Biochemia - Enzymy I Oksydoreduktazy - Sciaga

Oksydoreduktazy katalizują procesy utleniania lub redukcji substratu. Ze względu na mechanizm działania oksydoreduktazy dzieli się na następujące grupy: Oksydazy aktywują cząsteczkę tlenu dwoma lub czterema elektronami i katalizują przyłączenie protonów do powstałych jonów tlenkowych, przy czym powstaje woda lub nadtlenek wodoru. Ze względu na produkt końcowy wyróżnia się dwa typy oksydaz: Oksydazy I zespołu, np. oksydaza askorbinianowa. Enzymy te zawierają w swej cząsteczce atom metalu, np. miedzi. Oksydazy I zespołu aktywują cząsteczkę tlenu czterema elektronami i katalizują powstanie wody. - Oksydazy II zespołu, to głównie enzymy flawinowe zawierające jako koenzym dinukleotyd flawinoadeninowy (FAD). Do tej grupy oksydaz należą między innymi oksydazy L- i D-aminokwasowe,. Oksydazy II zespołu aktywują cząsteczkę tlenu dwoma elektronami i katalizują powstawanie nadtlenku wodoru. Oksygenazy katalizują bezpośrednie włączenie tlenu cząsteczkowego do związków organicznych. A+O2=>AO2; Przykładem tych enzymów może być lipooksygenaza, katalizująca utlenienie wielonienasyconych kwasów tłuszczowych. Oksygenazy odgrywają ważną rolę w metabolizmie związków aromatycznych. Hydroksylazy katalizują bezpośrednie włączenie połowy cząsteczki tlenu (atomu tlenu) do związków organicznych, przy czym wymagają obecności dodatkowo donora atomów wodoru. Drugi atom tlenu jest wiązany z udziałem czynnika redukującego (zredukowane NAD lub NADP) w cząsteczkę wody. Przykładem hydroksylaz jest 4-hydroksylaza fenyloalaninowa katalizująca utlenienie fenyloalaniny do tyrozyny. Dehydrogenazy katalizują reakcje przenoszenia atomów wodoru z substratu na koenzymy lub inne akceptory. Enzymy te współdziałają z koenzymami nikotynamidoadeninowymi i flawinowymi. Do współdziałających z NAD należy np. dehydrogenaza mleczanowa, z NADP dehydrogenaza glukozo-6-fosforanu, zaś typowa dehydrogenaza flawinowa to np. dehydrogenaza bursztynianowa. Peroksydazy katalizują reakcje rozkładu nadtlenku wodoru. Nadtlenek wodoru jest silnym inhibitorem enzymów i dlatego komórki wyposażone są w mechanizmy, dzięki którym związek ten jest rozkładany. Rozkład nadtlenku wodoru katalizują: peroksydaza i katalaza. - Peroksydaza (oksydoreduktaza donor:H2O2) jest to enzym występujący głównie w roślinach, choć spotyka się go także w niektórych organizmach zwierzęcych. Istnieje kilka peroksydaz - większość z nich jest niespecyficzna, ale są i peroksydazy specyficzne w stosunku do donora wodoru, np. peroksydaza cytochromowa czy peroksydaza glutationowa. Do peroksydaz niespecyficznych należy m. in. najlepiej poznana peroksydaza z chrzanu. - Katalaza (oksydoreduktaza H2O2:H2O2) jest enzymem rozpowszechnionym w świecie zwierzęcym (wątroba, nerki), występuje jednak również w niektórych roślinach oraz we wszystkich bakteriach tlenowych. Katalaza, podobnie jak peroksydazą, jest hemoproteina. Cząsteczka katalazy składa się z czterech podjednostek, z których każda zawiera jedną cząsteczkę protohemu. Oksydoreduktazy stanowiące w klasyfikacji enzymów klasę pierwszą, katalizują procesy utleniania lub redukcji substratu. Utlenianie polega na oderwaniu elektronów od substratu (substancja utleniana, donor elektronów), a redukcja na przyłączeniu ich do substancji redukowanej (akceptor elektronów). Procesy te mogą przebiegać różnymi drogami, najczęściej jest to redukcja typu: AH2 + B => A + BH2 kiedy następuje utlenienie substratu przez usunięcie atomów wodoru lub elektronów za pomocą akceptora B w postaci koenzymów, takich jak np. NAD+, NADP+. Inny typ reakcji utleniania i redukcji to również usunięcie wodoru lub elektronów, lecz w reakcji bierze udział tlen, na który zostają przeniesione atomy wodoru lub elektrony: AH2 + O2 => A + H2O; 2AH2 + O2 => 2A + 2H2O W obu tych reakcjach bierze również udział nie zaznaczony tutaj koenzym. Pozostałe typy reakcji utleniania i redukcji polegają na utlenianiu substratu przez włączenie w jego cząsteczkę atomów tlenu, przy czym różnice między poszczególnymi rodzajami reakcji polegają na tym, że inne jest źródło tlenu. Źródłem tlenu może być: Woda A + H2O+B=>AO+BH2 nadtlenek wodoru A+H2O2=>AO+H2O tlen cząsteczkowy A+O2=>AO2; AH+BH2+O2=>AOH+B+H2O Peroksydazy katalizują reakcje rozkładu nadtlenku wodoru. Nadtlenek wodoru jest silnym inhibitorem enzymów i dlatego komórki wyposażone są w mechanizmy, dzięki którym związek ten jest rozkładany. Rozkład nadtlenku wodoru katalizują: peroksydaza i katalaza. Oba wymienione enzymy wchodzą w skład systemów ochronnych zabezpieczających komórkę przed szkodliwym działaniem nadtlenku wodoru. Jeden z takich systemów funkcjonuje w erytrocytach. Enzymy te służą do zabezpieczenia hemoglobiny i innych białek, które dla pełnienia swoich funkcji muszą zawierać grupy -SH w postaci zredukowanej. Peroksydaza (oksydoreduktaza donor:H2O2) jest to enzym występujący głównie w roślinach, choć spotyka się go także w niektórych organizmach zwierzęcych. Istnieje kilka peroksydaz - większość z nich jest niespecyficzna, ale są i peroksydazy specyficzne w stosunku do donora wodoru, np. peroksydaza cytochromowa czy peroksydaza glutationowa. AH2 + H2O2 => A + 2H2O Do peroksydaz niespecyficznych należy m. in. najlepiej poznana peroksydaza z chrzanu. Jest to przeniesienie atomów wodoru z organicznego substratu na nadtlenek wodoru. Substratem, a więc donorem wodoru mogą być fenole i aminy aromatyczne, np. otoluidyna, gwajakol, pirogalol, di-o-anizydyna. Katalaza (oksydoreduktaza H2O2:H2O2) jest enzymem rozpowszechnionym w świecie zwierzęcym (wątroba, nerki), występuje jednak również w niektórych roślinach oraz we wszystkich bakteriach tlenowych. Katalaza, podobnie jak peroksydazą, jest hemoproteina. Cząsteczka katalazy składa się z czterech podjednostek, z których każda zawiera jedną cząsteczkę protohemu. H2O2 + H2O2 => O2 + 2H2O Jest to rozkład nadtlenku wodoru bez udziału dodatkowego substratu, polegający na przeniesieniu atomów wodoru z jednej cząsteczki H2O2 na drugą. W pewnych warunkach (niskie stężenie nadtlenku wodoru, duże stężenie odpowiednich donorów wodoru) katalaza może ujawniać aktywność peroksydazową, tzn. katalizować przeniesienie atomów wodoru z donorów wodoru, takich jak np. alkohol etylowy, fenole. Oba omawiane enzymy katalizujące rozkład nadtlenku wodoru odgrywają dużą rolę w przemyśle spożywczym. W mleczarstwie oznaczanie aktywności peroksydazy jest ważnym wskaźnikiem skuteczności pasteryzacji mleka. Podobnie w procesie blanszowania owoców i warzyw na podstawie aktywności peroksydazy można sądzić o prawidłowości tego procesu. W analityce peroksydaza wraz z oksydazą glukozową ma zastosowanie do oznaczania glukozy w niektórych produktach spożywczych, m.in. w napojach. Katalaza jest stosowana również z oksydazą glukozową do usuwania glukozy lub tlenu z pewnych produktów spożywczych w celu zapobieżenia ich ciemnieniu i procesom oksydacyjnym. W krajach, w których dozwolona jest tzw. zimna pasteryzacja mleka (czyli pasteryzacja przy pomocy H2O2), katalaza jest stosowana do rozkładu nadtlenku wodoru w mleku przeznaczonym do przetwórstwa. Poza tym stwierdzenie obecności katalazy w mleku jest wskaźnikiem jego zakażenia. Aktywność katalazy oznacza się przez pomiar szybkości spadku stężenia nadtlenku wodoru lub wzrostu stężenia tlenu. Najczęściej stosowana w biochemii, a także w chemii klinicznej, jest metoda spektrofotometryczna. Polega ona na tym, że szybkość spadku stężenia nadtlenku wodoru obserwuje się, mierząc spadek absorbancji przy długości fali 240 nm. Metodę tę można stosować wtedy, kiedy badany roztwór zawierający oznaczany enzym jest przezroczysty i bezbarwny. Jeżeli nie, to stosuje się metody miareczkowe, wśród nich najpopularniejsze jest miareczkowanie manganometryczne. Ilość powstającego w reakcji tlenu można określić manometrycznie, polarograficznie, a obecnie najczęściej za pomocą elektrody tlenowej Clarka. Aktywność peroksydazy oznacza się przez pomiar spadku stężenia nadtlenku wodoru lub donora atomów wodoru, względnie pomiar wzrostu stężenia utlenionej formy donora. Najczęściej stosuje się tę ostatnią metodę przy użyciu różnych donorów, między innymi gwajakolu, o-toluidyny, pirogalolu, di-o-anizydyny. W opisanej niżej metodzie aktywność peroksydazy oznacza się przy użyciu di-o-anizydyny, która po odwodorowaniu w obecności nadtlenku wodoru i peroksydazy przechodzi w formę barwną. Intensywność powstałego zabarwienia jest proporcjonalna do aktywności enzymu. Mieszanina reakcyjna zawiera nadtlenek wodoru i di-o-anizydynę. Po dodaniu wyciągu peroksydazy z roślin reakcję prowadzi się przez określony czas, po czym hamuje działanie enzymu przez dodanie kwasu solnego. Intensywność powstałego żółtego zabarwienia roztworu ocenia się poprzez pomiar absorbancji przy długości fali 400 nm. Aktywność peroksydazy oblicza się w jednostkach międzynarodowych (J) na gram produktu. Na podstawie średniej pomiarów absorbancji badanych prób z krzywej wzorcowej odczytuje się ilość mikro gramów nadtlenku wodoru, jaka została rozłożona w 1 cm3 mieszaniny reakcyjnej w wyniku działania peroksydazy. Odczytane z krzywej wzorcowej dane podstawia się do wzoru i oblicza aktywność peroksydazy w 1 g badanego produktu. ENZYMY Obie części enzymu są istotne dla jego funkcji katalitycznej. Jak wiadomo, kataliza polega na rozłożeniu całego procesu na poszczególne reakcje cząstkowe, przez co rozdzieleniu ulega również energia aktywacji. Mechanizm katalizy enzymatycznej jest podobny do mechanizmu działania innych katalizatorów. Przy założeniu, że istnieją dwa substraty A i B, gdzie A jest donorem, a B akceptorem jonów wodorowych, szybkość reakcji przenoszenia jonów H+ z A do B jest proporcjonalna do częstości zderzeń A z B. Szybkość ta w roztworze rozcieńczonym jest niezbyt duża, a ponadto tylko część z tych zderzeń daje efekt w postaci reakcji. Jeżeli założy się istnienie katalizatora C, który jest zdolny do wiązania i A, i B, to dzięki zwiększeniu stężenia A i B na powierzchni katalizatora C możliwość efektywnych zderzeń będzie większa. Poza tym katalizator może mieć zdolność orientowania zaadsorbowanych cząsteczek w określonym kierunku, co również wzmaga efektywność zderzeń A z B. W ten sposób w obecności katalizatora w istotny sposób zwiększa się szybkość reakcji między A a B; katalizator przy tym nie ulega żadnej zmianie. Przedstawiony skrótowo schemat katalizy jest analogiczny zarówno w przypadku katalizatora nieorganicznego, jak i enzymatycznego. Istnieją jednak różnice w działaniu obu typów katalizatorów. O tych różnicach stanowi przede wszystkim fakt, że enzym to białko, a więc jako białko jest wrażliwy na warunki środowiska, takie jak temp czy pH. Specyficzność enzymów. Istotną różnicą działania enzymów i katalizatorów nieorganicznych jest specyficzność katalizatora enzymatycznego, który działa na ściśle określony substrat (specyficzność substratowa), czy też katalizuje przebieg ściśle określonej reakcji (specyficzność kierunku działania). Jako przykład specyficzności kierunku działania można przedstawić przemiany L-asparaginianu. Może on ulec przekształceniu w obecności enzymu - aminotransferazy asparaginianowej do szczawiooctanu, w obecności innego enzymu - amoniakoliazy asparaginianowej do fumaranu, wreszcie może on ulec dckarboksylacji do p-alaniny lub ot-alaniny pod wpływem 1- lub 4-dekarboksylazy. Cztery enzymy działające na ten sam substrat katalizują jego przemiany do czterech różnych produktów. Specyficzność substratowa to np specyficzność absolutna polegająca na tym, że enzym działa tylko na jeden substrat. Przez wiele lat uważano, że mocznik jest jedynym substratem ureazy, a kwas bursztynowy jedynym substratem

dehydrogenezy bursztynianowej. Dzisiaj wiadomo, że wymienione enzymy katalizują przemianę jeszcze jednego lub dwu innych związków o podobnej strukturze. Częściej mamy do czynienia ze specyficznością grupową, kiedy enzym katalizuje przemiany kilku pokrewnych związków. Oprócz specyficzności chemicznej enzymy wykazują również specyficzność w stosunku do konfiguracji przestrzennej, czyli stercospecyficzność. Dotyczy to wybiórczego działania na izomery cis-trans, formy D lub L, czy a lub p. Ten rodzaj specyficzności ma z reguły charakter absolutny, nawet jeżeli specyficzność chemiczna jest szeroka. Przykładem może być oksydaza L-aminokwasowa katalizująca przemianę tylko form L aminokwasów, a nie form D. Przedstaw klasyfikację enzymów. W miarę wykrywania i identyfikowania enzymów nazywano je w różny sposób, najczęściej przez dodanie końcówki ,,-aza" do nazwy substratu lub produktu reakcji, np. wspomniana już nazwa ureaza oznacza, że enzym działa na mocznik, natomiast nazwa inwertaza pochodzi od cukru inwertowanego powstającego po działaniu enzymu na sacharozę. Aby zapobiec przypadkowemu nazewnictwu, Komisja Enzymowa Międzynarodowej Unii Biochemicznej zaproponowała systematyczną klasyfikację, według której enzymy dzieli się na sześć klas. Podstawę podziału stanowi typ katalizowanej reakcji. Są to następujące klasy: oksydoreduktazy, transferazy, hydrolazy, liazy, izomerazy, ligazy (syntetazy). Każdy enzym może być nazwany w trojaki sposób: systematycznie, zwyczajowo (potocznie) i za pomocą kodu enzymatycznego. Nazwa systematyczna enzymów składa się z dwóch części: część pierwsza, mająca końcówkę ,,-aza" wskazuje na rodzaj katalizowanej reakcji, np. izomcraza, oksydoreduktaza, a część druga pochodzi od nazwy substratu lub substratów, na które enzym działa. Częściej niż nazwy systematyczne stosuje się nazwy zwyczajowe, potoczne. Numer kodowy enzymu (kod enzymatyczny) wynika bezpośrednio z klasyfikacji enzymów i składa się z czterech elementów. Na przykład enzym o nazwie zwyczajowej oksydaza glukozowa ma nazwę systematyczną oksydoreduktaza p-Dglukoza:O2 i kod enzymatyczny 1.1.3.4. oznaczający, że: enzym należy do klasy oksydoreduktaz, działa na grupę -CHOH donora, akceptorem jest tlen cząsteczkowy, numer kolejny enzymu. Opisz sposoby wyrażania aktywności enzymów. Dla określenia aktywności nawet tego samego enzymu w literaturze spotyka się szereg różnych jednostek. Komisja Enzymowa Międzynarodowej Unii Biochemicznej (IUB) zaleca stosowanie uniwersalnej jednostki międzynarodowej. Jedna jednostka międzynarodowa (oznaczenie w języku polskim „J", w języku Angielskim „U") jest to taka ilość enzymu, która katalizuje przemianę jednego mikromola substratu w ciągu jednej minuty w ściśle określonych warunkach; obejmują one przede wszystkim pH roztworu, stężenie substratu i temperaturę (zaleca się stosowanie temperatury 30°C). Inne warunki reakcji powinny być optymalne dla działania danego enzymu. Stężenie enzymu w roztworze wyraża się zwykle w jednostkach na cm3. Rozróżnia się również pojęcia aktywności właściwej i aktywności molekularnej. Aktywność właściwa jest to liczba jednostek enzymu w przeliczeniu na miligram białka. Aktywność molekularna jest to liczba cząsteczek substratu (lub równoważników określonych grup) przekształcanych w ciągu jednej minuty przez jedną cząsteczkę enzymu przy optymalnym stężeniu substratu lub liczba jednostek na mikromol enzymu. Wpływ temperatury Temperatura w określonym zakresie wpływa na podwyższenie szybkości reakcji enzymatycznej. Współczynniki temperaturowe reakcji enzymatycznych (Q10) znajdują się w granicach od 1 do 2. Działanie reguły Van't Hoffa jest w przypadku enzymów ograniczone do stosunkowo wąskich zakresów temperatur, ponieważ niektóre z nich już przy 40-50°C ulegają denaturacji, a tylko nieliczne pozostają aktywne powyżej 60°C. Wynika to z białkowego charakteru enzymów. Inaktywacja enzymów w rezultacie ogrzewania ma zwykle charakter nieodwracalny. Natomiast bardzo niskie temperatury (np. -191° C) nie powodują trwałych zmian większości enzymów. Po doprowadzeniu enzymów zamrożonych do temperatur dodatnich odzyskują one zwykle pełną aktywność. Optimum temperaturowe - taki zakres temperatur, w którym działa on z największą aktywnością Wpływ pH Dla każdego enzymu istnieje optymalny zakres pH, w którym wykazuje on maksymalną aktywność katalityczną. Krzywe ilustrujące zależność szybkości reakcji od pH są wypadkową różnych oddziaływań. Odczyn środowiska wpływa na jonizację białka enzymatycznego, przede wszystkim grup dysocjujących w obrębie aktywnego centrum, na stan zjonizowania kompleksu enzym-substrat czy samego substratu. Większe zmiany stężenia jonów wodorowych w stosunku do optymalnych dla zachowania rodzimej konformacji mogą powodować nieodwracalną inaktywację w wyniku denaturacji białka enzymatycznego. Różne zjawiska mogą przy tym występować łącznie, ale w różnym stopniu wpływać na wypadkowy wykres zależności między szybkością katalizowanej reakcji a pH środowiska: np. spadek aktywności po jednej stronie optimum pH może być uwarunkowany obniżeniem powinowactwa enzym-substrat, a po drugiej inaktywacja enzymu. Wpływ stężenia substratu na szybkość reakcji enzymatycznej. Stała Michaelisa. W warunkach zapewniających nasycenie substratem (przy nadmiarze substratu) szybkość reakcji katalizowanej przez enzym jest wprost proporcjonalna do jego stężenia, np. trzykrotny wzrost stężenia enzymu powoduje trzykrotne zwiększenie szybkości reakcji. Stężenie substratu jest jednym z najważniejszych czynników wpływających na szybkość reakcji enzymatycznej. Przy stałym stężeniu enzymu wykres zależności między stężeniem substratu a szybkością reakcji ma najczęściej kształt rzedstawiony Najprostszy przypadek reakcji enzymatycznej z udziałem jednego substratu opisuje reakcja k+i - stała szybkości powstawania kompleksu ES, k-i - stała szybkości dysocjacji kompleksu ES, k+2 - stała szybkości katalitycznej przemiany kompleksu ES do E+P. Niezależnie od tego czy reakcja przebiega w jednym kierunku, czy w obu kierunkach, a więc czy w ogólnym ujęciu jest reakcją nieodwracalną czy odwracalną stadium powstawania kompleksu ES jest zawsze odwracalne. Teorię reakcji enzymatycznej opartą na odwracalnej dysocjacji kompleksu ES przy stałej

ilości E opracowali Michaelis i Menten. Dała ona podstawę większości prac na temat kinetyki działania enzymów. Briggs i Haldane zaproponowali analizę kinetyki reakcji enzymatycznej uwzględniającą również szybkość katalitycznej przemiany kompleksu ES (ES —> P), a więc wszystkie stałe szybkości występujące w reakcji (1). Zgodnie z ich teorią przy formułowaniu równania dla szybkości reakcji enzymatycznej należy wziąć pod uwagą wszystkie zmiany, jakim podlega kompleks ES. Przy założeniu, że szybkość reakcji jest determinowana przez szybkość katalitycznej przemiany kompleksu ES, ponieważ tylko to stadium prowadzi do powstania produktu, otrzyma się następujące równanie opisujące szybkość reakcji enzymatycznej: v= Vmax[S]/ Km+[S], V szybkość reakcji enzymatycznej, vmax maksymalna szybkość reakcji, [S] stężenie substratu, Km stała Michaelisa Przy bardzo niskich stężeniach substratu szybkość reakcji będzie wzrastać wprost proporcjonalnie do wzrostu jego stężenia; taka zależność odpowiada kinetyce pierwszego rzędu. Przy bardzo wysokich stężeniach substratu, kiedy [S]»Km, dalsze jego zwiększanie nie spowoduje wzrostu szybkości reakcji; taka zależność odpowiada kinetyce rzędu zerowego. Szybkość reakcji przy danym stężeniu enzymu osiąga wówczas wartość maksymalną. Maksymalną szybkość reakcji enzymatycznej oznacza się symbolami V lub Vmax. Występuje ona wówczas, kiedy wszystkie centra aktywne enzymu są wysycone w obecności znacznego nadmiaru substratu. Przy założeniu, że ilość enzymu jest stała, maksymalna szybkość określona jest wyłącznie przez szybkość katalitycznej przemiany kompleksu ES. Równanie 2 nazywa się powszechnie równaniem Michaelisa. Jeżeli w tym równaniu wartości Km i [S] będą równe, czyli Km = [S] to v = Vmax/2. Inaczej mówiąc, przy stężeniu substratu równym Km szybkość reakcji enzymatycznej jest równa połowie szybkości maksymalnej. Prowadzi to do definicji stałej Michaelisa, która brzmi: Stała Michaelisa (Km) jest to takie stężenie substratu w molach na dm3 przy którym szybkość reakcji enzymatycznej osiąga połowę szybkości maksymalnej. Wpływ aktywatorów na szybkość reakcji enzymatycznej. Aktywatorami nazywa się substancje, które przyspieszają lub w ogóle umożliwiają działanie enzymów, nie biorąc bezpośredniego udziału w reakcji enzymatycznej. Można wśród nich wydzielić 3 grupy: Czynniki powodujące przekształcenie nieaktywnej formy enzymu, zwanej proenzymem, w aktywny enzym przez odmaskowanie centrum aktywnego. W ten sposób na drodze proteolitycznego usunięcia blokujących peptydów powstają aktywne formy trawiennych enzymów proteolitycznych.222Kofaktory przeprowadzające enzym w stan aktywny, takie jak jony metali czy pewne aniony nieorganiczne; działanie aktywujące wykazuje albo tylko jeden określony kation, np. Mg(II), albo w różnym stopniu dwa lub trzy kationy, np. Mn(Il), Co(II), Zn(II). Koenzymy również są kofaktorami, ale biorącymi udział bezpośredni w reakcji enzymatycznej, dlatego nie zalicza się ich do aktywatorów.3333Związki organiczne o małych cząsteczkach usuwające wpływ czynników hamujących (np. EDTA - wiążący niepożądane jony) lub substancje regulujące potencjał oksydacyjno-redukcyjny środowiska dodawane w celu ochrony grup -SH, takie jak 2-merkaptoetanol. Wpływ inhibitorów na szybkość reakcji enzymatycznej. Inhibitory są to substancje chemiczne hamujące aktywność enzymatyczną. Działają one specyficznie na określony fragment cząsteczki enzymu lub tylko na niektóre enzymy. charakteru działania odwracalne i nieodwracalne. Tworzenie się kompleksu enzym-inhibitor jest reakcją odwracalną, a stała równowagi tej reakcji jest miarą powinowactwa enzymu wobec inhibitora. Przykładem hamowania odwracalnego może być działanie malonianu na dehydrogenazę bursztynianową lub cyjanku na oksydazę cytochromową. W przypadku hamowania nieodwracalnego inhibitor tworzy z enzymem trwały kompleks, który praktycznie nie ulega dysocjacji. Przykładem inhibicji nieodwracalnej jest działanie cyjanku na oksydazę ksantynową. konkurencyjne lub niekonkurencyjne (kompetycyjne lub niekompetycyjne, współzawodniczę lub niewspółzawodnicze). Inhibitor blokowanie części centrów aktywnych. Stopień hamowania reakcji enzymatycznej w przypadku inhibicji współzawodniczej zależy od stężenia inhibitora, stężenia substratu oraz stosunku powinowactwa e-s:e-inh. Inhibitory konkurencyjne często wykazują podobieństwo strukturalne do substratu; malonian, będący homologiem bursztynianu, jest inhibitorem dehydrogenazy bursztynianowej. Inhibitory niekonkurencyjne obniżają szybkość reakcji enzymatycznej, nie wpływając na Km. Przyłączają się one w centrum katalitycznym (ale nie w miejscach przyłączenia substratu) lub poza tym centrum, wywołując zmianę jego konformacji. Jako przykład może służyć działanie cyjanków lub azydków tworzących kompleksy z metalami wchodzącymi w skład centrów katalitycznych enzymów. Szczególnym przypadkiem inhibicji jest tzw. inhibicja substratowa. Ma ona miejsce wtedy, gdy substrat użyty w wyższych stężeniach hamuje aktywność enzymu; przykładem może być hamowanie 3-fruktofuranozydazy pod wpływem sacharozy.