Manual De Baciloscopia

Red Nacional de Laboratorios de Tuberculosis

Microscopía - Normas Técnicas

ARGENTINA 2000

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AUTORIDADES

PRESIDENTE DE LA NACION Dr. Fernando DE LA RÚA MINISTRO DE SALUD Dr. Héctor José LOMBARDO SECRETARIO DE ATENCIÓN SANITARIA Dr. Arnoldo Víctor CASTILLO SUBSECRETARIO DE PROGRAMAS DE PREVENCIÓN Y PROMOCIÓN Dr. Javier Oscar VILOSIO DIRECCIÓN NACIONAL DE MEDICINA SANITARIA A/C Dr. Francisco MARTINI DIRECCIÓN DE EPIDEMIOLOGÍA A/C Dr. Anibal REINALDO SUBSECRETARIO DE INVESTIGACIÓN Y TECNOLOGÍA Dr. Ernesto PODESTÁ ADMINISTRACIÓN NACIONAL DE LABORATORIOS E INSTITUTOS DE SALUD “DR. CARLOS G. MALBRAN” A/C Dr. Andrés RUÍZ INSTITUTO NACIONAL DE ENFERMEDADES INFECCIOSAS Dra. María Inès DEMITRI INSTITUTO NACIONAL DE ENFERMEDADES RESPIRATORIAS “DR. EMILIO CONI” A/C Dr. Alberto MARCHESE

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MICROSCOPÍA: NORMAS TÉCNICAS

Documento elaborado sobre la base de un borrador preparado por: OMAR LATINI

Comité de redacción: LUCÍA BARRERA OMAR LATINI MARÍA DELFINA SEQUEIRA ELSA ZERBINI

Santa Fe, Argentina, 2000.

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INDICE INTRODUCCIÓN ____________________________________________________

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LA MUESTRA ______________________________________________________

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1.1. CALIDAD DE LA MUESTRA _____________________________________

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1.2. OBTENCION ESPONTANEA DEL ESPUTO __________________________

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1.3. METODOS ESPECIALES PARA OBTENER MUESTRAS DE ESPUTO _ 1.3.1. Inducción de esputo_____________________________________________ 1.3.2. Lavado gástrico ________________________________________________ 1.3.3. Lavado bronquial_______________________________________________ 1.3.4. Hisopado laríngeo ______________________________________________

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1.4. NUMERO DE MUESTRAS Y MOMENTO DE LA RECOLECCION DE ESPUTO

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1.5. EL ENVASE_____________________________________________________

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1.6. CONSERVACION Y TRANSPORTE DE LAS MUESTRAS DE ESPUTO ___

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1.7. RECEPCION DE LA MUESTRA __________________________________

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LA

BACILOSCOPIA________________________________________________

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2.1. LUGAR DE TRABAJO ___________________________________________

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2.2. REACTIVOS ____________________________________________________ 2.2.1. Preparación ___________________________________________________ 2.2.2. Precauciones con los colorantes ___________________________________

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2.3. PREPARACION DEL EXTENDIDO ________________________________

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2.4. COLORACIÓN DE ZIEHL-NEELSEN _______________________________

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2.5. OBSERVACION MICROSCOPICA__________________________________

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2.6. CONSERVACION Y ELIMINACION DE LAS LÁMINAS _______________

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NORMAS MINIMAS DE BIOSEGURIDAD PARA LABORATORIOS QUE REALIZAN BACILOSCOPÍAS ___________________________________________________

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3.1. PERSONAL _____________________________________________________

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3.2. PRECAUCIONES GENERALES DE TRABAJO _______________________

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3.3. PRECAUCIONES EN LA TOMA Y CONSERVACIÓN DE MUESTRAS ___

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3.4. PRECAUCIONES PARA LABORATORIOS QUE REALIZAN BACILOSCOPÍAS

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SISTEMA DE REGISTRO E INFORMACIÓN_____________________________

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BIBLIOGRAFÍA _____________________________________________________

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INTRODUCCIÓN Mycobacterium tuberculosis, bacilo productor de la tuberculosis, se transmite de persona a persona por medio de la tos de los enfermos con lesiones pulmonares abiertas que expectoran bacilos. Se estima que alrededor de un tercio de la población mundial, dos mil millones de personas, están infectadas con él; aproximadamente 8 millones de ellos enferman anualmente, de los cuales cerca de un millón mueren por la enfermedad, aún cuando se cuenta con técnicas de diagnóstico sencillas y tratamientos eficaces. En Argentina se notifican aproximadamente 13.000 casos anuales, de los cuales 6.000 son enfermos con formas pulmonares que eliminan bacilos con la expectoración y mantienen la transmisión del bacilo mientras no son diagnosticados y tratados adecuadamente. El Programa Nacional de Control de la Tuberculosis y los Programas Provinciales tienen como objetivo principal diagnosticar tempranamente los casos infectantes y tratarlos con esquemas eficaces y modalidades que aseguren una curación cercana al 100%. El primer paso para cumplir estos objetivos es contar con laboratorios que le aseguren a los enfermos un diagnóstico rápido, seguro y accesible; para ello desde hace varias décadas se ha ido conformando la Red Nacional de Laboratorios de Tuberculosis de la que participan más de 600 laboratorios de dependencia oficial: nacionales, provinciales y municipales, a los que se agregan laboratorios privados y de obras sociales, que deben asegurar que cualquier habitante del país pueda acceder al diagnóstico de la enfermedad, como paso previo a su curación. Se estima que hay en promedio un laboratorio con microscopio cada 40.000 habitantes, aunque si se toman en cuenta los mayores de 15 años en quienes se aplica sistemáticamente la baciloscopía la oferta de servicio es mucho mayor. Esta Red no sólo tiene por objetivo garantizar el acceso fácil al diagnóstico, sino también que las técnicas que utilicen sus integrantes sean las más adecuadas a las necesidades de la población y que se realicen con la mejor calidad. La baciloscopía es la técnica que mejor se adapta a las necesidades del Programa de Control ya que detecta los casos más infectantes, es sencilla, puede realizarse en cualquier laboratorio que cuente con un microscopio, es económica y puede ser fácilmente estandarizada para garantizar la calidad en todo el territorio nacional. La estandarización de la baciloscopía se basa en normas que garantizan que las técnicas propuestas han sido el producto de amplios ensayos mundiales realizados por organizaciones internacionales como la OPS/OMS y la Unión Internacional Contra la Tuberculosis y Enfermedades Respiratorias (UICTER). El primer Manual de Laboratorio utilizado en nuestro país fue una adaptación del Manual de Bacteriología de la Tuberculosis escrito por el Dr. Luis Herrera Malmsten, bacteriólogo chileno, a solicitud de la Organización Panamericana de la Salud en 1973. Esa adaptación fue utilizada durante más de una década en todos los laboratorios del país, hasta que un Comité Asesor de la OPS/OMS, convocado por el Centro Panamericano de Zoonosis (CEPANZO), reunido en México en 1983, actualizó las normas a las nuevas necesidades de los países de América Latina; estas nuevas normas fueron adoptadas por la Comisión Argentina de Bacteriología de la Tuberculosis y han sido utilizadas, en sus cuatro capítulos, hasta el presente.(Notas Técnicas CEPANZO N° 26, 27, 28 y 29/1988). Si bien después de quince años los avances en la tecnología han introducido variantes en la bacteriología, la baciloscopía aun sigue siendo la técnica de elección para el objetivo principal de cortar la cadena de transmisión mediante el diagnóstico de los casos bacilíferos, su tratamiento efectivo y su curación y continúa siendo el método más rápido de diagnóstico. Sin embargo algunos cambios se han producido, especialmente con la asociación de TBC-SIDA, que hacen que se crea conveniente actualizar las normas, especialmente en lo que respecta a la toma y conservación de algunas muestras y a la aplicación de normas básicas de bioseguridad que garanticen el trabajo confiado y seguro.

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LA MUESTRA Para que el laboratorio pueda obtener resultados confiables no sólo es necesario que ejecute las técnicas en forma correcta, sino que cuente con una buena muestra, entendiéndose por tal la que proviene del sitio de la lesión que se investiga, obtenida en cantidad suficiente, colocada en un envase adecuado, bien identificada y conservada y transportada correctamente. Mycobacterium tuberculosis se disemina por todo el organismo por lo que la enfermedad puede manifestarse en cualquier órgano; de allí que las muestras que puedan procesarse para diagnóstico o control son muy variadas: esputo, orina, líquido cefalorraquídeo, líquido pleural, líquido ascítico, sangre, pus de cavidades abiertas, biopsias y otros. La localización pulmonar es la más frecuente debido a que el bacilo necesita una buena presión de oxígeno para desarrollar y lo consigue principalmente en ese órgano que, por otra parte, es el primer lugar en el que se instala al infectar al hombre. Cerca del 85% de las tuberculosis tienen localización pulmonar y estos enfermos, además de padecer casi siempre enfermedad severa, son a su vez los que mantienen la infección pues diseminan los bacilos con la tos, estornudos o al hablar. El Programa de Control de la Tuberculosis se centra prioritariamente en la detección temprana de estos enfermos, razón por la cual la muestra de mayor rendimiento y la que se procesa con mayor frecuencia en el laboratorio es el esputo. Este capítulo se dedic ará a la toma de muestras de origen pulmonar, dejando la obtención de otras muestras para cuando se trate el cultivo. 1.1. CALIDAD DE LA MUESTRA

Para el éxito de cualquier análisis de laboratorio se debe contar con una buena muestra; en este caso, la muestra de catarro mucopurulento proveniente de pulmón es la que más garantiza que si hay bacilos se puedan observar o aislar. Las secreciones nasales, faríngeas o la saliva no son buenas muestras, aunque no deben desecharse pues siempre existe la posibilidad de que los bacilos hayan quedado en la boca, nariz o faringe. 1.2. OBTENCION ESPONTANEA DEL ESPUTO

El hecho más importante es el de comunicar al Sintomático Respiratorio (SR) con mucha claridad qué debe obtener y cómo y dónde hacerlo . Para ello, la persona que da las instrucciones debe usar el lenguaje que el paciente entienda. La palabra que define la buena muestra es diferente en cada región y en general el SR la identifica perfectamente (gallo, pollo, gargajo, del fondo del pecho, etc.). -

Elija un lugar adecuado para que el SR produzca la expectoración: por ejemplo una pequeña habitación bien ventilada y con mucho sol si se dispone de ella o algún lugar abierto que permita intimidad, tal como un espacio no concurrido del patio del Servicio de Salud. No utilizar lugares cerrados o muy concurridos tales como consultorios médicos o baños. (Ver Bioseguridad).

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Entregue al SR el envase de recolección rotulado con su nombre o número de identificación y el servicio que lo solicita. Estos datos deben ser escritos en la pared del frasco y no en la tapa para evitar errores, con rótulos que no se despeguen o con lápiz indeleble.

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Instruya al SR indicándole que debe inspirar profundamente llenando sus pulmones de aire tanto como sea posible, retenerlo un momento y luego expulsarlo violentamente desde el abdomen, tratando de arrastrar las secreciones del pulmón. Debe recoger en el envase el esputo producido tratando de que entre en su totalidad sin mancharse las manos o las paredes externas del frasco. En caso de que esto último sucediera, aconsejar que limpie el frasco con un papel y las manos con agua y jabón.

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Este procedimiento debe repetirlo otras dos veces, colocando todas las secreciones en el mismo frasco.

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Cuando reciba la muestra, observe por fuera del frasco si la misma es de buena calidad: mucopurulenta o mucosa. Si es saliva o secreción nasal no la descarte porque aún así puede contener bacilos. Registre esta característica en el Registro de Laboratorio, insista en las instrucciones e indique que recoja otra muestra.

1.3. METODOS ESPECIALES PARA OBTENER MUESTRAS DE ESPUTO

Siempre se debe intentar conseguir expectoración espontánea; en los casos poco frecuentes en que no pueda lograrse pueden utilizarse otras formas tales como la inducción de esputo o la recuperación de secreciones por otros medios. Esta última no es tan buena como el esputo por lo que se aplica sólo a niños, enfermos siquiátricos o ancianos. 1.3.1. Inducción de esputo

- Se debe nebulizar con soluciones normotónicas (solución fisiológica) o ligeramente hipertónicas, a temperatura apenas superior a la corporal, a fin de fluidificar las secreciones y ayudar a su eliminación.

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- Se hace kinesioterapia o, por lo menos, drenaje postural acostando al paciente con la almohada debajo del tórax y la cabeza por fuera de la camilla y más baja, de tal forma de facilitar el descenso de la expectoración. - Se recoge la primera expectoración producida después de la nebulización y se entrega un segundo frasco para que la persona recoja las secreciones producidas en las 24 horas siguientes. Por razones de bioseguridad no es aconsejable utilizar este método a menos que se cuente con sistemas de esterilización adecuados o máscaras descartables y salas de nebulizaciones aisladas, ventiladas y soleadas que impidan la transmisión de bacilos por los aerosoles formados. (Ver Bioseguridad). 1.3.2. Lavado gástrico

Se utiliza para detectar bacilos en el esputo ingerido y alojado en el estómago. La baciloscopía de lavado gástrico tiene valor relativo ya que habitualmente contiene pocos bacilos y, por otra parte, es frecuente que contenga micobacterias ambientales que pueden estar alojadas en el estómago. Siempre que sea posible, se debe cultivar este tipo de muestras . - Número de muestras: al menos tres. - Envase: el aconsejado para esputo, siempre que tenga el volumen adecuado. - Momento de la recolección: por la mañana al despertar, con el paciente en ayunas dado que la ingesta de alimentos hace que la expectoración ingerida pase al intestino. Si es un lactante es conveniente que no esté presente la madre en el momento de la toma de muestra porque su presencia puede incentivar los movimientos peristálticos. - Técnica: sondeo gástrico realizado por médico o enfermera con experiencia, con sonda nasal, de longitud adecuada y de diámetro adecuado a la edad del niño. Una vez que la sonda llega al estómago, aspire con jeringa sin que la succión provoque daño. En caso de no obtenerse material inocule 10 a 15 c.c. de agua destilada o solución fisiológica estéril y recoja inmediatamente. - Conservación: coloque el material en el frasco adecuado y envíelo inmediatamente al laboratorio, ya que debe ser procesado en las 6 horas siguientes a la obtención para ser cultivado. Normalmente es posible evitar demoras porque la toma de muestra se realiza en forma programada. Si por alguna causa inevitable no es posible, debe neutralizar el material con una solución de bicarbonato de sodio al 10% o fosfato trisódico anhidro al 10% y conservarlo en heladera por no más de 24 horas hasta el momento del envío. - Procesamiento: Para realizar la baciloscopía es necesario centrifugar previamente la muestra durante 20 minutos a 2.500g. 1.3.3. Lavado bronquial

La obtención de esta muestra está reservada a médicos especialistas. Siempre que sea factible debe ser cultivada. Antes de tomar la muestra deben realizarse, de ser posible, baciloscopías de al menos dos muestras espontáneas de esputo para intentar detectar la enfermedad sin procedimientos invasivos y evitar la contaminación innecesaria del broncofibroscopio con bacilos. Las maniobras utilizadas suelen producir expectoración en las 24 horas posteriores, razón por la que debe entregarse un frasco al enfermo para que las recoja y entregue en el laboratorio.

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Las salas de fibroscopía y el personal que la realiza deben contar con todos los requisitos de bioseguridad. Se deben aplicar rigurosos procedimientos de esterilización y lavado del broncoscopio para evitar la transmisión de tuberculosis con dispositivos contaminados y la generación de falsos resultados positivos por la presencia de bacilos remanentes, vivos o muertos. 1.3.4. Hisopado laríngeo

A causa del escaso número de bacilos que suele contener esta muestra, las molestias que ocasiona al paciente y los riesgos potenciales para la persona que toma la muestra, se aconseja utilizar esta técnica cuando no es posible obtener otro tipo de muestra. Es conveniente procesar esta muestra por cultivo siempre que sea posible para poder detectar el bajo número de bacilos y debido a que las fibras de algodón pueden producir resultados falsos positivos en la baciloscopia. - Número de muestras: tres hisopados en días consecutivos. - Envase: tubo de ensayo con tapón de algodón conteniendo un hisopo de algodón montado en alambre de acero o varilla de madera flexibles de aproximadamente 30cm de longitud. - Momento de la recolección: por la mañana, preferentemente en ayunas ya que suele provocar náuseas en el momento de la recolección. - Técnica: una vez sentado el paciente solicítele que levante la cabeza, abra la boca y saque la lengua y tómesela con dos dedos de la mano izquierda cubierta con guantes o bien con un trozo de gasa. Introduzca el hisopo levemente humedecido con agua destilada o solución fisiológica estéril hasta la laringe; pida al paciente que tosa e imprima al hisopo un movimiento circular suave tratando de recoger las secreciones de esa zona. Retire el hisopo tratando de no tocar las partes blandas de la boca e introdúzcalo en el tubo de ensayo. Debe ser enviado lo antes posible al laboratorio para su procesamiento. El operador debe utilizar guardapolvo largo con mangas, guantes, barbijo o máscara rígida y en lo posible anteojos. 1.4. NUMERO DE MUESTRAS Y MOMENTO DE LA RECOLECCION DE ESPUTO

Como la eliminación de los bacilos por el esputo no es regular y permanente, es conveniente analizar más de una muestra de cada SR para el diagnóstico de la tuberculosis. En las condiciones habituales del Programa de Control se considera suficiente obtener dos muestras por SR ; en caso de que ambas fueran negativas y el médico tenga otros elementos para sospechar que puede tratarse de tuberculosis, se debe pedir una tercera muestra y también, de ser posible, un cultivo. La primera muestra debe ser tomada siempre en el momento de la consulta (muestra inmediata) cuando el médico u otro personal del equipo de salud identifican al SR, es decir a cualquier consultante que ha estado tosiendo por más de 15 días. La segunda muestra la debe conseguir el paciente en su casa o en la internación por la mañana al despertar (muestra matinal). Si bien la primera suele tener menor rendimiento que la segunda, al tomarla asegura que al menos se pueda analizar una muestra del SR. De todas formas, deben hacerse los mayores esfuerzos para que la persona regrese con la segunda muestra. Si se decide tomar una tercera muestra, ésta puede ser recogida en el momento en que el SR entrega la segunda o bien se debe solicitar una nueva muestra matinal.

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Para control de tratamiento se aconseja examinar con baciloscopía una muestra por mes, poniendo énfasis en las muestras del segundo y cuarto mes y en la del final del tratamiento. PARA FACILITAR LA LOCALIZACION DE CASOS DE TUBERCULOSIS LAS MUESTRAS PRODUCIDAS POR LOS SR DEBEN PODER SER TOMADAS O ENTREGADAS A CUALQUIER HORA DEL DIA EN QUE EL SERVICIO ESTE ABIERTO, EN EL MOMENTO MAS ADECUADO PARA EL PACIENTE.

Es recomendable que el laboratorio no dé turnos de recepción de muestras. Luego puede regular el momento en que las procesa ya que el esputo puede conservarse varios días, sobre todo si sólo va a ser examinado por baciloscopía. Aún así, debe considerarse que la demora en la entrega de un resultado positivo puede demorar el inicio del tratamiento, prolongar el período durante el cual el paciente permanece infeccioso o determinar que pierda un enfermo. Por lo tanto, el examen debe ser realizado con la mayor premura posible, dentro de una rutina lógica de trabajo. Lo ideal es entregar el informe dentro de 24 horas de recibida la muestra. 1.5. EL ENVASE

El envase más adecuado debe tener las siguientes características: - Boca ancha: de no menos de 50 mm de diámetro, para que el paciente pueda depositar la expectoración con facilidad dentro del envase, sin ensuciar sus manos o las paredes del frasco y para que en el laboratorio se pueda seleccionar y tomar la partícula más adecuada para realizar el extendido. - Cierre hermético: en lo posible con tapa a rosca, para evitar derrames durante el transporte y la producción de aerosoles cuando se abre en el laboratorio. - Capacidad adecuada: entre 30 y 50 c.c., para evitar derrames y facilitar la selección de la partícula útil. - Transparente: para poder observar la calidad de la muestra cuando la entrega el SR. - Descartable: preferentemente de plástico, para facilitar su eliminación. No se recomienda limpiar frascos de vidrio ya usados y volverlos a usar, para evitar posibles errores y minimizar la manipulación de material potencialmente infeccioso. El Programa Nacional de Control de la Tuberculosis facilita generalmente frascos de recolección en cantidad suficiente, con características similares, aunque no siempre iguales, a las descriptas, que han demostrado ser en general adecuados. Los envases se deben solicitar a lo s Responsables Provinciales de la Red de Laboratorio de Tuberculosis o al Responsable Provincial del Programa.

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1.6. CONSERVACION Y TRANSPORTE DE LAS MUESTRAS DE ESPUTO

Es necesario que la muestra llegue lo antes posible al laboratorio que va a realizar la baciloscopía o el cultivo. En general, tanto para baciloscopía como para cultivo se recomienda no dejar transcurrir más de siete días entre el momento de la recolección de la muestra y el del procesamiento en el laboratorio. La muestra debe ser conservada de preferencia en heladera o, de no ser posible, en un lugar fresco. Es útil contar con un envase de plástico con tapa, del tipo de los que se utilizan para conservar alimentos, de alrededor de 15 por 40 cm, de altura ligeramente superior a la de los envases utilizados, en cuyo interior se adapta una base de telgopor agujereada con círculos de diámetro ligeramente superior al de los envases, para conservar allí las muestras. Estos envases son útiles para conservar muestras en heladera o bien para su transporte. En un Servicio de Salud que no tiene laboratorio , el personal debe conocer a qué laboratorio debe enviar las muestras, con qué frecuencia y por cuál medio de transporte . El responsable Provincial de la Red de Laboratorios de Tuberculosis lo ayudará a resolver estos problemas. Si las muestras van a ser procesadas sólo por baciloscopía y conservadas por varios días, puede agregar unas 10 gotas de fenol al 5 % en el momento de recibirlas, agitarlas levemente y dejarlas al menos 30 minutos; este desinfectante mata a todos los gérmenes del esputo, incluyendo a las micobacterias, pero aun así éstas se colorean por la técnica de Ziehl-Neelsen. En el transporte de las muestras deben considerarse tres condiciones importantes: - protección del calor excesivo; - protección de la luz solar; - acondicionamiento de tal forma que no haya riesgo de derrames. Si no se dispone de cajas de plástico con divisiones interiores para el transporte, las muestras pueden ser acondicionadas en cajas de cartón grueso; se debe comprobar que los envases estén cerrados herméticamente (en algunos casos conviene sellarlos con tela adhesiva o cinta de enmascarar), luego de lo cual se deben envolver en dos bolsas de polietileno, haciendo un nudo seguro con cada bolsa, encima de la tapa, de manera que sujete firmemente cada frasco. Acondicionar los frascos así envueltos en la caja con relleno de papel de diario para mantenerlos firmes. Cada envío debe ser acompañado por las hojas de solicitud de examen correspondiente o al menos por una lista de datos de los pacientes: nombre y apellido, servicio, aclaración sobre si es muestra para diagnóstico (1ª o 2ª) o para control de tratamiento indicando el mes. En lo posible se debe elegir el medio de transporte que garantice mayor rapidez y confianza en la entrega. Es conveniente que se le anticipe al laboratorio que va a recibir las muestras el correspondiente envío. De ser posible, se debe establecer días de la semana en que se efectuarán regularmente los envíos, el medio de transporte y el horario de llegada. Extendidos fijados

En casos excepcionales puede ser necesario realizar extendidos de esputo sobre el portaobjetos para enviarlos al laboratorio para su coloración y lectura; en esa circunstancia se debe tomar al precaución de tratar previamente el esputo con 10 gotas de fenol al 10% y después de una hora realizar el extendido siguiendo las indicaciones que se verán en el Capítulo de Baciloscopía. En ese tiempo los 11

bacilos habrán muerto pero mantienen su capacidad de teñirse con la fucsina. Es conveniente hacer dos extendidos de cada muestra. Después de 24 horas de contacto con fenol el material puede descartarse quemando el frasco en el pozo de incineración del servicio. 1.7. RECEPCION DE LA MUESTRA Cada vez que en el laboratorio se reciben las muestras se debe: - Comprobar que estén bien identificadas; - Desinfectar el exterior de los envases con algodón con fenol al 5% si se han producido pequeños derrames durante el transporte. Si el derrame ha sido masivo esterilizar toda la caja en autoclave o incinerarla. - Notificar al servicio que derivó las muestras, en caso de ser necesario, los inconvenientes que se observan, especialmente en la calidad y cantidad de los esputos y en la forma de envío.

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LA

BACILOSCOPIA

El examen microscópico directo o baciloscopía es la técnica fundamental para el diagnóstico y el control del tratamiento de la tuberculosis pulmonar del adulto. La técnica se basa en la capacidad que poseen casi exclusivamente las micobacterias de incorporar la fucsina fenicada y retenerla frente a la acción de decolorantes como la mezcla de ácido y alcohol: ácido-alcohol resistencia. Esta propiedad se debe al alto contenido en lípidos, principalmente ácidos micólicos, que poseen las micobacterias en la pared celular. 2.1. LUGAR DE TRABAJO

La baciloscopía puede realizarse en laboratorios de cualquier complejidad, que posean un microscopio con lente de inmersión en buenas condiciones. Sólo debe contarse con un mínimo de condiciones edilicias y de recursos y seguirse normas básicas sencillas que aseguren un trabajo de calidad y con riesgos mínimos. Se debe contar con una mesa o mesada para realizar los extendidos de aproximadamente 1 x 0,50m, en lo posible cubierta con material que pueda desinfectarse fácilmente con soluciones germicidas (cerámica o azulejos sin junturas evidentes, fórmica, acero o materiales similares); en caso de no contar con ellos se puede utilizar una bandeja de metal o vidrio de dimensiones aproximadas o bien cubrir el área de trabajo con papel de diario impregnado en fenol al 5%. El área de trabajo puede no ser exclusiva; donde existe un solo ambiente éste sirve para todas las actividades; en esos casos se recomienda disponer de un horario especial para realizar los extendidos y coloraciones, habitualmente el momento de menor movimiento, cuando se pueda restringir el paso de personas y cerrar la puerta. El equipo mínimo necesario para realizar los extendidos y la coloración es: a.- Microscopio con objetivo de inmersión en buenas condiciones. b.- Envases para muestras, aplicadores de madera (o en su defecto ansas), frascos para soluciones colorantes, mechero preferentemente de gas aunque puede utilizarse uno de alcohol, lápiz marcador de vidrio (graso, tinta indeleble o de diamante), portaobjetos, pinza, receptáculo para descartar los envases con muestras y frascos para fraccionar reactivos. c.- Material de vidrio aforado para preparar las soluciones. Puede no ser necesario si el Laboratorio de Referencia envía los colorantes y reactivos fraccionados para preparar un volumen determinado (un litro, medio litro). d.- Pileta o recipiente y un soporte para colorear los extendidos.

2.2. REACTIVOS 2.2.1. Preparación

a.- Fucsina básica fenicada. (Colorante básico). -

Fucsina básica Alcohol 95° GL Fenol acuoso* Agua destilada c.s.p.

3 g 100 ml 55 ml 1.000 ml

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Se disuelve la fucsina básica en el alcohol, agitando suavemente y se agrega el fenol acuoso*; se deja reposar hasta el día siguiente; se agita suavemente y se agrega agua destilada para completar un litro. Se filtra. * El fenol acuoso se prepara fundiendo con cuidado, en baño maría, el fenol en cristales con 100 ml de agua destilada por cada Kg de fenol (preferentemente calentado con calentador eléctrico o con llama a baja intensidad y con la tapa del frasco ligeramente abierta); de esta manera se mantiene líquido y debe conservarse al abrigo de la luz para evitar su oxidación.

b.- Solución decolorante. - Acido clorhídrico p.a. 30 ml - Alcohol 95° GL 970 ml Agregar siempre el ácido al alcohol, suavemente, y no al revés porque es peligroso. c.- Azul de metileno (Colorante de contraste). - Azul de metileno - Agua destilada

1 g 1.000 ml

Se disuelve el azul de metileno en el agua agitando suavemente, se lo deja reposar 24 horas, se agita y filtra. 2.2.2. Precauciones con los colorantes

- Los colorantes, especialmente la fucsina básica, deben ser de buena calidad. De ser posible es conveniente que se realice una compra unificada para garantizar la misma calidad en todos los servicios de una provincia. Obsérvese que la pureza del colorante sea del 100%, de no ser así ajústense las cantidades teniendo en cuenta el grado de pureza. - Es conveniente preparar volúmenes que se han de consumir en no más de dos meses. Todo reactivo con características anormales (llamativamente precipitado, turbio, etc), o conservado por más de 6 meses, debe ser descartado. - Los colorantes deben conservarse en frascos color caramelo o bien en envases comunes pero bien resguardados de la luz. - Fraccionar pequeños volúmenes, previamente filtrados, que se han de usar en la semana. Lavar estos envases con frecuencia semanal, en lo posible enjuagándolos con alcohol, para disolver los cristales que pudieran haberse formado. - Si se usan colorantes comerciales consultar a los Responsables Provinciales de la Red de Laboratorios sobre su calidad ya que es muy variable. 2.3. PREPARACION DEL EXTENDIDO

Antes de comenzar a trabajar debe lavarse las manos y colocarse el guardapolvo. Tenga en cuenta las medidas de bioseguridad recomendadas más adelante. La mejor medida para evitar riesgos y errores es la sistematización de las actividades que se han de realizar, téngalo en cuenta:

- Antes de comenzar a trabajar, disponga en la mesada todo lo necesario para realizar el extendido en el espacio despejado de la misma o en la bandeja: mechero, aplicadores o ansas, frasco con arena y fenol o alcohol, soporte para los extendidos, lápiz para marcar los portaobjetos, portaobjetos marcados con la numeración de las muestras a procesar.

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- Es conveniente extender una hoja de papel absorbente en el área de trabajo donde realizará los extendidos, la que descartará con el material a esterilizar, al finalizar el trabajo.

- Si marca los portaobjetos con lápiz graso hágalo en la parte posterior de los mismos para evitar que se pierda la identificación durante la coloración. - Disponga a su izquierda o derecha (siempre en la misma posición) las muestras de acuerdo a numeración creciente y los portaobjetos marcados delante de cada una de ellas. El portaobjetos se divide virtualmente en tres tercios, uno de ellos se utiliza para marcar el número correlativo de identificación y los dos restantes se dejan para realizar el extendido. Se recomienda no procesar más de doce muestras por vez para evitar accidentes y errores por cambio de muestra. - Tome la primera muestra y el portaobjetos correspondiente y colóquelo entre usted y el mechero, tome el frasco con material y llévelo detrás de la llama de manera que ésta quede entre usted y el frasco y ábralo con cuidado. Esta posición lo protegerá de posibles formaciones de aerosoles al abrir el frasco. - Si usa palillo para realizar el extendido, parta el palillo en dos tratando de que las puntas queden ásperas y con las puntas de ambas mitades trate de levantar la partícula más purulenta de la muestra y enróllela en una de ellas.

Si la muestra contiene varias porciones mucopurulentas trate de mezclarlas con movimientos suaves del palillo y luego tome una porción de la mezcla, enrollándola en la punta de una de las mitades del palillo. Si usa ansa no descartable, quémela primero desde el mango hacia el aro, déjela enfriar y luego seleccione la partícula más purulenta. La selección de la partícula más purulenta de la muestra es uno de los pasos más importantes de la baciloscopía.

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- Coloque la partícula seleccionada sobre el portaobjetos cerca de la línea divisoria y extiéndala con el palillo o el ansa con movimientos circulares, tratando de dispersarla por toda la superficie central, sin llegar a los bordes, en forma homogénea. Coloque sólo un extendido en cada portaobjetos El extendido debe quedar de grosor homogéneo, cubriendo la mayor parte de los dos tercios del portaobjetos. Si es demasiado fino, es posible producir un resultado falso negativo, si es muy grueso, el material puede desprenderse durante la coloración. El grosor adecuado es el que permite leer un texto impreso a través del preparado. Este procedimiento debe realizarse teniendo el mechero entre usted y el portaobjetos. - Deje el extendido en un soporte para que se seque a temperatura ambiente; el extendido no debe calentarse a la llama mientras éste permanezca húmedo pues el calor fuerte deteriora los bacilos y no se colorean y puede generar aerosoles. - Si utilizó palillos deséchelos en un frasco que contenga fenol al 5% o una solución de hipoclorito de sodio concentrado comercial al 10%; si usó ansa introdúzcala en el frasco que contiene arena y fenol, pásela con movimientos circulares por la arena y luego quémela con cuidado comenzando desde el mango avanzando lentamente hacia el aro. Puede utilizar un incinerador especial muy fácil de fabricar con elementos sencillos. - Cierre el envase y déjelo en el lado opuesto a los que aún no ha procesado, para evitar confusiones. Continúe de la misma manera con cada una de las muestras siguientes.

FIJACIÓN DEL EXTENDIDO

- Espere a que las láminas se hayan secado al aire y luego páselas rápidamente sobre la llama dos o tres veces para fijar el extendido; no lo queme ni lo sobrecaliente.

Los extendidos deben ser coloreados lo antes posible, no deben quedar sin colorear hasta el día siguiente , ya que los bacilos permanecen vivos cuando son fijados sólo con calor suave. -

Conserve las muestras hasta que haya realizado las coloraciones y lecturas y esté seguro de que no necesitará realizar nuevos extendidos o enviarlas para cultivo.

-

Cuando haya terminado, puede descartar las muestras colocándolas, junto con los palillos, en un recipiente para incineración o autoclavado o bien colocándoles fenol al 5% o hipoclorito de sodio al 10% y dejándolas hasta el día siguiente, momento en que puede eliminarlas con los desechos habituales del laboratorio.

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Limpie la superficie de trabajo descartando los papeles con que pudiera haberla cubierto y pase fenol al 5% o hipoclorito de sodio al 10% sobre la superficie para desinfectarla. Descarte el barbijo o los guantes, si los ha usado, del mismo modo que las muestras.

2.4. COLORACIÓN DE ZIEHL-NEELSEN

Esta es la técnica más empleada en el mundo y ha sido recomendada por la Organización Mundial de la Salud (OMS) y la Unión Internacional Contra la Tuberculosis y Enfermedades Respiratorias (UICTER) por ser la que asegura resultados reproducibles con un entrenamiento sencillo.

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Es también la más económica y alcanza la misma sensibilidad que la técnica de fluorescencia si se le dedica tiempo suficiente a la lectura de cada frotis. Consta de tres tiempos: a.- Coloración.

- Disponga dos varillas de vidrio sobre la pileta de lavado a una distancia de aproximadamente 5 cm entre una y otra; si por cualquier causa no desea colorear en la pileta puede utilizar alguna bandeja metálica o de vidrio. - Coloque las láminas fijadas conservando el orden numérico con el extendido hacia arriba y sin que se toquen entre ellas. - Vierta los reactivos y el agua suavemente evitando salpicaduras que pueden transferir material de un portaobjetos a otro y pueden generar aerosoles. - Cubra la superficie del extendido con fucsina básica fenicada recientemente filtrada. También se puede cubrir previamente el extendido con un trozo de papel de filtro que no sobresalga del portaobjeto y luego cubrir con la fucsina. Este papel evita que los posibles cristales de fucsina se asienten sobre el extendido. - Con la llama de un hisopo embebido en alcohol caliente suavemente por debajo de los extendidos con movimientos de vaivén hasta que observe que se desprenden los primeros vapores.

El calentamiento nunca debe ser tal que hierva la fucsina ya que a esta temperatura la pared de los bacilos se destruye y no se colorean. - En el término de aproximadamente cinco minutos debe calentar tres veces hasta emisión de vapores; este tiempo y estas temperaturas son suficientes para que la fucsina penetre adecuadamente en el bacilo y se fije a sus lípidos.

- Levante cuidadosamente el portaobjetos desde el extremo más cercano a usted y con el frasco de agua o un chorro fino proveniente de una mangueraconectada a la canilla, lave cuidadosamente la superficie eliminando totalmente la solución de fucsina. Girando el extendido lave con cuidado también la parte posterior. Incline el portaobjetos tomándolo con una pinza para eliminar el exceso de agua y evitar diluir los reactivos que se utilizarán a continuación. 17

b.- Decoloración. - Cubra la totalidad del extendido con solución decolorante de alcohol-ácido y deje aproximadamente 3 minutos para que el decolorante actúe. Pasado ese tiempo enjuague con abundante agua a baja presión. Vuelva a cubrir con solución decolorante, déjelo actuar un minuto y enjuague nuevamente. Se considera decolorado cuando sus partes más gruesas conservan sólo un leve tinte rosado. Si aún observa coloración rosada intensa, repita el procedimiento.

- Después de la última decoloración mantenga el extendido cubierto al menos un minuto con agua para rehidratar las células. c.- Coloración de fondo. - Elimine el exceso de agua inclinando el portaobjetos. Cubra todo el extendido con solución de azul de metileno dejándolo entre 45 segundos y un minuto. Enjuague las láminas en ambas caras con agua a baja presión y limpie la parte inferior con un algodón si ha quedado coloreada. - A medida que las saque del soporte de coloración observe si la numeración está aun visible y en caso contrario vuelva a numerarlas. - Déjelas secar a temperatura ambiente, apoyándolas en forma vertical sobre un papel absorbente o en un soporte.

2.5. OBSERVACION MICROSCOPICA

La observación microscópica cumple principalmente dos objetivos: a.- determinar si en el extendido hay bacilos ácido-alcohol resistentes. b.- cuantificar aproximadamente, en caso positivo, la riqueza en bacilos, lo que da idea del grado de severidad e infecciosidad del paciente. Mantenga el microscopio limpio, libre de polvo, restos de aceite y humedad.

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Ubique cerca del microscopio todos los elementos que va a necesitar para la lectura: aceite de inmersión, papel suave, el Registro del Laboratorio y una lapicera, una caja para guardar portaobjetos.

a.- Enfoque en el microscopio . - Debe utilizarse un microscopio con condiciones adecuadas de óptica, equipado con un objetivo de inmersión (100 x) y un ocular 8 ó 10 x. Es conveniente tener un extendido positivo coloreado para evaluar periódicamente las buenas condiciones del microscopio. Tenga en cuenta que este extendido positivo se va decolorando con los sucesivos lavados con xileno. - Apoyando el portaobjetos sobre la mesa deposite una gota de aceite de inmersión sobre la parte del extendido coloreado cercana al número. (No es conveniente usar aceites naturales de mayor densidad y secantes; por ejemplo aceite de cedro). No se debe tocar el extendido con la punta del gotero o varilla para evitar pasar partículas de un extendido a otro y generar falsos resultados positivos. - Coloque el portaobjetos sobre la platina dejando la superficie cubierta por el aceite justo debajo de la lente de inmersión y baje ésta lentamente con el tornillo macrométrico hasta que toque ligeramente el aceite. En ese momento observe a través de los oculares y continúe bajando muy lentamente hasta ver el material coloreado del extendido, continúe ajustando el tornillo micrométrico hasta ver una imagen nítida. Cada campo microscópico debe ser observado en superficie y profundidad, utilizando permanentemente el micrométrico.

b.- Método de lectura. - De haber bacilos los observará como pequeños bastoncillos delgados, ligeramente curvos, teñidos de rojo fucsia, generalmente con gránulos más coloreados en su interior, aislados o en grupo, destacándose sobre un fondo azul. - Siga una pauta uniforme de observación, para evitar repetir la lectura de algunos campos, leyendo de izquierda a derecha del extendido al menos 100 campos microscópicos útiles.

- Si no se encuentran bacilos ácido-alcohol resistentes (BAAR) o se observa menos de un bacilo por campo en promedio deben examinarse como mínimo 100 campos útiles. - Si se encuentran entre uno y 10 BAAR por campo bastará con leer 50 campos. - Si se encuentran más de 10 BAAR por campo bastará con leer 20 campos. - Terminada la observación limpie el aceite de inmersión del objetivo con una gasa o papel suave, absorbiendo el aceite sin frotar en exceso la lente. Esto contribuirá al cuidado de la lente y a evitar la transferencia de material al siguiente frotis que se va a leer. 19

No es conveniente usar xilol u otro disolvente en forma permanente para limpiar los objetivos pues deterioran rápidamente los objetivos y oculares. Los aceites sintétic os no secantes utilizados actualmente no requieren de limpieza frecuente con solventes.

c.- Informe de los resultados . La siguiente escala semicuantitativa ha sido adoptada por el país y es la utilizada en la mayoría de los países del mundo:

Negativ o (-)

: no se encuentran BAAR en los 100 campos observados.

Positivo (+) : se observa en promedio menos de un bacilo por campo en 100 campos observados. Positivo (++)

: de 1 a 10 BAAR por campo en 50 campos observados

Positivo (+++) : más de 10 BAAR por campo en 20 campos observados

Registre inmediatamente el resultado de la lectura en el Registro del laboratorio. Es conveniente marcar los resultados positivos en rojo, para identificarlos más rápidamente.

Si en una lámina se observan de uno a cuatro BAAR en 100 campos se recomienda: - Ampliar la lectura a 200 campos. - Si con esa lectura no se encuentran más bacilos, hacer otro extendido de la misma muestra, tratando de elegir partículas purulentas. - Si la lectura del segundo extendido no modifica el resultado del anterior la muestra debe informarse como negativa, consignando en el Libro de Registro el hallazgo y en lo posible solicitar una tercera muestra. -

De ser posible, enviar estas muestras para cultivo.

Escriba el resultado en el formulario correspondiente, agregue toda observación que indique que la calidad de la muestra no fue adecuada, si corresponde. Envíe el resultado lo más pronto posible al centro de salud o médico que solicitó el examen. d.- Control de calidad interno del laboratorio Es conveniente guardar extendidos fuertemente positivos, preparados con muestras a las que se les ha agregado fenol, para controlar la calidad de cada nuevo lote de colorantes que se prepare. Si no detecta bacilos ácido-alcohol resistentes, los reactivos son defectuosos o la coloración ha sido realizada en forma incorrecta. Si no puede decolorar bien el preparado, el decolorante es defectuoso o la decoloración ha sido realizada en forma incompleta.

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2.6. CONSERVACION Y ELIMINACION DE LAS LÁMINAS

El sistema nacional de garantía de calidad de las baciloscopías requiere que las láminas se conserven al menos un mes hasta que puedan ser solicitadas para su relectura. Las láminas leídas se limpian con un algodón embebido en alcohol pasándolo por la superficie con leve presión, se comprueba que se mantenga visible la numeración y se las guarda con sus resultados. Luego del mes, de no serles solicitadas puede limpiar las láminas dejando las negativas en las que no se observen rayaduras para preparar nuevos extendidos y enviando las positivas a otra sección del laboratorio. La limpieza se realiza de la siguiente manera: 1- Separe las láminas positivas de las negativas y lávelas por separado 2- Coloque las láminas en un recipiente con una solución de hipoclorito de sodio concentrado comercial al 30% durante 48 horas. 3- Lave con abundante agua de la canilla. 4- Seque al calor seco o a temperatura ambiente y limpie con un paño antes de volverlas a usar.

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NORMAS MINIMAS DE BIOSEGURIDAD PARA LABORATORIOS QUE REALIZAN BACILOSCOPÍAS La información disponible en nuestro país indica que el personal de salud más expuesto a contraer tuberculosis es el que asiste directamente al paciente: médicos y enfermeras. Es menor el riesgo del personal del laboratorio que puede protegerse con medidas de precaución simples y no muy costosas.

3.1. PERSONAL

1. Los trabajadores de salud infectados con HIV, con otra enfermedad inmunosupresora, con tratamientos prolongados con medicamentos inmunosupresores o diabéticos no deben trabajar en áreas de riesgo. Aquéllos con enfermedades pulmonares crónicas deben consultar previamente con su médico. 2. Los trabajadores de salud no reactores a la tuberculina (PPD menor de 10 mm) deben vacunarse con BCG al ingresar a trabajar. 3. Deben tener una evaluación médica clínica anual sistemática con placa de tórax y, cuando tengan síntomas respiratorios, baciloscopía y cultivo de ser posible. 4. Cada laboratorio debe contar con instrucciones escritas y difundidas sobre el manejo de pacientes con tuberculosis y de las muestras biológicas obtenidas de los mismos. En cada sección deben estar expuestas las normas básicas de bioseguridad específicas del área. 5. Es conveniente dictar a los ingresantes un curso con contenidos de historia natural de la tuberculosis y medidas de bioseguridad y reafirmar periódicamente los conocimientos. 6. El Comité de Infecciones Hospitalarias es el responsable de reglamentar las normas de bioseguridad para todo el personal y de hacerlas cumplir.

3.2. PRECAUCIONES GENERALES DE TRABAJO

En todas las circunstancias tener presente que es necesario aplicar todas las medidas lógicas para evitar la generación y movimiento de aerosoles. 1. Toda manipulación de material potencialmente infeccioso debe ser realizada en áreas alejadas de la circulación general. 2. Restringir el acceso al laboratorio de personal ajeno al área de trabajo para evitar movimientos, corrientes de aire, distracciones y exposición de personas no involucradas. Atender al personal del centro de salud y pacientes fuera de este área. 3. No utilizar ventiladores ni acondicionadores que generen flujos de aire mientras se está trabajando con material infeccioso. 4. Trabajar en áreas con pisos y paredes lavables; limpiarlos diariamente con una solución de hipoclorito de sodio concentrado comercial al 10%. NO BARRER EN SECO NI ENCERAR. NO USAR PLUMEROS PARA LA LIMPIEZA.

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5. No ubicar en el área de trabajo elementos innecesarios ni sacar de la misma libros de registro o elementos allí utilizados. 6. Utilizar siempre guardapolvo de mangas largas y cerrado; no sacarlo del centro de salud donde debe ser desinfectado y lavado (agua caliente y enjuague con agregado de hipoclorito). 7.

No beber, comer ni fumar en el área de trabajo donde se procesa material potencialmente infeccioso.

8.

Si se procesan un promedio diario de más de 5 muestras, utilizar barbijos con buen ajuste alrededor de la boca y nariz para la toma, manipulación y procesamiento de las muestras. El filtro del barbijo o máscara debe ser de alta eficiencia (HEPA) que retenga partículas del orden de los 0,3 micrones que aseguren al menos 95% de protección. Pueden utilizarse los de trabajadores que trabajan con asbestos o silicio. Los barbijos de cirugía no protegen contra los bacilos de la tuberculosis.

9. Controlar que no haya heridas o escoriaciones en las manos; si las hubiera, cubrir con vendaje y guantes. En circunstancias normales no es indispensable el uso de guantes para el trabajo con muestras de esputo en tuberculosis aunque, si existe una norma general de laboratorio de utilizarlos para protección, es conveniente mantenerla sin hacer excepciones. 10. Lavarse las manos con frecuencia, aun cuando se usan guantes. 11. No tocar, sin antes lavarse las manos, instalaciones o equipamiento del laboratorio.

3.3. PRECAUCIONES EN LA TOMA Y CONSERVACIÓN DE MUESTRAS

1. Las muestras deben ser recolectadas al aire libre o en un lugar bien ventilado hacia el exterior y con puertas cerradas a áreas de circulación de público. 2. En enfermos sospechosos de tuberculosis deben evitarse en lo posible las nebulizaciones; de ser necesarias, se harán en la sala de toma de muestras o en otra cuyas condiciones de ventilación sean similares. Las máscaras u otro material utilizado deben lavarse con detergente y abundante agua y el ambiente debe ser ventilado luego de cada paciente. 3. Para el transporte de muestras que serán procesadas sólo por baciloscopía se les puede agregar 10 gotas de fenol al 5%; el fenol mata el bacilo pero conserva su propiedad de tinción con fucsina. 4. Para el transporte acomodar los envases en cajas rígidas, resistentes, impermeables, con cierre hermético y divisiones interiores. Ubicar ésta en otra caja sin divisiones de tamaño ligeramente mayor, rellenando los espacios vacíos para evitar movimientos, por ejemplo con papel. 3.4. PRECAUCIONES PARA LABORATORIOS QUE REALIZAN BACILOSCOPÍAS

Todo laboratorio que cuente con un microscopio puede realizar una baciloscopía adoptando medidas de bioseguridad de sentido común, que no son costosas. Las siguientes recomendaciones son generales para todos los operadores del laboratorio en cualquier procedimiento que se haga con una muestra de SR. 1. Sistematizar el procesamiento de las muestras. No es recomendable trabajar con más de 12 muestras simultáneamente. (Ver Baciloscopía) 2. Disponer siempre de un frasco con fenol al 5% y trabajar en el área delimitada cubierta con un papel embebido en fenol. 3. Al recibir la muestra comprobar que no haya derrames; si existieran, desinfectar el exterior del envase con algodón embebido en fenol al 5% o hipoclorito de sodio al 10%. Si el derrame hubiera sido masivo autoclavar o incinerar el frasco y el contenedor en el que fue trasladado al laboratorio. 23

4. Ante cualquier rotura del envase o tubo con material potencialmente contaminado cubrir inmediatamente la zona con papel y embeberlo con fenol al 5% o con hipoclorito al 10% y abandonar el área de trabajo por 30 minutos. Al regresar recoger el material con pinzas y depositarlo en un recipiente donde pueda ser incinerado o autoclavado. 5. Abrir los envases con muestras teniendo un mechero entre la misma y el operador. De igual manera proceder para seleccionar la partícula a ser extendida y al realizar el extendido. 6. De preferencia utilizar palillos para realizar los extendidos. Si se usa ansa, primero debe ser limpiada en un frasco con arena y fenol o alcohol y luego quemada en el mechero, comenzando desde el mango hacia el aro. Si se usa pipeta cuidar que la punta superior esté protegida con algodón; no pipetear nunca con la boca. 7. Al realizar los extendidos, conservar los bordes limpios, sin muestra. Colorearlos tan pronto estén secos para disminuir al mínimo el tiempo en que las micobacterias permanecen viables. 8. Aunque no es imprescindible pueden utilizarse campanas de bioseguridad; no es necesario que sean complejas. A continuación se sugiere un diagrama de una campana sencilla y económica, que puede ser utilizada para técnicas básicas de bacteriología e incluso como campana de gases:

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Puede construirse en madera u otro material (acero, melamina, etc…), teniendo en cuenta que la superficie interior no debe presentar rugosidades para permitir una buena desinfección. La cámara puede ubicarse sobre la mesada del laboratorio. Las dimensiones aproximadas son: 100 cm de largo, 85 cm de altura, 60 cm de ancho en la base, 33 cm en la parte superior y 20 cm de alto en la entrada de manos. El aire contaminado dentro de la cámara debe ser expulsado forzadamente por un extractor adecuado, colocando antes del mismo filtros adecuados. Si la cámara no dispone de esta ventilación forzada, el riesgo de concentración de contaminantes es superior al de fuera de la cámara. La ventana puede ser de vidrio doble o triple.

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SISTEMA DE REGISTRO E INFORMACIÓN El sistema de información epidemiológica y operacional debe ayudar a administrar mejor la Red de Laboratorios de Tuberculosis a todos los niveles. Éste debe permitir el conocimiento actualizado de la magnitud y tendencia de la situación epidemiológica y al mismo tiempo el grado de desarrollo y efic iencia de la Red de Laboratorios. Los instrumentos de registro y formularios con los que debe contar la Red son: -

Formulario de Solicitud de baciloscopía

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Registro de Muestras para Investigación Bacteriológica de la Tuberculosis

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BIBLIOGRAFÍA 1. Center for Disease Control. Laboratory Manual for Acid-fast Microscopy. 2nd .ed. US Department of Health , Education and Welfare, Smithwick, USA, 1979. 2. Centers for Disease Control and Prevention, National Institutes of Health. U.S. Department of Health and Human Services, editor. Primary Containment for biohazards: selection, installation and use of biological safety cabinets. Washington: U.S. Goverment Printing Office 1995, 1-51. 3. Collins CH, Grange JM, Yates MD. Tuberculosis bacteriology. Organization and Practice. 2nd ed. Oxford: Butterworth-Heinemann, 1997. 4. Instituto Nacional de Enfermedades Respiratorias “Dr. Emilio Coni”. Normas técnicas del Programa Nacional de Control de la Tuberculosis. Argentina, 2000. 5. International Union Against Tuberculosis and Lung Disease. Technical guide for sputum examination for tuberculosis by direct microscopy . Bull Int Union Tuberc 1978:4-16. 6. International Union Against Tuberculosis and Lung Disease. The Public Health Service National Tuberculosis Reference Laboratory and the National Laboratory Network. Minimum Requirements, Role and Operation in a Low-Income Country. Francia, 1998. 7. ORGANIZACIÓN MUNDIAL DE LA SALUD/ORGANIZACIÓN PANAMERICANA DE LA SALUD. Bacteriología de la tuberculosis. La muestra. El exámen microscópico. Nota Técnica Nº26/Rev1. Argentina, 1988.

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