Respirasi Hewan Air.docx

RESPIRASI HEWAN AIR

Oleh: Nama NIM Rombongan Kelompok Asisten

: Jimmy Al Fa’is : B1A017017 : VII :2 : Wakhyuningsih

LAPORAN PRAKTIKUM FISIOLOGI HEWAN II

KEMENTERIAN RISET, TEKNOLOGI, DAN PENDIDIKAN TINGGI UNIVERSITAS JENDERAL SOEDIRMAN FAKULTAS BIOLOGI PURWOKERTO 2019

I. PENDAHULUAN A. Latar Belakang Ikan mempunyai derajat toleransi terhadap suhu dengan kisaran tertentu yang sangat berperan bagi pertumbuhan, inkubasi telur, konversi pakan dan resistensi terhadap penyakit. Ikan merupakan hewan ektotermik yang berarti tidak menghasilkan panas tubuh, sehingga suhu tubuhnya tergantung atau menyesuaikan diri pada suhu lingkungan sekelilingnya. Ikan akan mengalami stress manakala terpapar pada suhu diluar kisaran yang dapat ditoleransi. Pada lingkungan perairan, faktor fisik, kimiawi dan biologis berperan dalam pengaturan homeostatis yang diperlukan bagi pertumbuhan dan reproduksi ikan. Perubahan-perubahan faktor tersebut hingga batas tertentu dapat menyebabkan stress dan timbulnya penyakit (Yuwono, 2001). Respirasi atau pernafasan adalah pertukaran gas O2 dan CO2 di dalam organ pernafasan makhluk hidup. Sumber O2 dalam perairan dapat berasal dari udara dan fotosintesis fitoplankton. Respirasi aerob ialah suatu proses pernafasan yang membutuhkan oksigen dari udara, sedangkan Respirasi anaerob ialah suatu proses pernafasan yang tidak membutuhkan oksigen. Faktor yang mempengaruhi proses respirasi ada dua yaitu faktor internal dan eksternal. Sistem organ yang berperan dalam respirasi pada ikan adalah insang. Oksigen merupakan bahan pernafasan yang dibutuhkan oleh sel untuk berbagai reaksi metabolisme. Bagi ikan, oksigen diperlukan oleh tubuhnya untuk menghasilkan energi melalui oksidasi lemak dan gula (Lagler, 1977). Menurut Fujaya (2004), pengukuran kualitas air seperti tingginya salinitas, rendahnya DO, dan tingginya NH dapat dijadikan patokan untuk mengetahui jumlah konsumsi oksigen pada ikan. Penelitian mengenai konsumsi oksigen dapat dijadikan perbandingan dengan jumlah pakan yang dikonsumsi, temperatur, serta berat dari ikan itu sendiri. Ikan dalam proses pertumbuhannya, tidak semua makanan yang dimakan oleh ikan digunakan untuk pertumbuhan. Sebagian besar energi dari makanan digunakan untuk metabolisme, dan sebagiannya lagi digunakan untuk aktivitas, pertumbuhan dan reproduksi. Proses metabolisme dan faktor-faktor yang mempengaruhinya merupakan pengetahuan penting dalam pengembangan budidaya perikanan.

B. Tujuan Tujuan dari praktikum ini adalah untuk mengukur konsumsi oksigen organisme air dengan cara tirtrasi (metode Winkler) ataupun dengan DO meter, dan dapat mengukur respon metabolik hewan air terkait dengan bobot tubuh serta perubahan lingkungan atau stress.

II. MATERI DAN CARA KERJA A. Materi Bahan yang digunakan dalam praktikum kali ini adalah ikan Nila (Oreocromis niloticus), reagen untuk titrasi kandungan oksigen air (larutan KOH-KI, larutan H2SO4 pekat, larutan MnSO4, larutan Na2S2O3, reagen amilum). Alat aerator, timbangan teknikal, gelas ukur 2L, alat pengukur konsumsi oksigen (respirometer), termometer, botol sampel, tabung erlenmeyer, buret, dan statif. B. Cara Kerja 1. Alat respirometer yang akan digunakan dalam percobaan difungsikan. 2. Bobot tubuh hewan air ditimbang dengan timbangan analitikal. 3. Volume hewan uji diukur dengan menggunakan gelas ukur besar. Selisih tinggi air sebelum dimasuki ikan dan sesudah dimasuki ikan diukur. 4. Hewan uji dimasukkan ke alat respirometer pada tabung II diusahakan tidak ada udara terperangkap di dalamnya dan biarkan hewan uji di dalamnya beberapa menit agar teraklimasi. 5. Pengambilan sampel air I (awal) dilakukan menggunakan botol Winkler (volume 125 ml) dari tabung II melalui selang air keluar pada tabung II. 6. Sistem sirkulasi dimatikan setelah ikan tenang dan selang air masuk dan keluar pada tabung II ditutup dan dibiarkan selama kurang lebih 30 menit. 7. Pengukuran kandungan oksigen terlarut pada sampel air I dilakukan menggunakan Metode Mikro Winkler dengan cara titrasi. 8. Sebanyak 1 ml larutan KOH-KI ditambahkan ke dalam botol winkler yang berisi sampel air dan dikocok sampai homogen. 9. Sebanyak 1 ml larutan MnSO4 ditambahkan kemudian dilihat apakah terdapat endapan atau tidak. 10. Sebanyak 1 ml H2SO4 pekat ditambahkan. 11. Larutan sampel dipindahkan ke gelas ukur sebanyak 100 ml sehingga warna air sampel terlihat kuning keemasan, dan diteteskan amilum sebanyak 3 tetes sehingga warna air sampel menjadi biru gelap.

12. Larutan air sampel dititrasi dengan menambahkan larutan Na2S2O3 sehingga warna yang sebelumnya hitam menjadi biru pekat kemudian menjadi biru muda dan akhirnya, menjadi bening kembali. 13. Hitung nilai ota (oksigen terlarut awal). 14. Pengambilan sampel air II (akhir) dilakukan menggunakan botol Winkler (volume 125 ml) dari tabung II melalui selang air keluar pada tabung II setelah jeda waktu 30 menit. 15. Langkah ke 7 sampai 12 diulangi kembali hingga perhitungan otak (oksigen terlarut akhir) untuk menghitung nilai VO2. 16. Konsumsi oksigen hewan uji dihitung dengan rumus sebagai berikut : 

VO2 = (ota - otak) × V x H-1 x W-1



Ota = 1000/100 x p x q x 8



Otak = 1000/100 x p x q x 8 Keterangan : Ota : oksigen terlarut awal (mg/L) Otak : oksigen terlarut akhir (mg/L) VO2 : konsumsi oksigen (mg/g/L) p : larutan Na2S2O3 yang terpakai q : normalitas Na2S2O3 (0,025) 8 : berat molekul oksigen V : volum tabung setelah dikurangi volume ikan nila (L) H : selang waktu pengukuran oksigen awal dan akhir (jam) W : berat ikan (g)

III. HASIL DAN PEMBAHASAN A. Hasil Tabel 3.1 Hasil Pengamatan Laju Konsumsi Oksigen Rombongan VII H Volume Berat CO2i CO2f VO2 Ikan (Jam) (mL) (g) (mg/L) (mg/L) (mg/L/Jam) Nila Besar Nila Kecil Nila Besar Nila Kecil

0,25 0,25 0,25 0,25

130 30 40 25

123 28 129 31

4,1 7 7 4,6

3,2 5,4 4 4,2

Perhitungan kelompok 2 Diketahui: V respirometer besar

= 54335 mL = 5,435 L

Bobot ikan nila kecil

= 28 gram

Larutan Na2S2O3 terpakai (awal)

= 7 mL

Larutan Na2S2O3 terpakai (akhir)

= 5,4 mL

Selang waktu pengukuran O2 awal dan akhir

= 0,25 jam

Volume ikan (L)

= 30 mL = 0,03 L

Otaawal =

Otaakhir =

1000 100 1000 100

𝑥 𝑝𝑥𝑞𝑥8 = 𝑥 𝑝𝑥𝑞𝑥8 =

1000 100

1000 100

𝑥 3,5 𝑥 0,025 𝑥 8 = 7

𝑥 2,7 𝑥 0,025 𝑥 8 = 5,4

VO2 = [CO2i - CO2f] x V x H-1 x W-1 (7 − 5,4) 𝒙 5,435 0,25 x 28 1,6 𝒙 5,435 7 1,24 ml/L/Jam.

2,604 1,24 0,840 0,27

B. Pembahasan Berdasarkan data hasil percobaan respirasi hewan air rombongan VII, diketahui bahwa konsumsi oksigen ikan besar adalah 2,604 ml/L/jam dan konsumsi oksigen ikan kecil adalah 1,24 ml/L/jam. Hal ini tidak sesuai dengan pustaka. Menurut Fujaya (2004) konsumsi oksigen dipengaruhi oleh besar ukuran tubuh (bobot dan volume). Semakin berat dan besar volume ikan, maka konsumsi oksigennya semakin kecil, sebaliknya semakin rendah berat ikan maka konsumsi oksigennya semakin besar. Jadi pada percobaan menggunakan ikan Nila, hasilnya tidak sesuai dengan pustaka. Ketidaksesuaian hasil yang diperoleh ini disebabkan oleh beberapa faktor yaitu : 1. Kurang tepatnya dalam penentuan nilai titrasi 2. Adanya faktor yang menyebabkan KO2 ikan meningkat misal disebabkan adanya perlakuan yang menyebabkan ikan banyak bergerak. 3. Kebocoran tabung pada penggunaan metode winkler yang menyebabkan oksigen luar berdifusi masuk, sehingga nilai KO2 meningkat. Menurut Lagler (1977), konsumsi O2 dapat dipengaruhi oleh beberapa faktor, yaitu intensitas dari metabolisme oksidatif dalam sel, kecepatan pertukaran yang mengontrol perpindahan air disekitar insang yang berdifusi melewatinya. Faktor internal yaitu kecepatan sirkulasi darah dan volume darah yang dibawa menuju insang dan afinitas oksigen dari hemoglobin, nutrisi, penyakit, status reproduksi dan stress serta pengaruh hormonal dari hewan tersebut juga berpengaruh terhadap konsumsi oksigen. Menurut Fujaya (2004), terdapat faktor-faktor yang mempengaruhi konsumsi O2 pada ikan yaitu : 1. Aktivitas Ikan dengan aktifitas yang tinggi, aktif berenang akan mengkonsumsi O2 lebih banyak dari pada ikan yang kurang aktif berenang. 2. Umur Ikan dengan umur lebih muda akan mengkonsumsi O2 lebih banyak dibandingkan dengan ikan yang berumur lebih tua. Hal ini dimaksudkan untuk menunjang pertumbuhan ikan yang muda. 3. Ukuran atau berat tubuh

Ikan yang mempunyai ukuran tubuh lebih kecil kecepatan metabolisme lebih tinggi dari pada ikan yang lebih besar, sehingga ikan berukuran kecil lebih banyak dalam mengkonsumsi O2. 4. Temperatur Ikan yang berada pada lingkungan bersuhu tinggi akan mengkonsumsi O2 lebih dibandingkan ikan pada lingkungan dengan suhu lebih rendah. Menurut Ville (1998), perubahan suhu akan mempengaruhi distribusi, metabolisme, nafsu makan, reproduksi organisme perairan serta berpengaruh langsung terhadap proses fotosintesis fitoplankton dan tanaman air. Prakoso & Chang (2017) juga menambahkan bahwa Suhu yang lebih tinggi meningkatkan proporsi enzim yang telah mencapai tingkat energi aktivasi mereka, yang mempercepat laju rata-rata reaksi biokimia sehingga memungkinkan lebih banyak aktivitas dan membutuhkan oksigen yang lebih banyak. Oleh karena itu, laju metabolisme hewan ectothermic berkaitan erat dengan suhu, karena suhu mengatur routine metabolic rate (RMR) dan secara tidak langsung memicu active metabolic rate (AMR). Mayoritas hewan air memiliki tingkat metabolisme aerobik dapat diperkirakan secara tidak langsung dari pengukuran tingkat konsumsi oksigen atau laju respirasi. Begitupun menurut Holt & Jørgensen (2015), bahwa pada suhu yang tinggi, mortalitas respirasi akan semakin meningkat, sefangkan pada suhu rendh, mortalitas respirasi akan cenderung menurun. Perbedaan pada aktivitas juga menjelaskan fakta bahwa oksigen itu mempunyai angka kecepatan konsumsi lebih dari 5 hari. Sedangkan pada tingkat konsumsi larva adalah lebih tinggi yaitu dengan 2 hari. Ikan nila (Oreocromis niloticus) menjadi pilihan yang digunakan dalam menentukan respirasi pada ikan. Hal ini menurut Pramleonita et al., (2018), karena ikan nila memiliki struktur sistem respiratori yang mudah diamatai, bentuk tubuh yang tidak terlalu besar, serta memiliki ketersediaan yang cukup banyak dengan harga yang terjangkau. Adapun respirasi pada ikan nila dapat dihitung degan cukuo akurat dengan menggunakan perhitungan respirasi pada hewan air. Laju konsumsi oksigen ditentukan berdasarkan jumlah konsentrasi oksigen yang diukur pada awal dan akhir pengukuran,penurunan konsumsi oksigen pada ikan mengalami peningkatan karena stress akibat adanya proses adaptasi lingkungan dari

aquarium ke botol respirator sehingga menyebabkan aktivitas atau kecepatan renangnya juga meningkat (Zainuddin et al., 2003) Menurut Wetzel dan Linkens (2000), fungsi larutan yang dipakai untuk proses titrasi diantaranya adalah sebagai berikut : 1.

MnSO4 dan KOH-KI : untuk membentuk endapan berwarna cokelat, mengindikasikan bahwa masih terdapat O2 dalam sampel. Apabila endapan yang dihasilkan berwarna putih, maka tidak ada lagi O2 yang terlarut pada sampel. KOH sendiri berfungsi untuk mereduksi MnSO4.

2.

H2SO4 : mengubah larutan yang awalnya berwarna cokelat keruh menjadi cokelat bening, dan untuk memecah atau menghilangkan ikatan yang terjadi karena pengaruh dari larutan KOH-KI, MnSO4Larutan ini tidak terbentuk dari reaksi antara asam sulfat dengan mangan oksida membentuk mangan sulfat.

3.

Amilum: untuk mendeteksi adanya amilum dalam larutan dan sebagai indikator yang merubah warna larutan yang semula cokelat bening menjadi biru muda.

4.

Na2SO3 : untuk titrasi sebagai nilai p untuk mencari kadar O2 terlarut. Hubungan konsumsi O2 dengan laju metabolisme menurut (Zonneveld et

al., 1991) adalah konsumsi O2 pada laju metabolisme pemeliharaan adalah kurang dari 60 % lebih tinggi dari pada ikan selama kekurangan pakan. Konsumsi O2 pada pakan ikan yang sedang tumbuh berasal dari satu pihak, dari metabolisme pemeliharaan dan dari pihak lain yang berasal dari sintesis dan laju konsumsi O2 menurun dengan penurunan tersedianya oksigen untuk ikan. Hubungan KO2 dengan metabolisme yaitu metabolisme tersebut membutuhkan oksigen, semakin banyak atau semakin cepat laju metabolisme akan kebutuhan konsumsi O2 semakin tinggi. Sehingga semakin banyak KO2 maka semakin membutuhkan hemoglobin yang berfungsi mengikat oksigen dalam darah. Metode Winkler adalah metode yang digunakan untuk mengukur oksigen terlarut, diperkenalkan pada tahun 1988 oleh L.W.Winkler, dengan langkahlangkah sebagai berikut (Lagler, 1997) : 1.

Air sampel dimasukkan ke dalam botol Winkler sebanyak 250 ml dengan syarat pada saat pengambilan air sampel tidak ada udara yang masuk.

2.

Air dalam botol Winkler ditambahkan larutan KOH-KI sebanyak 1 ml di homogenkan atau dikocok selama 5 menit, kemudian ditambahkan MnSO4

sebanyak 1 ml larutan dikocok atau dihomogenkan kemudian dibiarkan sehingga terbentuk lapisan heterogen, bagian atas bening dan bagian bawah berupa endapan berwarna coklat (apabila tidak mengandung O2 endapan berwarna putih). Endapan coklat mengindikasikan masih terdapatnya O2.

3.

MnSO4 + 2KOH

Mn(OH)2 + K2SO4 (endapan berwarna putih )

2Mn(OH)2 + O2

2MnO(OH)2 (endapan berwarna coklat)

Air dalam botol Winkler direaksikan lagi dengan H2SO4 sebanyak 1 ml kemudian dikocok. Setelah penambahan H2SO4, endapan akan terlarut dan membentuk MnSO4. H2SO4 mengubah larutan coklat keruh menjadi coklat bening atau lebih ke arah kuning. 2MnO(OH)2 + 4 H2SO4

4.

2Mn(SO4)2 + 6H2O

Air dalam botol diambil sebanyak 100 ml, kemudian ditampung dalam tabung Erlenmeyer untuk dititrasi dengan Na2S2O3 0,025 N. Amilum diteteskan sebanyak 3 tetes sebagai indikator pH dan dititrasi dengan Na2S2O3 hingga menghasilkan larutan yang jernih.

IV. KESIMPULAN Berdasarkan hasil dan pembahasan praktikum kali ini dapat diperoleh kesimpulan yaitu konsumsi oksigen pada ikan nila besar adalah 2,604 ml/L/jam dan konsumsi oksigen ikan nila kecil adalah 1,24 ml/L/jam. Semakin kecil ikan semakin aktif bergerak, sehingga metabolismenya semakin meningkat dan berakibat konsumsi O2 semakin meningkat. Konsumsi oksigen pada ikan yang kecil seharusnya lebih besar dari ikan besar. Faktor-faktor yang mempengaruhi konsumsi oksigen pada ikan yaitu berat tubuh, volume dan jenis ikan, umur, aktivitas, nutrisi, penyakit, jenis kelamin, stress, kontrol hormonal, kelarutan oksigen dan temperatur.

DAFTAR REFERENSI Fujaya, Y. 2004. Fisiologi Ikan Dasar Pengembangan Teknik Perikanan. Rinek Cipta, Jakarta. Holt, R.E. and Jørgensen, C., 2015. Climate change in fish: effects of respiratory constraints on optimal life history and behaviour. Biology letters, 11(2), p.20-32. Lagler, K. F. 1977. Icthyology. John Wiley and Sons Inc, Canada. Prakoso, V.A. and Chang, Y.J., 2017. Laju Respirasi Induk Ikan Blackhead Seabream Acanthopagrus schlegelii Pada Suhu Pemeliharaan Yang Berbeda. Jurnal Riset Akuakultur, 12(2), pp.161-167. Pramleonita, M., Yuliani, N., Arizal, R. and Wardoyo, S.E., 2018. Parameter fisika dan kimia air kolam ikan nila hitam (Oreochromis niloticus). Jurnal Sains Natural, 8(1), pp.24-34. Ville., 1988. General Zoology. London W.B: Sounders Company. Wetzel, R. G and G. E. Likens. 2000. Lymnological Analyses, Thirth Edition. Springer-Verlag : New York. Yuwono,E. 2001. Fisiologi Hewan I. Fakultas Biologi, UNSOED, Purwokerto. Zainuddin. Inayah, M. Iqbal Djawad dan Abd. Djalil Saleng. 2003. Respons Fisiologi Dan Laju Pertumbuhan Juvenil Ikan Bandeng Yang Dibantut Pada Umur Berbeda. Fakultas Ilmu Kelautan dan Perikanan Universitas Hasanuddin Makassar. Makasar. Zonneveld, N, Z. Hulsman dan J. Boon. 1991. Prinsip-Prinsip Budidaya Ikan. Jakarta: Gramedia Pustaka Utama.