Citoesqueleto Y Movimiento

CITOESQUELETO El citoesqueleto es una estructura supramolecular o red tridimensional dinámica de filamentos que contribuye a la integridad de la célula. Se encuentra exclusivamente en células eucarióticas. Define la forma y arquitectura (distribución) celular, permite el movimiento y transporte intracelular (por medio de proteínas motoras), media procesos de endocitosis y exocitosis, participa activamente en la mitosis y en los procesos de modulación de receptores de superficie (define la conformación y función de los receptores), crea compartimientos (favorece la organización funcional); y participa en los procesos de interacciones intercelulares. Esta estructura actúa como un músculo y como un esqueleto para el movimiento y la estabilidad de una célula. Las fibras largas del citoesqueleto son polímeros de subunidades proteicas qu7e conforman su estructura tan característica. El citoesqueleto está formado por tres tipos de estructuras bien definidas: 1. Los microtúbulos, 2. Los microfilamentos (filamentos de actina) y 3. Los filamentos intermedios. Cada una de estas estructuras posee proteínas asociadas características.

1. MICROTÚBULOS: Los microtúbulos crecen del centrosoma a la periferia de la célula. Son filamentos del citoesqueleto que se caracterizan por estar construídos a partir de tubulina, proteína dimérica (subunidades alfa y beta) que se autoensambla para originar a los microtúbulos en un proceso dependiente de GTP. Los microtúbulos tienen un diámetro de 20 a 25 nm y se originan en los centros organizadores de microtúbulos (principalmente centrosomas), adoptando una organización radial en las células interfásicas. Forman también parte del huso mitótico de todas las células eucarióticas; se localizan en forma de haces en el axón neuronal, y también están presentes en el aparato locomotor de cilios y flagelos. Los microtúbulos son estructuras altamente dinámicas, estabilizadas por un grupo de proteínas denominadas proteínas asociadas a microtúbulos (MAPs). En una célula se produce un recambio continuo de la red de microtúbulos. La vida media de un microtúbulo individual es de 10 minutos, mientras que la vida media de una molécula de tubulina, desde su síntesis a su degradación proteolítica, es de más de 20 hrs. Así pues cada molécula de tubulina participa en la formación y desmantelamiento de muchos microtúbulos durante su periodo de vida. Los microtúbulos individuales crecen hacia la periferia celular a una velocidad constante durante cierto periodo de tiempo y entonces de repente acortan rápidamente hacia el centrosoma. Pueden acortarse parcialmente y entonces continuar el crecimiento, o desaparecer por completo, siendo substituidos por un microtúbulo distinto. Este comportamiento, llamado inestabilidad dinámica, juega un papel muy importante en el posicionamiento de los microtúbulos en la célula. El movimiento celular Los cilios son estructuras filamentosas que pueden moverse en sincronía causando el desplazamiento de una célula, por ejemplo a un paramecio (Protozoo del Reino Protista). Los cilios también se encuentran en epitelios especializados en tejidos animales. Por ejemplo, los cilios barren los fluidos sobre células estacionarias en el epitelio de la tráquea y tubos del oviducto femenino. De aquí la importancia en la excreción, la fecundación y traslado del cigoto. Los flagelos son apéndices como látigos que ondulan para mover las células. Son más largos que los cilios, pero tienen estructuras internas similares a las de los microtúbulos. Los flagelos procarióticos y eucarióticos difieren grandemente, por lo cual no hay que confundir; se verá en el capítulo de Bacterias. Ambos, flagelos y cilios tienen una disposición de microtúbulos de "9+2". Está disposición se refiere a los 9 pares fusionados de microtúbulos en la parte de afuera de un cilindro, y de 2 microtúbulos no fusionados en el centro. Brazos de dineína adosados a los microtúbulos sirven como motores moleculares. Brazos de dineina defectuosos causan infertilidad en el macho y también conducen a problemas del tracto respiratorio y los senos respiratorios. Abajo hay dos cortes transversales de la cola de un espermatozoide (flagelo).

Los microtúbulos son los responsables del movimiento de cilios y flagelos y del movimiento de vesículas intracelularmente. Esto es el resultado de la polimerización y despolimerización de microtúbulos y de la acción de proteínas motoras. En algunos casos los movimientos celulares son debidos a ambos mecanismos (por ejemplo, la separación de cromosomas durante la meiosis). Los microtúbulos son polímeros de la proteína tubulina, un heterodímero de tubulina de unos 55 kD, de secuencias igualmente muy conservadas. Estas proteínas guardan una homología grande con la proteína bacteriana FtsZ (Ver Capítulo de Bacterias) que juega un papel importante en la división celular. Varios de los movimientos celulares dependen de la interacción entre filamentos de actina la proteína motora miosina, una APTasa que se mueve a lo largo de los filamentos de actina y acopla la hidrólisis del ATP a cambios conformacionales. Los análisis genómicos muestran que existen varios genes altamente conservados, especialmente, en la región responsable del "motor". Observe en la siguiente figura la cantidad de proteínas asociadas al microtúbulo, lo que demuestra la cantidad de códigos genéticos asociados.

2. MICROFILAMENTOS Los microfilamentos son finas fibras de proteínas como un hilo de 3-6 nm de diámetro. Están compuestos predominantemente de un tipo de proteína contráctil llamada actina, la cual es la proteína celular más abundante. La asociación de los microfilamentos con la proteína miosina es la responsable por la contracción muscular. Los microfilamentos también pueden llevar a cabo movimientos celulares, incluyendo desplazamiento, contracción y citocinesis. LA ACTINA ES UN MICROFILAMENTO: Estos filamentos tienen importancia en el movimiento de la célula y en la forma celular. Se agrupan en el Cortex celular, que es una zona que rodea, por dentro, la membrana plasmática. Son filamentos del citoesqueleto formados a partir de una proteína globular denominada actina. La actina es una proteína que se asocia espontáneamente entre si para formar un polímero lineal y helicoidal en presencia de ATP. Ésta forma polímeros de alrededor de 5 a 6 nm de diámetro. Están presentes en las células animales mostrando una organización de haces paralelos en dominios subcorticales y citoplasmáticos de la célula; también están presentes en las células vegetales. Los haces de filamentos de actina se encuentran en los fibroblastos formando las denominadas fibras de estrés. Los microfilamentos son estructuras altamente dinámicas, cuya polimerización está regulada por proteínas de una familia conocida como "proteínas de unión a actina" (ABPs).

La formación de la Actina se inicia con la polimerización de los monómeros de G-actina (estructura terciaria globular), en un proceso dependiente de ATP (análogo a la polimerización de microtúbulos dependiente de GTP), para formar el polímero de F-actina, que consta de dos filamentos centrales enrollados helicoidalmente en la estructura del microfilamento. Por lo tanto existe como un monómero globular llamado G-actina y como polímero filamentoso, F-actina. La actina es la proteína intracelular mas abundante en eucariotes. Puede llegar a representar hasta el 10% del peso total de proteína. Pesa alrededor de 43 kD y está conservada evolutivamente. Algunos organismos tienen un solo gen (levaduras) que codifica su síntesis, mientras que otros tienen múltiples genes. Por ejemplo en humanos existen 6 genes diferentes y en algunas plantas puede haber hasta 60. Cada molécula de actina tiene un ión de Mg 2+ que forma complejo bien con ATP o con ADP, existiendo por lo tanto cuatro formas diferentes de actina. El plegamiento de la proteína permite la formación de dos lóbulos con una hendidura en la mitad que permite la unión del ATP y el Mg 2+ , y un cambio de conformación. La actina presenta principalmente dos arreglos dentro de la célula: uno en forma de ramillete y otro en red de filamentos entrecruzados. El primero se presenta principalmente hacia la periferia de la célula y forma unas protrusiones por el alineamiento de fibras paralelas y son la base de la formación de microvellocidades y filopodios. Las redes entrecruzadas pueden ser de dos tipos, las cercanas a la membrana que le sirven de soporte y es bidimensional, y las que ocupan todo el citosol que tienen un carácter tridimensional y que le dan características de gel. Las fibras se mantienen juntas por proteínas que permiten el entrecruzamiento y en la zona cortical por anclaje a proteínas de membrana. Los filamentos de actina poseen gran importancia en todos los procesos de desplazamiento y adhesión celular (emisión de pseudópodos). También juegan un rol importantísimo en la división celular, pues forman el anillo de contracción que permite el estrangulamiento celular durante la citokinesis. Otra función importante es en el tejido muscular, donde filamentos de actina asociados a proteínas motoras denominadas "miosinas", provocan la contracción del músculo en un proceso mediado por calcio. Ejemplo de su función es que los filamentos de actina desempeñan un importante papel en la motilidad celular. Entre sus propiedades destaca su polaridad, que consiste en el comportamiento diferente de sus dos extremos: mientras que uno se polariza o se alarga (extremo positivo), el otro tiende a acortarse o despolimerizarse (extremo negativo). Además, los filamentos de actina intervienen en la fagocitosis, en los procesos de contracción muscular y en la producción de corrientes citoplasmáticas. Para observar ACTINA en la Red, digite aquí; obtendrá una secuencia de 50 diapositivas que mostrará paso a paso la estructura de esta Proteína: http://images.google.cl/imgres?imgurl=http://cassandra.bio.uniroma1.it/Teaching/Lezioni/aa 0203/Lezione4/Diapositiva41.JPG&imgrefurl=http://cassandra.bio.uniroma1.it/Teaching/Lezioni /aa0203/Lezione4/slides.html&h=540&w=720&sz=42&tbnid=_5YLBkyttKwJ:&tbnh=104&tbnw=13 8&start=36&prev=/images%3Fq%3DACTINA%26start%3D20%26hl%3Des%26lr%3D%26ie %3DUTF-8%26sa%3DN

3. FILAMENTOS INTERMEDIOS:

Los filamentos intermedios tienen cerca de 10 nm en diámetro y proveen fuerza de tensión a la célula. Por ejemplo en las células epiteliales (piel) del intestino, estas fibras están presentes además de las anteriores. Los microfilamentos se proyectan dentro de las vellosidades, dando forma a la superficie celular. También conectan células adyacentes a través de desmosomas. En la siguiente figura se pueden comparar respecto a los demás filamentos (Véase figura próxima).

Estas estructuras del citoesqueleto presentan 10 nm de diámetro aproximadamente; están formados por un conjunto de proteínas específicas para cada tipo celular. En las células epiteliales existen filamentos intermedios formados por vimentina y por queratinas, en células musculares predominan los filamentos de desmina. A nivel del tejido nervioso, las proteínas que forman los filamentos intermedios (neurofilamentos) son NF-H de alto peso molecular, NF-M de peso intermedio y NF-L de bajo peso molecular. En células gliales del cerebro predomina la GFA, proteína fibrilar acídica de la glia. Su principal función es la de brindar sostén estructural a la célula, ya que su gran resistencia tensil es importante para proteger a las células contra las presiones y las tensiones. Hay filamentos intermedios de muchos tipos: de queratina (en las células epiteliales), filamentos de la lámina nuclear (que refuerzan la membrana nuclear), neurofilamentos (ubicados en células nerviosas), etc. Ejemplos de ello se puede apreciar en los siguientes párrafos: Las integrinas son moléculas que desempeñan un papel fundamental en la unión celular. Se trata de proteínas transmembrana que por un extremo se unen a moléculas del espacio extracelular, y por otro se unen al citoesqueleto. Esta disposición especial les permite actuar como cemento intercelular, además de facilitar el movimiento celular mediante la formación de pseudópodos y de permitir la transmisión de mensajes entre la célula y la matriz que le rodea. Este proceso de unión de las células entre sí y con la matriz extracelular resulta fundamental para la cohesión de los tejidos, y para procesos vitales como la reparación de heridas, mecanismos de defensa frente a infecciones o la coagulación. A su vez, el espacio o matriz extracelular está formado por una ingente cantidad de macromoléculas: proteínas y polisacáridos formados por las propias células que contactan con ella. Esta matriz es fundamental tanto para el mantenimiento de la cohesión entre las células y tejidos como para determinar el comportamiento de las células que la rodean. En este último aspecto juegan un importante papel los azúcares del glucocáliz, que actúan como portadores de información entre las células, dependiendo de su secuencia de monosacáridos y del tipo de ramificaciones que presenten. En síntesis, desempeñan sometidas a unos u otros

los filamentos intermedios son fibras proteicas de gran resistencia que una función estructural en las células, sobre todo en aquellas que están importantes tensiones mecánicas. Dependiendo del tipo celular predominan (neurofilamentos en células nerviosas; vimentina en vasos sanguíneos, etc.).

Precisamente esta diversidad resulta de enorme utilidad en la tipificación del origen de metástasis en procesos tumorales (Cáncer); de esa forma, determinando el tipo de filamento intermedio podremos conocer el tejido donde se produjo el tumor original. Además, estos filamentos pueden ayudar en el diagnóstico prenatal de malformaciones congénitas.

ALGO MÁS RESPECTO AL MOVIMIENTO:

Las células tienen motores de proteínas que ligan dos moléculas, y usando ATP como energía, causan que una molécula cambie en relación a la otra. Dos tipos de estos motores de proteína son la miosina y la actina, y dineina o kinesina y microtúbulos. Estas familias de proteínas tienen un extremo motor, pero pueden tener varias clases de diferentes estructuras moleculares en el extremo ligante. Cuando estas proteínas se ligan pueden causar que se muevan diferentes moléculas, organelos etc. La figura muestra un ejemplo de diferentes extremos ligantes encontrados en motores de la familia de las kinesinas.

Cuando se conecta a otros microtúbulos, los motores de proteína pueden causar movimiento si los extremos están fijos o extender la longitud de los paquetes de fibras si los extremos están libres. En individuos saludables, la proteína distrofina es parte de la conexión entre el citoesqueleto celular y las proteínas adhesivas en la parte de afuera de la célula. En la Distrofia Muscular de Duchenne, sin embargo, el gen que codifica la distrofina es defectuoso, resultando en degeneración muscular y finalmente la muerte. La enfermedad es recesiva ligada al cromosoma X y ocurre 1/3.500 de los varones.

A MODO DE SÍNTESIS: El citoesqueleto celular consiste en una malla tridimensional de filamentos proteicos cuyas principales funciones son:

• • • • • • •

proporcionar el soporte estructural para la membrana plasmática y los orgánulos celulares proporcionar el medio para el movimiento intracelular de organelas y otros componentes del citosol proporcionar el soporte para las estructuras celulares móviles especializadas, como cilios y flagelos, responsables de la propiedad contráctil de las células en tejidos especializados como el músculo intervienen en la contracción muscular, al asociarse a filamentos de miosina y otras proteínas intervienen en los procesos de fagocitosis, mediante la formación de pseudópodos forman el anillo contráctil que finalmente da lugar a la separación de las células hijas durante la mitosis refuerzan la membrana plasmática, formando justo por debajo de la misma una densa red de filamentos conocida como cortex celular

El citoesqueleto actúa como una pista sobre la cual las células pueden mover organelos, cromosomas y otras estructuras. Algunos ejemplos son: 1. 2. 3. 4. 5.

Movimiento de vesículas entre organelos y la superficie celular, frecuentemente estudiado en el axón del calamar. Flujos citoplasmáticos. Movimiento de vesículas de pigmento para coloración protectora. Descarga del contenido de vesículas para regulación del agua en los protozoos. División celular—citocinesis.

6. Movimiento de cromosomas durante la mitosis y la meiosis.

MÁS INFORMACIÓN EN LA RED: Citoesqueleto: http://www.biologia.arizona.edu/cell/tutor/cyto/cyto.html http://www.cnice.mecd.es/mem2001/biologia/citoplasma/esqueleto.htm Citosol: http://www.terravista.pt/bilene/5547/biologia/Celula/Cito6.htm http://www.monografias.com/trabajos/celula/celula.shtml http://members.tripod.com.ar/ssoko/Biologia/celula/citoplasma.htm http://www.visionlearning.com/biblioteca_espanol/ciencia/biologia-1/BIO1.2-s-celula.htm

ANEXO Rev Cubana Invest Biomed 2002:21(2):115-22 Formato PDF Instituto Superior de Ciencias Médicas de Villaclara

El citoesqueleto de actina: una perspectiva desde la biología molecular del cáncer Dra. Otmara Guirado Blanco, Dra. Montserrat Solanas García, Dra. Irmgard Costa Traschel y Dr. Eduard Escrich Escriche Resumen Se realizó una síntesis de los temas que emergen en la actualidad sobre la estructura y organización del citoesqueleto de actina y las vías de señalización que participan en su regulación. La información bibliográfica consultada se ha tratado de ofrecer con un enfoque funcional, sin obviar los mecanismos moleculares involucrados. Se incluye, además, un pequeño apartado sobre la participación de las proteínas Rho en el proceso de transformación maligna, a partir del hecho conocido de que en el fenotipo transformado tumorigénico se pueden apreciar cambios morfológicos que involucran al citoesqueleto de actina. DeCS: CITOESQUELETO; BIOLOGIA MOLECULAR; PROTEINAS DE MICROFILAMENTOS; PROTEINAS DE NEOPLASMAS. El citoesqueleto de actina es una red dinámica de polímeros de actina y gran variedad de proteínas asociadas. Sus principales funciones fisiológicas están relacionadas con la motilidad celular y los cambios de forma de la célula durante el ciclo celular. También, participa en la organización del citoplasma para generar fuerzas mecánicas dentro de la célula en respuesta a diversas señales extracelulares, es esencial para algunas actividades contráctiles y controla las interacciones celulares, la adhesión molecular, y el transporte intracelular.1-3 Las relaciones y funciones de la actina del citoesqueleto son moduladas por vías de señalización que responden a estímulos que inciden sobre la membrana plasmática. En este sentido, el estudio de las moléculas que son componentes de las vías de señalización celular como la superfamilia de proteínas Ras, dentro de las cuales se incluye la familia de proteínas Rho, resulta de particular interés. Las GTPasas-Rho participan en la regulación de la organización del citoesqueleto de actina, están envueltas en vías de señalización que activan cascadas de quinasas que regulan la expresión génica y controlan la progresión del ciclo celular y la proliferación celular.1,2,4 Algunas de las proteínas de esta superfamilia o de sus reguladores resultan ser oncogénicas, y de hecho, las mutaciones o la sobreexpresión de estas se hallan implicadas en diferentes tipos de cáncer.4 Este artículo resume una buena parte de la información publicada sobre las bases moleculares y los mecanismos que intervienen en la organización del citoesqueleto de actina. El objetivo fundamental es ofrecer esta información con un enfoque funcional, hacer énfasis en la percepción actual sobre la transducción de señales al citoesqueleto, así como, en las implicaciones de la familia Rho de proteínas en la transformación maligna inducida por Ras. Actinas citoplasmáticas: estructura y expresión de los genes g y b La actina es codificada por una familia multigénica que ha evolucionado a partir de un gen precursor común. En los mamíferos y las aves existen 6 isoformas de actinas estructuralmente relacionadas, clasificadas según su patrón de expresión en 4 actinas musculares (a-esquelética, a-cardíaca, a-vascular y g-entérica), y 2 actinas no musculares o actinas citoplasmáticas (b-actina y g-actina).5,6 La b actina es la principal isoforma de las actinas citoplasmáticas y está expresada en la mayoría de las células eucarióticas no musculares, así como en mioblastos indiferenciados.7 Las actinas musculares son tejido específicas y están funcionalmente envueltas en la contracción muscular. En cambio, las actinas citoplasmáticas están expresadas en todos los tipos celulares y participan en una gran variedad de funciones.8 La distinción entre actinas musculares y no musculares aparece en animales superiores, aunque es observada en vertebrados e insectos. En los vertebrados de sangre caliente la isoforma b es regulada negativamente y sustituida por las isoformas musculares específicas durante el proceso de miogénesis.9 Las isoformas de actina no solo se expresan diferencialmente en los distintos tipos celulares, también pueden coexistir dentro de la misma célula y segregarse a diferentes regiones.10,11 El gen funcional humano de la b-actina (ACTB) ha sido mapeado en el cromosoma 7p22.12 Está formado por 5 intrones y 6 exones, 4 de los intrones se hallan interrumpiendo la región codificante entre los codones: 41/42, 121/122, 267 y 327/328. En la región no transcrita 3’ no aparecen intrones en el humano; sin embargo, la región no transcrita 5’ presenta un largo intrón (intrón I), 6 nucleótidos hacia delante del codón de iniciación. Las posiciones relativas de las secuencias correspondientes a las cajas TATA y CCAAT se corresponden con secuencias similares de otros genes.7,10,13

El gen de la g-actina (ACTG1) se halla localizado en el cromosoma 17q2512 y presenta una elevada homología estructural con el de la otra actina citoplasmática. Está formado por igual número de intrones y exones, también el intrón I es el más largo y se encuentra ubicado en la misma posición. Los restantes intrones se hallan interrumpiendo la región codificante en idénticos codones, pero su longitud es menor que los de su contraparte en el gen de bactina. Asimismo, existe considerable homología en la región flanqueante 5’ y en la secuencia de bases del intrón III. Tal similitud estructural indica que ambos genes se originaron por duplicación génica de un gen ancestral común; probablemente, esta duplicación involucrara, además, a los elementos reguladores de estos, lo que explicaría la persistencia de la coexpresión de ambos genes.14 También existe una considerable homología interespecie entre estos genes, por ejemplo, entre el gen humano de la b-actina y el de rata existe 90 % de homología y más de 85 % de homología con el de pollo. La región límite exón//intrón en las regiones codificantes son idénticas en los 3 genes; sin embargo, el tamaño de los intrones es diferente (fig. 1).7,10,15

Fig. 1. Homología interespecies del gen de b-activa. En estudios de la expresión de los genes de g y b-actina realizados en diferentes especies de mamíferos, se ha encontrado que ambos mensajeros poseen una longitud de »2 100 pb, correspondiendo »1 100 a las regiones codificantes. Asimismo, existe una elevada conservación interespecie de la longitud de las regiones no codificantes, que no excluye la posibilidad de secuencias divergentes.5,16 En el humano, el ARNm de la b-actina tiene una longitud en la región codificante de 1 761 pb, 41 pb en la región 5’ UTR y 595 pb en la región 3’ UTR. Esta última está flanqueada por una cola poli A de 50 pb aproximadamente.15 En el ratón se ha descrito un transcrito de b-actina de » 2,1 Kb que incluye 1 128 nt correspondientes a la región codificante, 670 nt de la región 3’ UTR y una larga cola poli A. Esta región 3’ no codificante es la menos conservada del gen entre los dos tipos de actina y se considera isotipo específica.17-20 Los ARNm de ambas actinas citoplasmáticas se hallan segregados dentro de la misma célula y, aunque existe coexpresión, está sujeta a regulación diferencial e independiente para cada isoforma en los diferentes tipos celulares.14,21,22 Se ha demostrado que el ARNm de la bactina se localiza en las regiones periféricas móviles y la región perinuclear, mientras, el ARNm de la g actina solo se asocia con la región perinuclear, lo que implicaría una señal de localización que es única para la isoforma b y podría reflejar procesos relacionados con la motilidad celular.21,22 La molécula de actina tiene un peso molecular de 41 736 kD y es un único polipéptido de 375 aminoácidos asociado muy íntimamente con una molécula de ATP. Las isoactinas musculares difieren entre sí en 4 a 6 aminoácidos y en 25 aminoácidos de las no musculares. En cambio, las actinas citoplasmáticas se diferencian en 4 aminoácidos en el extremo aminoterminal.6,7 Transmisión de señales al citoesqueleto El citoesqueleto está compuesto de 3 tipos principales de proteínas filamentosas: microtúbulos, filamentos intermedios y microfilamentos. Los microfilamentos son polímeros de actina que junto con un gran número de proteínas asociadas y proteínas de unión a la actina constituyen el citoesqueleto de actina. El ensamblaje de la actina del citoesqueleto está regulado a múltiples niveles, incluida la organización monomérica de la actina dentro del polímero y la superorganización de los polímeros de actina en una red de filamentos. Un gran número de proteínas de unión a la actina regula el ensamblaje y controla la formación de los filamentos y el entrecruzamiento de la red de actina. Las funciones de estas proteínas son moduladas por moléculas señalizadoras como el calcio o los fosfoinosítidos fosforilados.1,7,23-25 Se han acumulado muchas evidencias de que tanto en células de mamíferos como en levaduras, las GTPasas de la familia Rho son los reguladores de las vías de señalización que

unen los estímulos extracelulares o intracelulares al ensamblaje y organización de la actina del citoesqueleto.2,7,23 Las proteínas Rho pertenecen a la superfamilia de proteínas Ras, y comparten cerca de 50 a 60 % de identidad entre ellas y 30 % de identidad con Ras. Atendiendo a las diferencias funcionales y en secuencia, la familia de GTPasas Rho en células de mamíferos puede ser dividida en 5 grupos:

1. 2. 3. 4. 5.

RhoA, Rho B y RhoC. Rac1, Rac2, y RhoG. Cdc42 y TC10. RhoD. RhoE y TTF.

De forma similar a otros miembros de la familia Ras, las proteínas Rho funcionan como interruptores binarios, activos en su forma unida a GTP e inactivos en la forma unida a GDP. El ciclo entre el estado activo y el inactivo es regulado por factores intercambiadores de GTP/GDP (GEFs), proteínas estimuladoras de la actividad GTPasa (GAPs) e inhibidores de la disociación de los nucleótidos de guanina (GDIs).26 La familia de Rho-GEFs actualmente cuenta con más de 20 miembros y la mayoría de estos han sido identificados como oncogenes.27,28 Todos los Rho-GEFs comparten un dominio DH (homología Dbl) de cerca de 200 aminoácidos, que es necesario para la actividad intercambiadora de Rho. También poseen un dominio PH (homología Pleckstrin) adyacente al anterior, que media las interacciones proteína-proteína y proteína-fosfolípidos. Las mutaciones o delecciones del dominio PH en algunos GEFs traen como consecuencia una pérdida de su capacidad transformante.28-30 En cambio, las GAPs unidas a Rho-GTP aceleran su baja actividad GTPasa intrínseca, transformándola en su forma inactiva unida a GDP. Han sido identificadas más de 15 proteínas que contienen un dominio GAP, estas incluyen en mamíferos: p50rhoGAP, BCR, ABR, p190, 3BP-1 y la subunidad regulatoria p85 de PI3K. Asimismo, BCR y ABR son reguladores multifuncionales y pueden servir tanto de RhoGEF como de RhoGAP.4,31,32 Los GDIs fueron primeramente identificados como proteínas capaces de inhibir la disociación del GDP de Rho, sugiriendo una función inhibidora de GEFs; sin embargo, también pueden actuar como inhibidores de GAPs. En las células en reposo, las proteínas Rho están asociadas con GDIs en el citoplasma, pero durante la activación son liberadas del GDI y traslocadas a la membrana4,33 (fig. 2).

Fig. 2. Ciclo de las GTPasas. Proteínas Rho y transducción de señales al citoesqueleto En las células de mamíferos las proteínas Rho (RhoA, Cdc42 y Rac) están activadas por señales extracelulares específicas y dirigen la organización de la actina del citoesqueleto para inducir cambios morfológicos característicos. Se ha observado en líneas celulares derivadas de fibroblastos que las RhoGTPasas parecen actuar en una cascada, en la cual Cdc42 activa a Rac y esta a su vez activa a Rho.1,4 La microinyección de la proteína Rac en células en cultivo provoca incremento en la formación de lamellipodios y replegamientos (rufflings). En cambio, mutantes negativos de Rac inhiben la formación de lamellipodios inducidos normalmente por diversos factores de crecimiento como PDGF, EGF, o insulina; esto indica que la respuesta a estos factores es dependiente de Rac. Por otro lado, la inyección de Ras activado también induce replegamientos o rizos de la membrana en una vía dependiente de Rac, sugiriendo que Ras actúa hacia arriba de Rac. En cambio, la microinyección de la proteína Rho o la activación de Rho por LPA (ácido lisofosfatídico) produce la aparición de grandes haces de filamentos de actina, conocidos como fibras de estrés, y el incremento de contactos focales; mientras la activación de Cdc42 por bradicinina provoca la formación de microespículas periféricas de actina incluida la filopodia.1,4,34 Estas obser-vaciones sugieren que la familia de proteínas Rho, además de regular diversos procesos celulares, es un

componente crítico de una vía de señalización independiente de Raf-1 (efector clave de Ras), importante para la actividad transformante de Ras.1,4,35-37 La familia de proteínas Rho media sus acciones a través de múltiples dianas efectoras, estas pueden clasificarse atendiendo a sus uniones específicas en 2 grupos: 1. las que se unen a Rac, Cdc42 o ambas, pero no a Rho y 2. las que se unen a Rho.4,38,39 Entre los principales efectores de Rac, Cdc42 o ambas, se encuentran las 3 isoformas de las quinasas serina/treoninas (PAKs), la tirosina quinasa (ACK) y la proteína del síndrome de WiscottAldrich (WASP).1,4 Contienen motivos de unión a Rho las 2 quinasas serina/treonina relacionadas con la proteína quinasa C (PKN/PRK1 y PRK2), 2 proteínas carentes de dominios quinasas (Rhotekina y Rhofilina) y las proteínas citrón.40,41 Otras dianas identificadas de Rho incluyen las quinasas ROKa/Rho, Rhob y p160 ROCK; no obstante, las funciones y moléculas efectoras de estas proteínas son mayormente desconocidas.4,40 Proteínas de la familia Rho y cáncer Las GTPasas Rho desempeñan un papel importante en el control del crecimiento y la proliferación celular, es conocido que estas proteínas estimulan la progresión de la fase G-1 del ciclo celular y la síntesis de ADN, así como vías de señalización que activan gran variedad de factores de transcripción nuclear.42,43 Además, se ha demostrado que las proteínas Rho poseen un potencial transformante en algunas líneas celulares y muchos GEFs para Rho, Rac y Cdc42 son oncogénicos.4,27,28 Asimismo, Rho y Rac constitutivamente activados incrementan el crecimiento celular e inducen crecimiento independiente y formación de tumores.35-37 Rac pero no Rho provoca transformación maligna en fibroblastos de roedores y Cdc42 activado induce la formación de tumores en ratones desnudos. Por otro lado, Rac, Rho y Cdc42 son esenciales para la transformación maligna inducida por Ras, existen datos experimentales que demuestran que la coexpresión de Rac1 y RhoA con Raf-1 provoca una actividad transformante cooperativa. De forma similar, la coexpresión de Rac1 y RhoA activados con Ras oncogénico causa un gran incremento de la transformación morfológica.4,29,35 En cambio, la coexpresión de mutantes dominantes negativos de Rac1, RhoA y Cdc42 reduce la actividad transformante de Ras en fibroblastos de roedores. Tales observaciones indicarían que las proteínas Rho probablemente contribuyen a las acciones transformantes de Ras; sin embargo, los cambios morfológicos observados en las células transformadas podrían ser causados, en parte, por desregulación de la función de las proteínas Rho, porque en las células transformadas por Ras no se han descrito niveles constitutivamente elevados de alguna proteína específica de la familia Rho.4,35 Finalmente, existe un conjunto de evidencias obtenidas de modelos experimentales de cáncer en animales que demuestran una relación inversa entre los niveles de expresión de b actina y el grado de diferenciación celular. El aumento de expresión de este gen en el proceso de carcinogénesis puede considerarse partiendo del hecho de la participación de los filamentos de actina en los fenómenos biológicos de división celular, interacciones celulares, adhesión y migración celular. De este modo, la desorganización de estos filamentos, observada en fibroblastos transformados, podría estar asociada con un aumento en la motilidad de las células tumorales en cultivo y con un incremento del potencial metastásico in vivo.44 Consideraciones finales La identificación de que las proteínas Rho actúan como interruptores moleculares en un complejo circuito de señalización que regula la organización del citoesqueleto de actina, así como las implicaciones de estas proteínas en la actividad transformante de Ras oncogénico, son temas emergentes en el campo de la biología molecular del cáncer; sin embargo, aunque existen muchas evidencias de la importante función que desempeñan las proteínas Rho en la proliferación, el reordenamiento de la actina y la transformación celular, las interrelaciones entre estas funciones aún no son suficientemente comprendidas.

Summary A synthesis of the topics that nowadays deal with the structure and organization of the actin cytoskeleton and with the ways of signaling taking part in its regulation is made. The reviewed bibliographic information has been provided through a functional approach, without excluding the molecular mechanisms that are involved. It is also included a brief section on the participation of Rho proteins in the process of malignant transformation, starting from the known fact that the morphological changes involving the actin cytoskeleton may be appreciated in the transformed tumorigenic phenotype.

Subject headings: CYTOSKELETON; MOLECULAR BIOLOGY; MICROFILAMENT PROTEINS; NEOPLASM PROTEINS. Referencias bibliográficas

1. 2. 3. 4. 5. 6. 7. 8. 9.

10. 11. 12. 13. 14. 15. 16. 17. 18. 19.

20. 21.

Schmit A, Hall MN. Signalin to the actin cytoskeleton. Annu Rev Cell Dev Biol 1998;14:305-38. Small JV, Rother K, Kaverina I. Funtional design in the cytoskeleton. Curr Opin Cell Biol 1999;11:54-60. Moustakas A, Theodoropoullos PA, Gravanis A, Haussinger D, Stournaras C. The cytoskeleton in cell volume regulation. Contrib. Nephrol. Basel Karger 1998;123:12134. Khorravi-Far R, Campbell S, Rossman KL, Der CJ. Increasing complexity of Ras Signal Transduction: Involvement of Rho Family Proteins. Adv Cancer Res 1998;72:55-105. Dodemont HJ, Soriano P, Quax WJ, Ramaekers F, Leutra JA, Groenen MAM et al. The genes coding for the cytoskeletal proteins actin and vimentin in warm – blooded vertebrates. EMBO J 1982;1(2):167-71. Lodish H, Baltimore AB, Zipursky SL, Matsudaira P, Darnell J. Microfilaments cell motility and control of cell shape. En: Molecular Cell Biology. 3ª ed. New York: Ed. Scientific American Books Inc. 1995, p.991-1050. Nudel U, Zakut R, Shani M, Neuman S, Levy Z, Yaffe D. The nucleotide sequence of the rat cytoplasmic b actin gene. Nucleic Acid Res 1983;11(6):1759-71. Small JV, Gimona M. The cytoskqleton on the vertebrate smooth mucle cell. Acta Physiol Scand 1998;164:341-8. Hayward LJ, Schwartz RJ. Sequential expression of chicken actin genes during myogenesis. J Cell Biol 1986;102:1485-93. Nakajima Ijima S, Hamada H, Reddy, Kakunaga T. Molecular structure of the human cytoplasmic b gene. Interspecies homology of sequence in the introns. Proc Natl Acad Sci USA 1985;82:6133-7. Mounier N, Perriard JC, Gabbiani G, Chaponnier C. Transfected muscle and non muscle actins are differentially sorted by cultured smooth muscle and non muscle cells. J Cell Sci 1997;110:839-45. Nayama H, Inaza J, Nishino H, Ohkubo I, Miwwa T. FISH localization of human cytoplasmic actin gene ACTB to 7p22 and ACTG1 to 17q25 and characterization of related pseudogene. Cytogenet Cell Genet 1996;74(3):221-4. Quitschke WW, Lin ZY, DePonti-Zilli L, Paterson BM. The b actin promoter. High levels of transcription depend upon ACCAAT binding factor. J Biol Chem 1998;264(16):9539-45. Erba HP, Eddy R, Show ST, Kedes L, Gunning P. Structure, chromosome location and expression of the human g actin gene: Differential evolution, location and expression of the cytoskeletal b and g actin genes. Mol Cell Biol 1988;8(4):1775-89. Ponte P, Ng SY, Engel J, Gunning P, Kedes L. Evolutionary conservation in the untraslated regions of actin mRNAs: DNA sequence of a human beta actin cDNA. Nucleid Acids Res 1984;12(3):1687-96. Harris DE, Warhaw DM, Periasamy M. Nucleotide sequences of the rabbit alphasmooth muscle and non muscle actin mRNAs. Gene 1992;112(2):265-6. Erba HP, Gunning P, Kedes L. Nucleotide sequence of the human g cytoskeletal actin mRNA: anormalous evolution of vertebrate non-muscle actin genes. Nucleid Acid Res 1986;14(13):5275-94. Hanokoglu I, Tanese N, Funchs E. Complementary DNA sequence of a human cytoplasmic actin interspecies divergence of 3’ non-coding regions. J Mol Biol 1983; 163(4):673-8. Cleaveland DW, Lopata MA, MacDonald RI, Cowan NJ, Rutter WJ, Kischner MV. Number and evolutionary conservation of a y b tubulin and cytoplasmic b and g actin genes using specific cloned cDNA probes. Cell 1980;20:95-105. Alonso S, Minty A, Bourlet Y, Buckinghan M. Comparison of three actin-coding sequence in the mouse, evolutionary relationships between the actin genes of warmblooded vertebrates. J Mol Evol 1986;23:11-22. Hill MA, Gunning P. Beta and gamma actin mRNAs are differentially located within myoblast. J Cell Biol 1993;122(4):825-32.

22. Hoock TC, Newcomb PM, Herman IM. b actin and its mRNA are located at the plasma membrane and the regions of moving cytoplasm during the cellular response to injury. J Cell Biol 1991;112(4):653-64. 23. Janmey PA. Phosphoinositides and Calcium as regulators of cellular actin assembly and disassembly. Annu Rev Physiol 1994;56:169-91. 24. Martin TFJ. Phosphoinositide lipids as signaling molecules; common themes for signal transduction, cytoskeletal regulation and membrane trafficking. Annu Rev Cell Dev Biol 1998;14:231-64. 25. Kinnen PKJ, Jukka AK, Lehtonen JYA, Rytomaa AA, Mustonen P. Lipid dynamics and peripheral interactions of proteins with membrane surfase. Chem Phys Lipids 1994; 73:181-207. 26. Ridley AJ. Rho: Theme and variations. Curr Biol 1996;6(10):1256-64. 27. Cerione RA, Zheng Y. The Dbl family of oncogenes. Curr Opin Cell Biol 1996;8(2): 216-22. 28. Lin R, Cerione RA, Manor D. Specific contributions of the small GTPases Rho, Rac and Cdc 42 to Dbl transformation. J Biol Chem 1999;274(33): 23633-41. 29. Whitehead IP, Campbell S, Rossman KI. Der CI. Dbl family protein. Biochim Biophys Acta 1997;1332(1):F1-23. 30. Zheng Y, Zangrilli D, Cerione RA, Eva A. The plekcstrin homology domain mediates transformation by oncogenic Dbl through specific intracelular targeting. J Biol Chem 1996;271(32):19917-20. 31. Erickson JW, Cerione RA, Hart MJ. Identification of an actin cytoskeletal complex that includes IQGAP and the Cdc GTPases. J Biol Chem 1994;272(39):24443-7. 32. Brills S, Li S, Lyman CW, Church DM, Wasmuth JJ, Bernards A, et al. The Ras GTPaseactivating protein-related human protein IQGAP2 harbors a potential actin binding domain and interacts with calmodulin and Rho family GTPases. Mol Cell Biol 1996;16(9):4869-78. 33. Hoffman GR, Nassar N, Cerione RA. Structure of the Rho family GTP-binding protein Cdc42 in complex with the multifuntional regulators Rho GDI. Cell 2000;100(3):34556. 34. Nobes CD, Hall A. Rho, Rac and Cdc42 GTPases regulate the assembly of multimolecular whit actin stress fiber, lamellipodia and filopodia. Cell 1995;81(1)5362. 35. Prendergast GC, Khrosravi-Far R, Solski PA, Lebowittz PF, Der CI. Critical role of Rho in cell transformation by oncogenic Ras. Oncogene 1995;10(12):2289-96. 36. Quiu RG, Chen J, McCormick F, Symons M. A role for Rho in Ras transformation. Proc Natl Acad Sci USA 1995;92(25):11781-5. 37. Quiu RG, Chen J, Kirn D, McCornik F, Symons M. An essential role for Rac in Ras trasformation. Nature 1995;374(6521):457-9. 38. Madaule P, Furuyashiki T, Reid T, Ishizaki T, Watanabe G, Morii N, et al. A novel partner for the GTP-bound forms of Rho and Rac. FEBS Lett 1995;377(2): 243-8. 39. Fujisawa K, Madaule P, Ishizaki T, Watanabe G, Bito H, Saito Y, et al. Different regions of the rho determine Rho-selective binding of different classes of Rho target molecules. J Biol Chem 1998;273(30):18943-9. 40. Watanabe G, Saito Y, Madaule P, Ishizaki T, Fujisawa K, Morii H, et al. Protein Kinase (PKN) and PKN-related protein rhophilin as target of small GTPases Rho. Science 1996;271(5249):645-8. 41. Reid T, Furuyashiki T, Ishizaki T, Watanabe G, Watanabe N, Fujisawa K, et al. Rhotekin, a new putative target for Rho bearing homology toa serine/threonine kinase, PKN and Rhophilin in the Rho-binding domain. J Biol Chem 1996;721(23):13556-60. 42. Blanchard JM. Small GTPases, adhesion, cell cycle control and proliferation. Pathol Biol 2000;48(3):318-27. 43. Joyce D, Bouzahzah B, Fu M, Albanese C, D’ Amico M, Steer J, et al. Integration of Rac –dependent regulation of cyclin D1 transcription through a nuclear factor kappa B dependent pathway. J Biol Chem 1999;274(36):25245-9. 44. Evers EE, Zondag GC, Malliri A, Price LS, Ten Klooster JP, Vander Kammen RA, et al. Rho family proteins in cell adhesion and cell migration. Eur J Cancer 2000;36(10):1269-74. Recibido: 8 de marzo de 2001. Aprobado: 27 de abril de 2001. Dra. Otmara Guirado Blanco. Instituto Superior de Ciencias Médicas de Villa Clara. Carretera

de Acueducto y Circunvalación. Apartado 860, Santa Clara, Villa Clara, Cuba. Correo electrónico: [email protected]