammonium Nitrate. Contains the remaining macro- and micronutrients as described by Murashige & Skoog (1962). Plant Tissue Culture Tested

Storage Temp Soluble In

2-6° C Water

1L 10 L 50 L

M531

MURASHIGE & SKOOG MODIFIED BASAL SALT MIXTURE Without Nitrogen. Contains the macro- and micronutrients as described by Murashige & Skoog (1962), modified by eliminating NH4NO3 and KNO3. Plant Tissue Culture Tested

Storage Temp Soluble In

2-6° C Water

1L 10 L 50 L

M407

MURASHIGE & SKOOG MODIFIED BASAL SALT MIXTURE Without Nitrogen, Phosphorous, and Potassium Contains the remaining macro- and micronutrients as described by Murashige & Skoog (1962). Plant Tissue Culture Tested

Storage Temp Soluble In

2-6° C Water

1L 10 L 50 L

40

6.2

6.2

Calcium Chloride, Anhydrous

332.2

333

Cobalt Chloride•6H2O

0.025

0.025

0.025

Cupric Sulfate•5H2O

0.025

0.025

Na2EDTA•2H2O

37.26

Boric Acid

MS Modified Basal Salt Mixture (No N, P, or K)

M554

16500

MS Modified Basal Salt Mixture (No Nitrogen)

M654

1650

MS Modified Basal Salt Mixture (No NH4NO3)

MS Micronutrient Salt Base

M502

1650

MS Modified Basal Salt Mixture

MS Macronutrient Stock Solution (10x)

M499

1650

MS Modified Basal Salt Mixture (1/2x Nitrates)

MS Macronutrient Salt Base

M524

MS Modified Basal Salt Mixture (1/2x Micros & Macros)

MS Modified Basal Salt Mixture w/ FeNaEDTA

COMPONENT Ammonium Nitrate

MS Micronutrient Stock Solution (10x)

All components expressed in mg/L

Murashige & Skoog (MS) Basal Salt Mixture

12

M529

M153

M561

825

825

M290 825

M571

M531

M407

3.1

6.2

6.2

6.2

6.2

6.2

166.1

332.2

166.1

332.2

332.2

332.2

0.25

0.0125

0.025

0.025

0.025

0.025

0.025

0.025

0.25

0.0125

0.025

0.025

0.025

0.025

0.025

37.26

373

18.63

37.26

37.26

37.26

37.26

37.26

27.8

278

13.9

27.8

27.8

27.8

27.8

27.8

90.35

180.7

180.7

180.7

180.7

180.7

6.2 332.2

62

3322

36.7

Ferric Sodium EDTA Ferrous Sulfate•7H2O

27.8

Magnesium Sulfate, Anhydrous

180.7

181

Manganese Sulfate•H2O

16.9

16.9

16.9

169

8.45

16.9

16.9

16.9

16.9

16.9

Molybdic Acid (Sodium Salt)•2H2O

0.25

0.25

0.25

2.5

0.125

0.25

0.25

0.25

0.25

0.25

Potassium Iodide

0.83

0.83

0.83

8.30

0.415

0.83

0.83

0.83

0.83

0.83

Potassium Nitrate

1900

1900

1900

19000

950

950

950

1900

Potassium Phosphate, Monobasic

170

170

170

1700

85

170

170

170

170

Zinc Sulfate•7H2O

8.6

8.6

Grams of powder to prepare 1 liter

4.33

4.30

4.23

pH±0.5 at RT

3.9

NS

NS

180.7

1810

8.6

86

4.3

8.6

8.6

8.6

8.6

8.6

N/A

0.10

NA

2.17

2.56

2.39

2.68

0.78

0.61

4.3

4.3

3.2

NS

4.3

NS

NS

4.3

4.3

NS = No Specification Established

Rev. 11/2005

41

13

Murashige & Skoog-Based Media Product Number

Product Description

Product Notes

Package Size

M519

MURASHIGE & SKOOG BASAL MEDIUM w/ VITAMINS With the macro- and micronutrients, and vitamins as described by Murashige & Skoog (1962). Plant Tissue Culture Tested Contains the basal salts of Product No. M524

Storage Temp Soluble In

2-6° C Water

1L 10 L 50 L

M541

MURASHIGE & SKOOG MODIFIED BASAL MEDIUM Without Potassium Phosphate; contains FeNaEDTA in place of Ferrous Sulfate and Disodium EDTA. Contains the remaining macro- and micronutrients, and modified vitamins as described by Murashige & Skoog (1962). Also contains (mg/L): 300 Sodium Phosphate Monobasic, 150 Adenine Hemisulfate, and 1000 Casein Hydrolysate. Plant Tissue Culture Tested

Storage Temp Soluble In

2-6° C Water

1L 10 L 50 L

M404

MURASHIGE & SKOOG MODIFIED BASAL MEDIUM w/ GAMBORG VITAMINS With the macro- and micronutrients as described by Murashige & Skoog (1962), and vitamins as described by Gamborg, et al. (1966). Plant Tissue Culture Tested

Storage Temp Soluble In

2-6° C Water

1L 10 L 50 L

M401

MURASHIGE & SKOOG MODIFIED MEDIUM Contains the macro- and micronutrients as described by Murashige & Skoog (1962); modified with the addition of (mg/L): 1.0 BA and 0.1 NAA Plant Tissue Culture Tested

Storage Temp Soluble In

2-6° C Water

1L 10 L 50 L

M701

MURASHIGE & SKOOG MODIFIED BASAL MEDIUM This medium was formerly listed as M506. This medium may be sold as Murashige Begonia Multiplication Medium by some media suppliers. Contains the macro- and micronutrients as described by Murashige & Skoog (1962); modified with the addition of (mg/L): 10 2iP and 30 Adenine Hemisulfate. Plant Tissue Culture Tested

Storage Temp Soluble In

2-6° C Water

1L 10 L 50 L

M702

MURASHIGE & SKOOG MODIFIED MEDIUM Contains the macro- and micronutrients as described by Murashige & Skoog (1962); modified with the addition of (mg/L): 30 2iP and 80 Adenine Hemisulfate, and 0.3 IAA Plant Tissue Culture Tested

Storage Temp Soluble In

2-6° C Water

1L 10 L 50 L

M535

MURASHIGE & SKOOG MODIFIED BASAL MEDIUM Without Nicotinic Acid, Pyridoxine•HCl, and Glycine Contains the macro- and micronutrients as described by Murashige & Skoog (1962); modified with the addition of (mg/L) 0.4 Thiamine•HCl, 100 myo-Inositol, and 80 Adenine Hemisulfate. Plant Tissue Culture Tested

Storage Temp Soluble In

2-6° C Water

1L 10 L 50 L

MURASHIGE MEDIUM WITH MINIMAL ORGANICS (MSMO) See L689 & L477 Linsmaier & Skoog Basal Medium M536

MURASHIGE MODIFIED MULTIPLICATION BASAL MEDIUM Contains the macro- and micronutrients, and vitamins as described by Murashige & Skoog (1962); modified with the addition of (mg/L): 2.0 2iP, 80 Adenine Hemisulfate, and 170 Sodium Phosphate. Plant Tissue Culture Tested

Storage Temp Soluble In

2-6° C Water

1L 10 L 50 L

M555

MURASHIGE & SKOOG MODIFIED MULTIPLICATION MEDIUM This medium may be sold as Murashige & Skoog Shoot Multiplication Medium C by some media suppliers. Contains the macro- and micronutrients as described by Murashige & Skoog (1962); modified with the addition of (mg/L): 1.0 Kinetin, 80 Adenine Hemisulfate, and 148 Sodium Phosphate Monobasic. Plant Tissue Culture Tested

Storage Temp Soluble In

2-6° C Water

1L 10 L 50 L

M527

MURASHIGE MODIFIED MULTIPLICATION BASAL MEDIUM This medium is sold as Murashige Shoot Tip Rooting Medium by some media suppliers. Contains the macro- and micronutrients as described by Murashige & Skoog (1962) and vitamins as described by Linsmaier & Skoog (1965); modified with the addition of (mg/L): 0.3 IAA, 1.0 Kinetin, and FeNaEDTA. Plant Tissue Culture Tested

Storage Temp Soluble In

2-6° C Water

1L 10 L 50 L

M491

MURASHIGE MODIFIED SHOOT MULTIPLICATION BASAL MEDIUM This medium is sold as MS Shoot Multiplication Medium A by some media suppliers. Contains the macro- and micronutrients as described by Murashige & Skoog (1962) and vitamins as described by Linsmaier & Skoog (1965); modified with the addition of (mg/L): 170 Sodium Phosphate Monobasic, 80 Adenine Hemisulfate, 30 2iP, and 0.3 IAA. Plant Tissue Culture Tested

Storage Temp Soluble In

2-6° C Water

1L 10 L 50 L

MURASHIGE & SKOOG VITAMIN POWDERS & SOLUTIONS 42 See Vitamin Section (following this section)

All components expressed in mg/L

Murashige & Skoog Basal Medium

MS Modified Basal Medium (w/out KH2PO4)

MS Modified Basal Medium w/ Gamborg Vitamins

MS Modified Medium w/ BA & NAA

MS Modified Basal Medium w/ 2iP

MS Modified Medium w/ 2iP & IAA

MS Modified Basal Medium

Murashige Modified Multiplication Basal Medium w/ 2iP

MS Modified Multiplication Medium w/ Kinetin

Murashige Modified Multiplication Basal Medium w/ Kinetin & IAA

Murashige Modified Shoot Multiplication Basal Medium

14

COMPONENT

M519

M541

M404

M401

M701

M702

M535

M536

M555

M527

M491

1650

1650

1650

1650

1650

1650

1650

1650

1650

1650

1650

6.2

6.2

6.2

6.2

6.2

6.2

6.2

6.2

6.2

6.2

6.2

Calcium Chloride, Anhydrous

332.2

332.2

332.2

332.2

333

332.2

332.2

332.2

332.2

333

333

Cobalt Chloride•6H2O

0.025

0.025

0.025

0.025

0.025

0.025

0.025

0.025

0.025

0.025

0.025

Cupric Sulfate•5H2O

0.025

0.025

0.025

0.025

0.025

0.025

0.025

0.025

0.025

0.025

0.025

Na2EDTA•2H2O

37.26

37.26

37.26

37.26

37.26

37.26

37.26 36.7

36.7

Ammonium Nitrate Boric Acid

36.7

Ferric Sodium EDTA

36.7

Ferrous Sulfate•7H2O

27.8

27.8

27.8

27.8

27.8

27.8

27.8

Magnesium Sulfate, Anhydrous

180.7

180.7

180.7

180.7

181

180.7

180.7

180.7

180.7

181

181

Manganese Sulfate•H2O

16.9

16.9

16.9

16.9

16.9

16.9

16.9

16.9

16.9

16.9

16.9

Molybdic Acid (Sodium Salt)•2H2O

0.25

0.25

0.25

0.25

0.25

0.25

0.25

0.25

0.25

0.25

0.25

Potassium Iodide

0.83

0.83

0.83

0.83

0.83

0.83

0.83

0.83

0.83

0.83

0.83

Potassium Nitrate

1900

1900

1900

1900

1900

1900

1900

1900

1900

1900

1900

Potassium Phosphate, Monobasic

170

170

170

170

170

170

170

170

170

170

170

148

300

Sodium Phosphate Monobasic

8.6

8.6

8.6

8.6

8.6

30

80

80

80

80

6-γ,γ-Dimethylallylaminopurine (2iP)

10

30

Indole-3-acetic Acid

1

0.3

Zinc Sulfate•7H2O

8.6

8.6

148 8.6

150

Adenine Hemisulfate

170 8.6

8.6 80

1

6-Benzylaminopurine (BA) 1000

Casein, Enzymatic Hydrolysate Glycine (Free Base)

8.6

2

2

2

2.0 30 0.3

0.3

Indole-3-butyric Acid Kinetin myo-Inositol

100

100

100

100

100

100

100

100

0.1

α-Naphthaleneacetic Acid Nicotinic Acid (Free Acid)

0.5

5

1

0.5

Pyridoxine•HCI

0.5

1

1

0.5

1

100

100

100

0.1 0.5 0.5

30000

Sucrose

1

30000

30000

Thiamine•HCI

0.1

0.5

10

0.4

0.4

0.4

0.4

0.4

0.4

0.4

0.4

Grams of powder to prepare 1 liter

4.43

5.69

4.44

34.44

4.44

34.69

4.51

4.68

34.66

4.41

4.68

pH±0.5 at RT NS = No Specification Established

3.9

4.0

4.0

4.0

3.9

3.8

4.0

3.5

4.4

43

NS NS Rev 11/2005

15 MS-Based Plant-Specific Media Product Number

Product Description

Product Notes

Package Size

M517

MURASHIGE MODIFIED AFRICAN VIOLET/ GLOXINIA MULTIPLICATION BASAL MEDIUM Contains FeNaEDTA in place of Ferrous Sulfate and Disodium EDTA. Contains the remaining macro- and micronutrients as described by Murashige & Skoog (1962). Plant Tissue Culture Tested

Storage Temp Soluble In

2-6° C Water

1L 10 L 50 L

M518

MURASHIGE MODIFIED AFRICAN VIOLET/ GLOXINIA PRETRANSPLANT BASAL MEDIUM Contains FeNaEDTA in place of Ferrous Sulfate and Disodium EDTA. Contains the remaining macro- and micronutrients as described by Murashige & Skoog (1962). Plant Tissue Culture Tested

Storage Temp Soluble In

2-6° C Water

1L 10 L 50 L

M550

MURASHIGE & SKOOG MODIFIED MEDIUM Arabidopsis Culture Medium Modified with the addition of (mg/L): 2.0 2,4-D, and 0.05 Kinetin Plant Tissue Culture Tested

Storage Temp Soluble In

2-6° C Water

1L 10 L 50 L

M506

MURASHIGE BEGONIA MULTIPLICATION MEDIUM See Product No. M701 Murashige & Skoog Modified Medium (same formulation)

M508

MURASHIGE MODIFIED FERN MULTIPLICATION BASAL MEDIUM Contains FeNaEDTA in place of Ferrous Sulfate and Disodium EDTA. Contains the remaining macro- and micronutrients as described by Murashige & Skoog (1962). Plant Tissue Culture Tested

Storage Temp Soluble In

2-6° C Water

1L 10 L 50 L

M509

MURASHIGE MODIFIED GERBERA MULTIPLICATION BASAL MEDIUM Contains FeNaEDTA in place of Ferrous Sulfate and Disodium EDTA. Contains the remaining macro- and micronutrients as described by Murashige & Skoog (1962). Plant Tissue Culture Tested

Storage Temp Soluble In

2-6° C Water

1L 10 L 50 L

M510

MURASHIGE MODIFIED GERBERA PRETRANSPLANT BASAL MEDIUM Contains FeNaEDTA in place of Ferrous Sulfate and Disodium EDTA. Contains the remaining macro- and micronutrients as described by Murashige & Skoog (1962). Plant Tissue Culture Tested

Storage Temp Soluble In

2-6° C Water

1L 10 L 50 L

H435

HOSTA INITIATION/ MULTIPLICATION MEDIUM Stage I/II Medium Modified Murashige & Skoog (1962) with (mg/L): 2.0 BA, 160 Adenine Hemisulfate, 500 Casein Hydrolysate, and 0.5 NAA Plant Tissue Culture Tested

Storage Temp Soluble In

2-6° C Water

1L 10 L 50 L

H436

HOSTA MULTIPLICATION MEDIUM Stage II Medium Modified Murashige & Skoog (1962) with (mg/L): 0.1 BA, 160 Adenine Hemisulfate, 500 Casein Hydrolysate, and 0.5 NAA Plant Tissue Culture Tested

Storage Temp Soluble In

2-6° C Water

1L 10 L 50 L

H437

HOSTA ROOTING MEDIUM Stage III Medium Modified Murashige & Skoog (1962) with (mg/L): 0.1 BA, 500 Casein Hydrolysate, and 0.5 NAA Plant Tissue Culture Tested

Storage Temp Soluble In

2-6° C Water

1L 10 L 50 L

44

All components expressed in mg/L

Murashige Modified African Violet/ Gloxinia Multiplication Basal Medium

Murashige Modified African Violet / Gloxinia Pretransplant Basal Medium

MS Modified Medium (Arabidopsis)

Murashige Modified Fern Multiplication Basal Medium

Murashige Modified Gerbera Multiplication Basal Medium

Murashige Modified Gerbera Pretransplant Basal Medium

Hosta Initiation/ Multiplication Medium

Hosta Multiplication Medium

Hosta Rooting Medium

Murashige & Skoog Basal Medium (Published Formula Reference)

16

COMPONENT

M517

M518

M550

M508

M509

M510

H435

H436

H437

M519

1650

1650

1650

1650

1650

1650

1650

1650

1650

1650

6.2

6.2

6.2

6.2

6.2

6.2

6.2

6.2

6.2

6.2

Ammonium Nitrate Boric Acid

333

333

332.2

333

333

333

332.2

332.2

332.2

332.2

Cobalt Chloride•6H2O

0.025

0.025

0.025

0.025

0.025

0.025

0.025

0.025

0.025

0.025

Cupric Sulfate•5H2O

0.025

0.025

0.025

0.025

0.025

0.025

0.025

0.025

0.025

0.025

37.26

37.26

37.26

37.26

Calcium Chloride, Anhydrous

37.26

Na2EDTA•2H2O 36.7

36.7

36.7

36.7

36.7

Magnesium Sulfate, Anhydrous

181

181

27.8

27.8

27.8

27.8

180.7

181

181

181

180.7

180.7

180.7

180.7

Manganese Sulfate•H2O

16.9

Molybdic Acid (Sodium Salt)•2H2O

0.25

16.9

16.9

16.9

16.9

16.9

16.9

16.9

16.9

16.9

0.25

0.25

0.25

0.25

0.25

0.25

0.25

0.25

Potassium Iodide

0.25

0.83

0.83

0.83

0.83

0.83

0.83

0.83

0.83

0.83

0.83

Potassium Nitrate

1900

1900

1900

1900

1900

1900

1900

1900

1900

1900

Potassium Phosphate, Monobasic

170

170

170

170

170

170

300

300

300

170

Sodium Phosphate Monobasic

170

255

85

85

170

170

170

Zinc Sulfate•7H2O

8.6

8.6

8.6

8.6

8.6

Adenine Hemisulfate

80

Ferric Sodium EDTA

27.8

Ferrous Sulfate•7H2O

8.6

8.6

80

Agar

8.6

8.6

160

160

8000

8000

8000

6-Benzylaminopurine (BA)

2.0

0.1

0.1

Casein, Enzymatic Hydrolysate

500

500

500

2.0

2.0

100

100

100

0.5

0.5

0.5

Glycine (Free Base)

2.0

2.0

2,4-Dichlorophenoxyacetic Acid Indole-3-acetic Acid

8.6

2.0

1.0

0.5

10

Indole-3-butyric Acid Kinetin

2.0

0.05

2.0

10

100

100

100

MES (Free Acid) myo-Inositol

100

100

100

0.1

a-Naphthaleneacetic Acid Nicotinic Acid (Free Acid)

1.0

10

10

1.0

1.0

1.0

100 0.5

Peptone from Meat Pyridoxine•HCI

20000

Sucrose Thiamine•HCI

0.4

0.4

10

0.4

L-Tyrosine

30

30

100

100

0.5 30000

30000

30000

0.4

0.4

0.4

0.1 4.43

Grams of powder to prepare 1 liter

4.66

4.4

24.44

4.66

4.72

4.64

43.40

43.39

43.23

pH±0.5 at RT NS = No Specification Established

4.0

4.8

4.0

4.5

NS

5.9

4.3

4.3

4.3

45

3.9 Rev 11/2005

17 MS-Based Plant-Specific Media (continued) Product Number

Package Size

M511

MURASHIGE MODIFIED KALANCHOE MULTIPLICATION BASAL MEDIUM Contains FeNaEDTA in place of Ferrous Sulfate and Disodium EDTA. Contains the remaining macro- and micronutrients as described by Murashige & Skoog (1962). Plant Tissue Culture Tested

Storage Temp Soluble In

2-6° C Water

1L 10 L 50 L

M512

MURASHIGE MODIFIED KALANCHOE PRETRANSPLANT BASAL MEDIUM Contains FeNaEDTA in place of Ferrous Sulfate and Disodium EDTA. Contains the remaining macro- and micronutrients as described by Murashige & Skoog (1962). Plant Tissue Culture Tested

Storage Temp Soluble In

2-6° C Water

1L 10 L 50 L

M513

MURASHIGE MODIFIED LILY MULTIPLICATION BASAL MEDIUM Contains FeNaEDTA in place of Ferrous Sulfate and Disodium EDTA. Contains the remaining macro- and micronutrients as described by Murashige & Skoog (1962). Plant Tissue Culture Tested

Storage Temp Soluble In

2-6° C Water

1L 10 L 50 L

M462

MUSA (BANANA) MULTIPLICATION MEDIUM IITA Formulation as described by Vuylsteke (1998). Plant Tissue Culture Tested

Storage Temp Soluble In

2-6° C Water

1L 10 L 50 L

M516

MURASHIGE & SKOOG MODIFIED BC POTATO BASAL MEDIUM Contains FeNaEDTA in place of Ferrous Sulfate and Disodium EDTA. Contains the remaining macro- and micronutrients as described by Murashige & Skoog (1962). Plant Tissue Culture Tested

Storage Temp Soluble In

2-6° C Water

1L 10 L 50 L

All components expressed in mg/L

Murashige Modified Kalanchoe Pretransplant Basal Medium

Murashige Modified Lily Multiplication Basal Medium

Musa (Banana) Multiplication Medium

MS Modified BC Potato Basal Medium

Product Notes

Murashige Modified Kalanchoe Multplication Basal Medium

Product Description

COMPONENT

M511

M512

M513

M462

M516

1650

1650

1650

1650

1650

Boric Acid

6.2

6.2

6.2

6.2

6.2

Calcium Chloride, Anhydrous

333

333

333

332.2

333

Cobalt Chloride•6H2O

0.025

0.025

0.025

0.025

0.025

Cupric Sulfate•5H2O

0.025

0.025

0.025

0.025

0.025

Ammonium Nitrate

37.25

Na2EDTA•2H2O Ferric Sodium EDTA

36.7

36.7

36.7

36.7 27.85

Ferrous Sulfate•7H2O Magnesium Sulfate, Anhydrous

181

181

181

180.74

181

Manganese Sulfate•H2O

16.9

16.9

16.9

16.9

16.9

Molybdic Acid (Sodium Salt)•2H2O

0.25

0.25

0.25

0.25

0.25

Potassium Iodide

0.83

0.83

0.83

0.83

0.83

Potassium Nitrate

1900

1900

1900

1900

1900

Potassium Phosphate, Monobasic

170

170

170

170

170

Zinc Sulfate•7H2O

8.6

8.6

8.6

8.6

8.6

20

L-Ascorbic Acid

4.5

6-Benzylaminopurine (BA)

2000

Gelrite

2.0

D-Glucose

2.0

Glycine (Free Base) 6-γ,γ-Dimethylallylaminopurine (2iP)

3.0

Indole-3-acetic Acid

0.175 0.04

Kinetin myo-Inositol

2.0

3.0

100

100

100

100

0.03

α-Naphthaleneacetic Acid Nicotinic Acid (Free Acid)

0.5

0.5

Pyridoxine•HCI

0.5

0.5

30,000

Sucrose Thiamine•HCI

0.4

0.4

0.4

0.4

0.4

Grams of powder to prepare 1 liter

4.41

4.41

4.4

36.36

4.41

pH±0.5 at RT

4.8

4.8

4.8

4.3

NS

NS = No Specification Established

46

18

Vitamins Product Number

Product Description

Package Size

Product Notes

C149

CHU N6 VITAMIN SOLUTION (1000x) Contains the vitamins as described by Chu (1975). Plant Tissue Culture Tested

Storage Temp Soluble In

2-6° C Water

100 mL

E330

ERIKSSON VITAMIN SOLUTION (1000x) Contains the vitamins as described by Eriksson (1965). Plant Tissue Culture Tested

Storage Temp Soluble In

2-6° C Water

100 mL

G249

GAMBORG VITAMIN POWDER (1000x) Contains the vitamins as described by Gamborg, et al. (1968). Plant Tissue Culture Tested

Storage Temp Soluble In

2-6° C Water

100 mL

G219

GAMBORG VITAMIN SOLUTION (1000x) Contains the vitamins as described by Gamborg, et al. (1968). Plant Tissue Culture Tested

Storage Temp Soluble In

2-6° C Water

100 mL

K421

KAO & MICHAYLUK VITAMIN SOLUTION (100x) Contains the vitamins described by Kao & Michayluk (1975). Plant Tissue Culture Tested

Storage Temp Soluble In

2-6° C Water

100 mL 500 mL 1L

M533

MURASHIGE & SKOOG VITAMIN POWDER (1000x) Contains the vitamins as described by Murashige & Skoog (1962). Plant Tissue Culture Tested

Storage Temp Soluble In

2-6° C Water

100 mL 250 mL

M553

MURASHIGE & SKOOG VITAMIN SOLUTION (1000x) Contains the vitamins as described by Murashige & Skoog (1962). Plant Tissue Culture Tested

Storage Temp Soluble In

2-6° C Water

100 mL

M547

MURASHIGE & SKOOG MODIFIED VITAMIN POWDER (1000x) Murashige & Skoog (1962) vitamins modified with additional Thiamine•HCl. Plant Tissue Culture Tested

M557

MURASHIGE & SKOOG MODIFIED VITAMIN SOLUTION (1000x) Murashige & Skoog (1962) vitamins modified with additional Thiamine•HCl. Plant Tissue Culture Tested

Storage Temp Soluble In

2-6° C Water

100 mL

N608

NITSCH & NITSCH VITAMIN POWDER (1000x) Contains the vitamins as described by Nitsch & Nitsch (1969). Plant Tissue Culture Tested

Storage Temp Soluble In

2-6° C Water

100 mL 250 mL

N603

NITSCH & NITSCH VITAMIN SOLUTION (1000x) Contains the vitamins as described by Nitsch & Nitsch (1969). Plant Tissue Culture Tested

Storage Temp Soluble In

2-6° C Water

100 mL

S826

SCHENK & HILDEBRANDT VITAMIN POWDER (100x) Contains the vitamins as described by Schenk & Hildebrandt (1972). Plant Tissue Culture Tested

Storage Temp Soluble In

2-6° C Water

100 mL 1L

Kao & Michayluk Vitamin Solution (100x)

MS Vitamin Powder (1000x)

MS Vitamin Solution (1000x)

MS Modified Vitamin Powder (1000x)

G249

G219

K421

M533

M553

M547

p-Aminobenzoic Acid

2.0

L-Ascorbic Acid

200

D-Biotin

1.0

D-Calcium Pantothenate

100

Choline Chloride

100

Cyancobalamin, Vit B12

2.0 2000

2000 100000

myo-Inositol

100000

Nicotinic Acid (Free Acid)

500

500

1000

1000

Pyridoxine•HCl

500

500

1000

1000

N603

S826

50

50

10000

500

500

2000

2000

2000

2000

2000

2000

100000

100000

100000

100000

100000

100000

100000

500

500

500

500

5000

5000

500

100

500

500

500

500

500

500

50.0 500

20.0

Riboflavin 1000

500

10000

10000

100

100

100

1000

1000

500

500

N/A

1.0 47 N/A

103.1

N/A

104

N/A

108.55

N/A

Vitamin A Grams of powder to prepare 1 L

N608

100

Nicotinamide

Thiamine•HCI

M557

40.0.0

Folic Acid Glycine (Free Base)

Schenk & Hildebrandt Vitamin Powder (100x)

Gamborg Vitamin Solution (1000x)

E330

Nitsch & Nitsch Vitamin Solution (1000x)

Gamborg Vitamin Powder (1000x)

C149

Nitsch & Nitsch Vitamin Powder (1000x)

Eriksson Vitamin Solution (1000x)

COMPONENT

MS Modified Vitamin Solution (1000x)

All components expressed in mg/L

Chu N6 Vitamin Solution (1000x)

100 mL 250 mL

N/A

N/A

112

101.05 Rev 11/2005