Strongyloides

Strongyloides, Corticosteroides y Baermann

Dr. Francisco Hernández Chavarría Facultad de Microbiología y Unidad de Microscopia Electrónica Universidad de Costa Rica

Strongyloides stercoralis es el parásito que con frecuencia nos hace quedar mal en el laboratorio; especialmente, cuando el paciente muere y es un patólogo quien hace el descubrimiento de los vermes, o en otros casos, se encuentran en una biopsia duodenal. Además, si revisamos los trabajos sobre parasitismo intestinal publicados en Costa Rica durante los últimos 10 años, en los cuales se mencione el hallazgo de S. stercoralis, nos encontramos que su prevalencia usualmente es de alrededor del 0,1%. Estos datos nos llevarían a pensar que es un parásito poco frecuente en nuestro medio. Si nos familiarizamos un poco más con la biología de este parásito, nos explicaríamos fácilmente ese pobre diagnóstico que nos lleva a subestimar su frecuencia. En la mayoría de nuestros laboratorios solo se emplea el examen directo para analizar las muestras de heces, dado que, como he dicho algunas veces, la sección de Parasitología en muchos laboratorios es como la Cenicienta, está relegada al último rincón del laboratorio y los análisis muchas veces no son realizados por microbiólogos y a veces ni siquiera se supervisa ese trabajo... -"de todas maneras son muestras de heces y ya casi no hay parásitos"- (es una salida simplista que muchas veces he oído). Pues bien, el examen directo de las heces (coproparasitoscópico, como podríamos decir con aire de petulancia) es el peor método que podamos escoger para buscar Strongyloides. El método de elección tradicional es el de Baermann; aunque, en mi opinión es un método un tanto engorroso. La otra opción, descrita a principios de la década de 1990, es el cultivo en plato de agar. Veamos brevemente cada uno de estos:

El cultivo en plato de agar (CPA) El diseño de este método fue inspirado por una observación interesante: se describió la observación de unos "caminitos" serpentiginosos de bacterias en un coprocultivo, que fueron hechos por larvas de Strongyloides presentes en la muestra inoculada (Conway, 1994). Con esa idea se diseñó el método de CPA, que consiste en colocar una porción de unos 2 g de heces en el centro de una plato de agar nutritivo e incubar a 27°C durante 24 horas. Si no hay Strongyloides, solo se formará una gran "colonia" o masa de bacterias; pero si hay larvas, estas migrarán sobre el agar distribuyendo las bacterias, lo que al día siguiente se observa por la disposición serpentiginosa de las colonias. Se observa la placa al estereoscopio y se encontrarán las larvas migrando al final de cada senda de bacterias, o bien, se enjuaga la placa con un poco de formalina, que luego se centrifuga y se analiza al microscopio. La sensibilidad de este método es similar a la del Baermann (Arakaki, 1990; Koga, 1991). Los inconvenientes son: el costo de las placas y el riesgo, recordemos que sobre el agar puede haber larvas de tercer estadío (infecciosas) capaces de penetrar la piel; por ello, se recomienda sellar la placa con cinta adhesiva, manipularla con guantes y para echarle la formalina se debe perforar un agujerito con una pinza caliente (Kaminsky, 1993).

Método de Baermann

Se han publicado varias versiones de este. La más popular en nuestro medio consiste en un dispositivo formado por embudo, un trozo de cedazo recubierto con gaza, un pedazo de manguera y una prensa para cerrarla. La manguera se coloca en la salida del embudo y se cierra con la prensa; se llena el embudo con agua a 37°C y se coloca el cedazo de manera que quede rozando la superficie del agua y encima se coloca la muestra de heces. Las larvas migrarán hacia el agua atraídas gracias a su hidrotropismo y termotropismo positivos. Unas 2 horas después se recoge el agua del embudo, se centrifuga y se buscan las larvas al microscopio. ¿Fácil verdad? y nos recuerda las clases de Helmintología Médica. A mi parecer encuentro algunos inconvenientes a esta versión del método; por ejemplo, el espacio necesario en el laboratorio, pues los dispositivos para montar unas 20 muestras, prácticamente llenan una mesa; además, el problema estético por tener esas muestras allí, al menos por unas 2 horas. Una de las modificaciones más prácticas consiste en hacer el embudo con la parte superior de una botella desechable, que se corta y se coloca invertida sobre la parte restante de la botella que sirve como soporte, y en vez de la manguera y la prensa se utiliza un pequeño globo inflable (Graeff-Teixeira et al., 1997).

Nuestra versión práctica del Baermann Hemos diseñado una versión muy simple y práctica del método de Baermann, como se describe en la Figura 1. Sustituimos el embudo por un tubo de ensayo tipo "vacutainer" (16x100 mm), cuyo tapón se perfora y se atraviesa con una punta de micropipeta (de las azules, para 1 ml). En ese tubo se prepara una suspensión de heces, colocando unos 2 g (la misma cantidad que se coloca en el método de CPA) en 8 ml de solución salina (SS). Este tubo se invierte sobre otro que contiene unos 6 ml de SS a 37°C y se coloca en un baño a esa temperatura por unas 2 horas, o se deja hasta el día siguiente. Se centrifuga el tubo inferior y se analiza al microscopio (Hernández-Chavarría y Avendaño, 2001). También, algunos protozoarios que no se habían detectado en el examen al fresco aparecen en ese sedimento, pues se concentran por gravedad. En una gradilla estándar de laboratorio se pueden colocar hasta 50 muestras, lo que solo ocupa un espacio muy reducido en comparación con el método clásico de Baermann, pues posiblemente esas 50 muestras ocuparían un gran espacio.

¿Qué tan regular es la excreción de larvas de S. stercoralis? Decíamos que el examen directo de las heces era una mala opción para detectar Strongyloides y eso se debe a que, dado el ciclo de vida de este parásito, en el intestino del individuo parasitado solo hay hembras partenogenéticas que estarán ovipositando y rápidamente emergen las larvas que salen con las heces del paciente. Pero esa excreción no es constante, y por lo tanto, el paciente puede dar una muestra positiva un día y negativa al día siguiente; aún examinándolas con métodos como el Baermann o el CPA. Por ejemplo, analicemos dos trabajos publicados recientemente. Dreyer et al. (1996), utilizando el método de Baermann, estudiaron por 8 semanas a un grupo de 108 soldados en Brasil, de los cuales 35 (32,4%) previamente habían sido diagnosticados como positivos por S. stercoralis. Al cabo del estudio solo el 5,6% de los casos dio cuatro exámenes consecutivos positivos y 37 más resultaron positivos, o sea que luego de 8 exámenes la positividad subió a 66,7%. Uparanukraw et al. (1999), empleando el método del CPA, estudiaron durante 56 días las heces de un grupo de pacientes positivos por S. stercoralis. Encontraron que el 14,3% de los casos aparecían negativos en exámenes sucesivos. En tanto que en el grupo control negativo, se encontró un 9,8% de positividad. La conclusión es, que para hacer el diagnóstico de S. stercoralis se requiere un mínimo de 5 a 8 exámenes en días consecutivos y empleando métodos como el de Baermann o el CPA.

Nuestra experiencia

Empleando nuestra versión del método de Baermann, analizamos dos grupos de pacientes considerados de alto riesgo para esta parasitosis y en general para enfermedades infecciosas. El primero fue un grupo de 106 pacientes alcohólicos crónicos, entre los cuales se encontraron 6 (5,7%) casos positivos (Avendaño et al., 1999). El otro grupo fueron 151 personas mayores de 60 años, de las cuales hubo 3 (2%) positivas por S. stercoralis (Sánchez et al., 2000). En el primer grupo solo 2 casos fueron positivos en el examen directo y en el segundo ninguno de ellos. Ambos grupos representan a personas con algún grado de inmunodeficiencia y debilitamiento físico, por lo que son más susceptibles a agentes patógenos oportunistas, lo cual nos puede estar brindando una visión de una prevalencia para S. stercoralis mayor que la que podría haber en la población general del país. Sin embargo, es importante diagnosticar este parásito, especialmente en el área rural, población de caseríos precarios y en grupos de pacientes con enfermedades crónicas debilitantes, pues la prevalencia podría ser mayor de la esperada.

¿Por qué la relación con los corticosteroides? Si buscamos en una base de datos electrónica las publicaciones relacionadas con S. stercoralis, obtenemos una lista amplia de informes, que generalmente se refieren al informe de casos clínicos. En muchos de ellos se asocia la muerte debida a hiperinfecciones por este parásito en el tratamiento con corticosteroides. La causa final de muerte muchas veces es una septicemia, en la cual las lesiones intestinales representan la puerta de entrada para las bacterias. El tratamiento con corticosteroides se había relacionado con esas hiperinfecciones debido a su efecto inmunosupresor. Sin embargo, en algunos de los casos publicados se narra que una sola dosis del corticosteroide bastó para desencadenar la hiperinfección estrongioidiana. Hoy se maneja otra posible explicación: los corticosteroides se asemejan a una hormona del parásito que favorece su maduración e incluso rejuvenece a las hembras viejas, que ya no se reproducían. Por lo tanto, es recomendable descartar esta parasitosis en cualquier paciente que vaya a ser tratado con corticosteroides. Esta información ha sido revisada en un artículo enviado a la Revista Costarricense de Ciencias Médicas, como una controversia en salud (Hernández-Chavarría, 2001).

Conclusión S. stercoralis es un parásito subestimado en nuestro medio, dado que rutinariamente no se emplean los métodos adecuados para su diagnóstico. Uno de esos métodos es el de Baermann y la propuesta de una versión simple, como la descrita (Hernández-Chavarría y Avendaño, 2001) es una buena opción. Debe tenerse en cuenta que, en casos sospechosos, debería hacerse alrededor de 8 exámenes consecutivos y esto se hace imperativo en cualquier paciente al cual se le va a tratar con corticosteroides, pues estos pueden desencadenar una hiperinfección fatal.

Referencias Arakaki T., Masaaki, I., Fukunori K., Atsushi, S., Ryuji, A. y Tsuyoshi, I. (1990) Efficiency of agar plate culture in detection of Strongyloides stercoralis infection. J. Parasitol. 76, 425-428. Avendaño, L., Hernández, F., Jiménez, F., Avila, A. y Castro, D. (1999) Strongyloides stercoralis en pacientes alcohólicos. Parasitol. al Día 23, 91-94. Conway D.J., Lindo J.F., Robinson R.D., Bundy, D.A. y Blanco, A.E. (1994) Strongyloides stercoralis: characterization of immunodiagnostic larval antigens. Exp. Parasitol. 9, 99-105.

Dreyer, G., Fernándes-Silva, E., Alves, S. y Rocha, A. (1996) Patterns of detection of Strongyloides stercoralis in stool specimens: implications for diagnosis and clinical trials. J. Clin. Microbiol. 34, 2569-71. Graeff-Teixeira, C., Medeiros, E., Zanini, G.M., Brasil, C.A.A., Cardozo, B.L., Dalpiaz, M.G. y Bisol, L.W. (1997) Inexpensive alternative material for the isolation of larvae with the Baerman method. Mem. Inst. Oswaldo Cruz 92, 399-400. Hernández-Chavarría, F. (2001) Hiperinfecciones por Strongyloides stercoralis y tratamiento con corticosteroides: ¿un detonante hormonal de ecdisis? Rev. Cost. Cienc. Méd. (en prensa). Hernández-Chavarría, F. y Avendaño, L. (2001) A simple modification of the Baermann method for diagnosis of strongyloidiasis. Mem. Inst. Oswaldo Cruz. (en prensa). Kaminsky, R.G. (1993) Evaluation of three methods for laboratory diagnosis of Strongyloides stercolaris infection. J. Parasitol. 79, 277-280. Koga, K., Kasuya, S. y Ohtomo, H. (1991) How effective is the agar plate method for Strongyloides stercolaris? J. Parasitol. 78, 155. Sánchez, A., Mora, J.R. y Hernández, F. (2000) Parásitos intestinales en pacientes de la tercera edad, Hospital Raúl Blanco Cervantes. Rev. Cost. Cienc. Méd. 20 (en prensa). Uparanukraw, F., Phongsri, S. y Morakote, N. (1999) Fluctuations of larval excretion in Strongyloides stercoralis infection. Am. J. Trop. Med. Hyg. 60, 967-73.