Paper Sumoharjo (revised)

Tugas : Monitoring dan Evaluasi Lingkungan Akuakultur Dosen : Dr. Ir. Eddy Supriyono, M.Sc

DAMPAK LINGKUNGAN DARI PENGGUNAAN BAHAN KIMIA DALAM KEGIATAN AKUAKULTUR

Disusun oleh :

SUMOHARJO C151080041

MAYOR ILMU AKUAKULTUR SEKOLAH PASCASARJANA INSTITUT PERTANIAN BOGOR BOGOR 2009

i

KATA PENGANTAR

Puji syukur kehadirat Allah SWT, karena atas rahmat-Nya jualah sehingga makalah ini dapat saya selesaikan. Makalah ini berjudul “Dampak Lingkungan Dari Penggunaan Bahan Kimia Dalam Kegiatan Akuakultur” yang mana merupakan pengembangan dari sebuah buku yang berjudul Environmental Management for Aquaculture pada Bab III dengan sub judul “Environmental Impact of Chemicals in Aquaculture” yang ditulis oleh Alex Midlen dan TA. Redding, terbit pada tahun 1998. Isi dari makalah ini memuat tentang penggunaan bahan-bahan kimia dalam akuakultur, monitoring dan evaluasi dampak yang ditimbulkannya terhadap lingkungan perairan budidaya maupun lingkungan perairan secara umum, dan beberapa metode menghilangkan residu bahan kimia tersebut dari lingkungan perairan budidaya. Penulis menyadari sepenuhnya bahwa isi dari makalah ini masih terdapat kekurangan dan jauh dari kesempurnaan. Oleh karena itu, penulis sangat mengharapkan kritik dan saran demi kesempurnaan makalah ini. Semoga

makalah

dapat

bermanfaat

bagi

pihak-pihak

yang

memerlukannya.

Bogor, Juni 2009 Penulis

Sumoharjo

ii

DAFTAR ISI

Halaman KATA PENGANTAR ................................................................................................. i DAFTAR TABEL...................................................................................................... iv DAFTAR GAMBAR .................................................................................................. v DAFTAR LAMPIRAN.............................................................................................. vi I.

PENDAHULUAN ............................................................................................... 1

II.

BAHAN KIMIA YANG DIGUNAKAN DALAM AKUAKULTUR ................. 2 2.1. DISINFEKTAN ............................................................................................ 2 2.1.1. Copper Sulfat (CuSO4),....................................................................... 2 2.1.2. Malachite Green dan Formalin............................................................ 3 2.1.3. Kalium Permanganat (KMN4)............................................................. 4 2.1.4. Quaternary ammonia compounds (QACs).......................................... 4 2.1.5. Garam.................................................................................................. 5 2.2. ORGANOFOSFAT........................................................................................ 6 2.3. ANTIBIOTIK................................................................................................. 7 2.3.1. Jenis dan Cara Penggunaan Antibiotik ............................................... 7 2.3.2. Cara Kerja Antibiotik.......................................................................... 8

III. MONITORING DAMPAK PENGGUNAAN BAHAN KIMIA DALAM AKUAKULTUR ................................................................................... 10 3.1. Waktu Monitoring (Frekuensi dan Tren) ....................................................... 10 3.2. Metode Monitoring Polutan dalam Lingkungan Terkontrol.......................... 10 3.3. Metode Deteksi Residu Bahan Kimia ............................................................ 11 3.3.1. Deteksi Residu Disinfektan................................................................... 12 3.2.2. Deteksi Residu Organofosfat ................................................................ 13 3.2.3. Deteksi Residu Antibiotik ..................................................................... 13 3.4. Baku Mutu Bahan Kimia .............................................................................. 14 IV. EVALUASI DAMPAK LINGKUNGAN DARI PENGGUNAAN BAHAN KIMIA DALAM AKUAKULTUR ....................................................... 16 4.1. DISINFEKTAN ............................................................................................ 17 4.1.1. Copper Sulfat (CuSO4),......................................................................... 17 4.1.2. Malachite Green dan Formalin.............................................................. 19 4.1.3. Kalium Permanganat (KMN4)............................................................... 20 4.1.4. Quaternary ammonia compounds (QACs)............................................ 22

iii 4.2. ORGANOFOSFAT........................................................................................ 22 4.2.1. Dampak Pestida Terhadap Lingkungan ................................................ 22 4.3. ANTIBIOTIK................................................................................................. 27 4.3.1. Resistensi Antibiotik ............................................................................. 27 4.3.2. Persistensi Residu Antibiotik di Lingkungan........................................ 28 4.3.3. Pengaruh Antibiotik Terhadap Komunitas Mikroba............................. 29 4.3.4. Dampak Antibiotik Terhadap Akuakultur ............................................ 31 V. PENGHILANGAN ZAT THERAPEUTIK DARI SISTEM AKUAKULTUR.................................................................................... 34 VI. TREN PENGGUNAAN TERAPEUTANT.......................................................... 36 V11. KESIMPULAN .................................................................................................. 38

DAFTAR PUSTAKA LAMPIRAN

iv

DAFTAR TABEL

1. Beberapa contoh antimikrobial yang umum digunakan dalam akuakultur ........... 8 2. Monitoring trend dan optimasi frekuensi ............................................................. 10 3. Metode utama untuk uji toksisitas dalam lingkungan akuatik ............................. 10 4. Toksisitas akut dan Maximum allowable Toxican Concentrates (MATC) ......... 14 5. Acceptable Daily Intake (ADI) ............................................................................ 15 6. Data regresi linear pengaruh copper terhadap insang ikan mas ........................... 18 7. Dua faktor yang dapat menyebabkan fiksasi dan menurunkan daya toksin organofosfat di perairan ..................................................................... 7 8. Hasil uji waktu paruh dari tiga antibiotik; oxytetracyclin, oxolinic acid, dan furazolidon dalam sedimen dari tiga karamba ikan salmon .............................................................................. 8 9. Jumlah total bakteri dalam semua sedimen setelah pemberian antibiotik .......... 30 10. Laju reduksi sulfat (MnSO4/m2/hari) setelah pemberian antibiotik ..................... 30 11. Resistensi bakteri atas agen antibakteri (% plate count pada waktu berbeda setelah pemberian antibiotik ............................................... 30 12. Sensitifitas antibiotik oleh isolat bakteri Vibrio hareveyi yang diambil dari hatchery berbeda ..................................................................... 32 13. Mortalitas PL udang windu (Peneaus monodon) dalam isolat bakteri pada berbagai konsentrasi ........................................................................ 31 14. Hubungan pH dan temperatur dalam adsorpsi zat therapeutik ............................ 34

v

DAFTAR GAMBAR

1. Prinsip kerja garam sebagai disinfektan ........................................................... 5 2. Bentuk molekul organofosfat ........................................................................... 6 3. contoh jenis kutu yang dapat dibasmi dengan organofosfat ............................ 7 4. Skema monitoring dan evaluasi cemaran bahan kimia .................................. 11 5. Potongan membujur jaringan insang yang terpapar copper sulfat1 .................. 9 6. Aktifitas ChE pada juvenil ikan gilthead sea bream yang terpapar dichlorvos ................................................................................ 24 7. Tingkat lipid peroxida dalam kepala ikan gilthead sea bream yang terpapar dichlorvos ................................................................................ 26

vi

DAFTAR LAMPIRAN

1. Sumber literatur yang dikembangkan (Chapter 3; Environmetal Impact of Chemicals in Aquaculture. A Midlen dan TA Redding, 1998)

1 I. PENDAHULUAN

Akuakultur diketahui sebagai kegiatan budidaya organisme akuatik, termasuk ikan, moluska, krustasea, dan tumbuhan air. Istilah budidaya berdampak pada beberapa bentuk campur tangan manusia dalam proses pemeliharaan untuk meningkatkan produksi, misalnya penebaran secara berkala, pemberian pakan, dan perlindungan dari predator (pullin, 1990). Dalam lingkup kegiatan akuakultur, mengharuskan adanya manajemen kualitas air dan perlindungan penyakit atau parasit ikan untuk menjaga produktifitas organisme akuatik yang dibudidayakan. Dalam upaya mencegah atau mengobati ikan dari penyakit infeksius dan menanggulangi parasit dan serangan predator, para pembudidaya biasanya menggunakan bahan-bahan kimia yang biasa dikenal dengan istilah chemotherapetic agent. Di samping dapat membantu manusia dalam usaha mengatasi gangguan hama dan penyakit, ternyata penerapan pestisida memberi pengaruh besar terhadap organisme atau lingkungan lain yang bukan sasaran (Murty, 1986). Hal ini dapat terjadi apabila residu bahan kimia tersebut masuk ke lingkungan sehingga dapat digolongkan sebagai bahan pencemar (polutan). Menurut Pillay, (1992); GESAMP, (1997) dalam Midlen dan Redding (1998) bahwa pada umumnya bahan kimia yang digunakan oleh industri akuakultur bertujuan untuk mengobati atau mencegah penyakit menular (therapeutik). Bahan kimia yang digunakan biasanya memiliki senyawa aktif baik berupa anorganik maupun organik yang secara kimiawi bersifat menghambat atau mematikan organisme penyebab penyakit, sehingga bisa dianggap sebagai bahan beracun (toxin). Tulisan ini bertujuan untuk memaparkan tentang monitoring dan evaluasi dari penggunaan bahan kimia pada kegiatan akuakultur dan dampaknya pada lingkungan, sehingga langkah-langkah awal dapat diambil untuk meminimalkan dampak negatifnya.

2 II. BAHAN KIMIA YANG DIGUNAKAN DALAM AKUAKULTUR

Produk terapeutik yang paling umum digunakan terdiri atas tiga kelas (Alderman dan Michel, 1992 dalam Midlen dan Redding, 1998) yaitu : 1. Disinfektan khusus, digunakan untuk memberantas parasit seperti; bakteri, protozoa, dan fungi. Kelompok ini meliputi senyawa-senyawa seperti; malachite green, garam, copper sulfat (CuSO4), potassium permanganat (KmNO4), dan senyawa quaternary amonia (NH4-N). 2. Organo-phosphat, terutama diclorovos, digunakan untuk memberantas kutu laut atau krustasea predator yang biasanya memangsa larva ikan. 3. Antimikroba, terdapat dalam berbagai macam senyawa, umumnya terdiri atas antibiotik dan agen antibakteri sintetis. 2.1. DISINFEKTAN Disinfektan merupakan suatu bahan bahan kimia yang dapat mematikan sel-sel vegetatif tetapi belum tentu mematikan bentuk-bentuk spora mikroorganisme penyebab penyakit. Biasanya digunakan untuk sterilisasi wadah dan peralatan yang digunakan dalam kegiatan akuakultur (Madigan et al., 2003). Disinfektan juga umum digunakan dalam kegiatan akuakultur untuk memberantas parasit, jamur, bakteri, dan algae, terutama pada fase telur dan larva namun demikian pemakaian.bahan kimia sebagai disinfektan perlu mempertimbangkan kemungkinan pengaruh toksisitasnya, karena terdapat masalah dengan adanya batasan yang sangat tipis yang memisahkan antara konsentrasi yang efektif dan konsentrasi yang dapat membunuh ikan (Watson dan Yanong, 2002). 2.1.1. Copper Sulfat (CuSO4) Salah satu senyawa yang biasa digunakan adalah copper sulfat (CuSO4), yang mana telah digunakan selama bertahun-tahun sebagai bahan kimia dalam budidaya kolam air tawar dan kegiatan budidaya lainnya, copper merupakan suatu algicide efektif atau pemberantas algae, di mana dapat digunakan dengan cara penyebaran untuk mengendalikan ganggang di kolam, termasuk filamentous atau ganggang lebih tinggi

3 seperti Chara (stink weed). Telah ada beberapa usaha penggunaan copper untuk mengurangi kelimpahan ganggang yang dapat mengurangi selera makan jenis ikan catfish. Copper sulfat sebanyak 0.084 mg/l yang setara dengan 0.033 mg/l copper digunakan untuk mereduksi blooming microcystis di kolam (Boyd, 1990) 2.1.2. Malachite Green dan Formalin Menurut Canadian Food Inspection Agency (CFIA) (2005) bahwa malachite green adalah cationic triphenylmethane dye (pewarna sintetis) secara komersial dapat diperoleh berupa oxalate and garam hydrochloride. Malachite green memiliki sifat anti fungal yang kuat dan digunakan untuk membasmi Saprolegnia (fungus) atau sebagai senyawa untuk mencegah infeksi pada telur ikan. Malachite Green dan Formalin juga merupakan bahan kimia yang digunakan untuk membasmi parasit, yang dapat digunakan bersama-sama atau terpisah untuk memberantas Gyrodactylus (skin flukes), Dactylogyrus (gill flukes), Ichthyobodo (Costia), Trichodina , Chilodonella dan Ichthyophthirius (white spot). Jung, et al (2001) menyatakan bahwa formalin merupakan nama umum dari 37 % gas formaldehyde yang dilarutkan dalam air, biasa digunakan untuk membasmi parasit metazoan dan protozoan, cara pemakaiannya dapat dilakukan dengan cara perendaman : 0.15 - 0.25 ml/l selama 60 menit. Atau dengan mengoleskannya pada bagian yang terinfeksi : 0.015 - 0.025 ml/l, dapat diulang setiap 3 – 4 hari dan dilakukan pada air yang berbeda di setiap perlakuan. Sedangkan untuk penggunaan malachite green dengan perendaman : 1-2 mg/l , selama 30 - 60 menit dan dapat diulang 4 kali; dengan pengolesan (prolong immersion) : 0.1- 0.25 mg/l dan dapat diulang tiga kali sehari, maksimum tiga kali; dan dengan perlakuan khusus langsung pada luka, terutama jika sudah ada serangan jamur, dengan tetap menjaga agar tidak ada kontak langsung pada mata dan insang ikan Menurut Jung, et al (2001) formalin juga adalah disinfektan yang kuat dan digunakan untuk membunuh mikroorganisme atau sebagai pengawet spesimen biologi. Bahan-bahan kimia ini dapat digunakan secara terpisah, tetapi biasanya digunakan secara bersama-sama karena menghasilkan pengaruh yang sinergis dan lebih kuat.

4 2.1.3. Kalium Permanganat (KMNO4) KMNO4 juga dapat membasmi Trichodina, Costia and Chilodonella, serta monogenean flukes, Gyrodactylus (skin flukes) dan Dactylogyrus (gill flukes), bahkan dapat juga digunakan untuk mengobati penyakit karena infeksi bakteri pada insang dan penyakit bakteri, seperti borok di kulit. Cara pemakaiannya di kolam adalah dengan menyemprotkan larutan KMNO4 dengan dosis 2 mg/l, jika nampak berwarna pink selama 4-6 jam maka dosisnya sudah sesuai, jika tidak, maka dosisnya ditambahkan sebanyak 1.75 mg/l pada hari berikutnya, ulangi perlakuan ini sampai nampak warna pink konstan selama 4-6 jam, agar lebih efektif maka air diganti terlebih dahulu sebelum melakukan perlakuan untuk menghindari bahan organik yang terlalu banyak dalam kolam (Arthur, et al., 1996). Pada perlakuan di kolam/bak, dengan residual 1.75 mg/l efektif membunuh bakteri dan parasit lebih kecil (tidak untuk lernea dan atau argulus), dapat diulang setiap 2-3 hari sekali, maksimal 3 kali. Sedangkan dengan perendaman singkat dapat diulang setiap hari, maksimal 5 kali. Perlakuan dengan pencelupan 20 mg/l selama 20 detik efektif untuk membasmi Lernea dan Argulus. 2.1.4. Quaternary ammonia compounds (QACs) Quaternary ammonia compounds (QACs) adalah disinfektan yang sangat kuat dengan penambahan aksi surfaktan (deterjen) untuk menghilangkan kelebihan mukus yang dihasilkan oleh parasit dan bakteri, membuat aksi kombinasi QAC dan surfaktan menjadi lebih efektif. Keduanya sangat sesuai untuk membasmi infeksi bakteri eksternal seperti; Bacterial Gill Disease. Dengan menghilangkan kelebihan lendir (mukus) di insang dapat membantu pernafasan ikan. Pengobatan Bacterial Gill Disease dapat dilakukan juga dengan kombinasi QAC dengan chloramine-T, tetapi tidak dalam waktu bersamaan. Kombinasi perlakuan ini bisa lebih sukses. QAC juga dapat digunakan untuk membersihkan luka dan borok, kedua anti bakteri dan deterjen membantu membunuh bakteri dan menghilangkan bekas luka (GESAMP, 1997). Umumnya QAC yang digunakan adalah benzalkonium chloride, Hyamine 3500 dan Hyamine 1622 yang sangat populer di Inggris dengan merek Vetark’s Ark-Klens’ dan NT Labs ‘Gill Wash’. Tingkat dosis yang digunakan, antara lain : ∗

10 mg of active QAC per litre selama 5-10 minutes

5 ∗

5 mg of active QAC per litre selama 30 minutes

∗

2 mg of active QAC per litre selama 60 minutes

∗

1 mg of active QAC per litre selama beberapa jam

∗

Umumnya dosis rendah yang digunakan harus selama 2-3 kali perlakuan. 2.1.5. Garam (NaCl) Garam (NaCl) adalah zat yang telah umum digunakan untuk membasmi penyakit,

yang bekerja dengan baik untuk melawan parasit protozoa seperti Costia, Trichodina dan Chilodonella serta kutu dan ektoparasit lainnya. Garam dapat membantu masalah osmoregulasi yang diakibatkan oleh borok karena infeksi bakteri, membantu membersihkan insang sehingga mendukung ikan yang menderita stress. Karena cara kerjanya yang berbeda dari kebanyakan perlakuan penyakit, garam lebih aman dari pada senyawa kimia lainnya dan tidak akan mempengaruhi proses biofiltrasi di kolam. Pada umumnya digunakan pada intensitas tinggi dalam jangka pendek dengan cara perendaman. Tetapi juga bisa digunakan dalam jangka panjang untuk mendukung perlakuan pada kolam (GESAMP, 1997). Perlakuan dengan perendaman dalam larutan garam umumnya dilakukan dalam waktu singkat (30 menit) dengan dosis 10 – 30 ppt untuk menghindari terjadinya difusi molekul air yang lebih besar dari ikan, karena bisa menyebabkan ikan menjadi stress. Sedangkan

dengan

prolong

immersion

dapat

dilakukan dengan dosis 1 – 3 ppt, dosis yang lebih rendah sering direkomendasikan untuk pencegahan (prophylactic) pada kolam ikan koi. Namun untuk pengobatan

luka/borok

karena

infeksi

bakteri

disarankan menggunakan dosis 5 ppt. Cara kerja garam dalam membunuh parasit adalah dengan berdasarkan pada peningkatan gradient tekanan osmotic antara parasit atau ikan dengan air di sekitarnya. Hal ini, akan mempengaruhi tekanan osmotik parasit, di mana ketika garam ditambahkan ke dalam air, maka akan menarik molekul air sehingga mereduksi cairan (molekul air) bebas dari parasit untuk terdifusi ke luar jaringan dan

6 mematikan parasit tersebut. Cara ini dilakukan pada ikan air tawar, sedangkan pada air laut dilakukan cara yang terbalik yakni dengan perendaman ikan laut ke dalam air tawar. 2.2. ORGANOFOSFAT Organofosfat adalah pestisida/insektisida organik sintetik, memiliki nama kimia 190 px-Phosphoric-acid-2D-dimensions , yang mana banyak digunakan sebagai pestisida atau insektisida. Dalam prakteknya, pestisida digunakan bersama-sama dengan bahan lain misalnya dicampur minyak untuk melarutkannya,

air

pengencer,

tepung

untuk

mempermudah dalam pengenceran atau penyebaran dan penyemprotannya, bubuk yang dicampur sebagai pengencer (dalam formulasi dust), atraktan (misalnya bahan feromon) untuk pengumpan, bahan yang bersifat sinergis untuk penambah daya racun, dan sebagainya (Wikipedia, 11 Maret 2009). Menurut Babaei, et al (2007) Organofosfat biasa digunakan sebagai bahan racun dan sering secara sadar digunakan dalam kegiatan pertanian atau akuakultur sebagai pestisida dan isektisida. Beberapa contoh dari organofosfat : 1. Insectisida, antara lain ; malathion, parathion, diazinon, fenthion, dichlorvos, chlorpyrifos, ethion Nerve Gases: soman, sarin, tabun, VX Ophthalmic agents: echothiophate, isoflurophate. 2. Antihelmintics, antara lain; trichlorfon herbicides: tribufos [DEF], dan merphos (tricresyl phosphate) Penggunaan organofosfat yang biasa dilakukan dalam akuakultur, seperti diklorvos untuk memberantas kutu seperti monogenean, Gyrodactylus (skin fluke) dan Dactylogyrus (gill fluke) atau krustasea pemangsa seperti Argulus (fish lice) dan Lernaea (anchor worm) (Duursma and Marchand, 1974).

7 Contoh jenis kutu yang dapat dibasmi dengan organophosphate :

Oncomiracidium

Benedinia

Secara umum, aplikasi pestisida adalah sebagai berikut; Dosis (dosage), merupakan banyaknya (volume) racun (bahan aktif, walaupun dalam praktek yang dimaksud adalah product formulation) yang diaplikasikan pada suatu satuan luas atau volume, misalnya : 1 liter / ha luasan. Dosis pestisida untuk suatu keperluan biasanya tetap, walaupun kensentrasi dapat berubah-ubah (Murty, 1986).. Dose adalah banyaknya racun (biasanya dinyatakan dalam berat, mg) yang diperlukan untuk masuk dalam tubuh organisme dan dapat mematikannya, misalnya lethal dose (LD) dinyatakan dalam mg/kg (mg bahan aktif per kg berat tubuh organisme sasaran). Sedangkan konsentrasi, adalah perbandingan (persentase, precentage) antara bahan aktif dengan bahan pengencer atau pelarut. EC (emulsible atau emulsifiable concentrates) adalah larutan pekat pestisida yang diberi emulsifier (bahan pengemulsi) untuk memudahkan pencampurannya sehingga terjadi suspensi dari butiran-butiran kecil minyak dalam air (emulsi). Bahan pengemulsi adalah sejenis detergen (sabun) yang menyebabkan penyebaran butir-butir kecil minyak secara menyeluruh dalam air pengencer. Penyemprotan merupakan cara yang paling umum, mencakup 75 % dari seluruh pemakaian insektisida, yang sebagian besar berasal dari formulasi Emulsible Concentrates 2.3. ANTIBIOTIK 2.3.1. Jenis dan Cara Penggunaan Antibiotik Antibiotik adalah zat kimia yang dihasilkan oleh suatu mikroorganisme yang dapat menghambat kerja mikroorganisme lain. Lebih dari 8000 bahan antibiotik telah diketahui, serta beberapa ratus antibiotik ditemukan setiap tahunnya (Madigan et al., 2003).

8 Perhatian utama lingkungan karena penggunaan antibiotic dalam akuakultur adalah karena dapat : ∗

Memungkinkan terjadinya resistensi antibiotik pada patogen manusia, seperti Vibrio spp.

∗

Meningkatkan kesulitan penanganan penyakit pada stok akuakultur akibat perkembangan strain patogen yang resisten

Tabel 1. Beberapa contoh antimikrobial yang umum digunakan dalam akuakultur. Dosis Indikasi Zat therapeutics Produk Route (mg/kg/10 hari) (bakteri) 1. Antibiotik Ampicilin Oral 50-80 ∗ β Lactams Gram (-) Amoxycilin Oral 50-80 Oral 50-80 ∗ Aminoglycosida Neomycin Gram (-) Kanamycin Bath 20 Oral 50-80 Tetracycline ∗ Tetracyclines Bath 20 Gram (-) Oxytetracycline Doxycycline Erythromycin Oral 50 Bakteri ginjal ∗ Macrolides Chloramphenicol Oral 50-80 ∗ Non-classifiable Gram (-) Bath 2.Antibakteri sintetis Gram (-) Sulphamethazine 200 ∗ Sulphonamide Sulphadimethoxine Oral Gram (-) Sulphaguanidine Trimethoprim + Oral 50 Gram (-) ∗ Potentiated Sulphadiazine 50-80 Gram (-) ∗ Sulfonamides 50 -80 Oral Furazolidone ∗ Nitrofurans 50-80 Furaltadone Gram (-) 10-50 Oral/ Nifurpirinol bath Oxolinic acid 12 ∗ Quinolones Oral Gram (-) flumequine Sumber : Midlen dan Redding (1998) Cara pemberian antibiotik dalam akuakultur dapat dilakukan secara oral, penyebaran secara massal, atau injeksi. Perlakuan dengan perendaman dengan melarutkan senyawa kimia yang mudah larut harus diberikan pada sistem akuakultur tertutup. Suplai air ke wadah perlakuan harus dihentikan selama perlakuan berlangsung. Pada aplikasi untuk jaring apung, maka harus diselubungi dengan platik kedap air sebelum perlakuan di laksanakan. Hal ini dapat mengurangi jumlah bahan kimia yang

9 digunakan dibandingkan dengan perlakuan pada sistem terbuka. Bahan kimia ini kemudian dapat dibuang ke perairan ketika sudah dianggap normal. Perlakuan dengan injeksi merupakan metode yang mahal, hal ini dapat dilakukan jika ikan yang dibudidayakan memiliki harga tinggi, sebagai contoh injeksi untuk vaksinasi ikan salmon untuk mengobati penyakit furunculosis, suatu infeksi bakteri karena serangan virus. Ini dapat dilakukan dengan tangan atau menggunakan mesin. Dampak lingkungan dari teknik ini dapat diabaikan karena paling aman dari sudut pandang lingkungan (Midlen dan Redding, 1998). 2.3.2. Cara Kerja Antibiotik Pada prinsipnya cara kerja antibiotik adalah dengan cara menghambat kerja enzim, membuat perubahan molekul protein dan asam nukleat, sehingga menghambat sintesis dan asam nukleat mikroorganisme patogen karena zat antibiotik dapat berupa peptidoglikan (materi penyusun membran sel) yang mirip sengan peptidoglikan bakteri patogen, hal menyebabkan bakteri patogen tersebut akan mengambil peptidoglikan antibiotik untuk menyusun dinding selnya, namun karena secara substansi fungsi biologisnya berbeda mengakibatkan dinding sel bakteri tersebut tidak berfungsi sehingga bakteri patogen tidak berkembang dan mati (Madigan et al, 1998).

10 III. MONITORING DAMPAK LINGKUNGAN DARI PENGGUNAAN BAHAN KIMIA DALAM AKUAKULTUR

3.1. Waktu Monitoring (Frekuensi dan Tren) Menurut Chapman (1992) bahwa kegiatan monitoring didevinisikan sebagai suatu kegiatan pengukuran, observasi, evaluasi dan pelaporan secara jangka panjang untuk menentukan status dan trend suatu bahan pencemar dalam perairan. Tabel 2. Monitoring trend dan optimisasi frekuensi : Lokasi Sampling Parameter Sungai kecil Sungai besar Danau/laut Air < 24 kali /tahun < 12 kali/tahun 1 kali/pertahun, atau setiap kali ada kejadian Partikel 1 kali/tahun 1 kali/tahun 1 kali/tahun Monitoring biologis

1 kali/tahun

1 kali/tahun 8-12 kali/tahun jika aliran air kecil

Sumber : Chapman (1992) 3.2. Metode Monitoring Polutan dalam Lingkungan Terkontrol Cara mengetahui toksisitas suatu zat pencemar harus dilakukan uji hayati, yaitu suatu uji dimana kadar dan cara kerja suatu bahan pencemar diperlihatkan dengan reaksi organisme terhadap bahan tersebut, dengan cara demikian dapat diketahui pengaruh bahan pencemar melalui tahap yang diinginkan, misalnya tingkat kematian atau hambatan pertumbuhan serta gejala lainnya (Sparaque dalam Wardoyo, 1977). Berbagai metode uji toksisitas sudah distandarisasi untuk monitoring dan kontrol polusi suatu zat pencemar dalam lingkungan terkontrol, biasanya ditentukan berdasarkan konsentrasi mematikan hewan uji 50 % pada waktu tertentu (contoh EC50-48 jam) untuk uji toksisitas akut sedangkan untuk uji toksisitas kronis dilakukan uji histopathologis (Chapman, 1992). Tabel 3. Metode utama untuk uji toksisitas dalam lingkungan akuatik (Chapman, 1992) Hewan uji Metode uji Tingkat tropik Organisme Metode khusus Metode tambahan Dekomposer Bakteri,fungi,p BOD, nitrifikasi Dekomposisi rotozoa selulosa,lignin,petroleum,bahan organik lainnya Produser Algae, Laju pertumbuhan, Fotosintesis dan laju respirasi,

11 primer

makrofita

Produser sekunder

Avertebrata, beberapa spesies ikan

kapasitas reproduksi, konsumsi oksigen, klorofil fluorescence SR, kapasitas reproduksi, kelangsungan progeni

konsentrasi klorofil, morfologi, dan pertumbuhan Laju pertumbuhan, feeding, dan laju respirasi, analisis biokimia (spt: hormon, haemoglobin, morfologi dan histologi

Skema Monitoring dan Evaluasi Cemaran Bahan Kimia (Sparringa, 2007)

3.3. Metode Deteksi Residu Bahan Kimia 3.3.1. Deteksi Residu Disinfektan a. Formalin (Giwangkara, 2007) Cara mengisolasi formalin dari makanan (daging ikan) dapat dilakukan dengan mengekstraknya menggunakan pelarut H2O pada suhu ruangan. Tidak diperbolehkan menggunakan H2O panas, karena akan menguapkan CO2 sehingga mengurangi kadar formaldehida. Analisis formalin bisa dilakukan dengan metode enzimatis secara fluorimetri, High Performance Liquid Chromatography (HPLC), gas chromatography (GC) dan spektrofotometri.

Dari

kesemuanya

yang

sering

digunakan,

yakni

metode

12 spektrofotometri (karena mudah dan murah) dengan mereaksikan formalin dengan alkanon kedalam media garam asetat sehingga terbentuk senyawa kompleks berwarna kuning dan diuji pada gelombang sepanjang 410 nm. Harus diyakinkan juga bahwa dalam sampel tidak mengandung Fe3+, karena akan menjadi interferer, dimana Fe3+ juga bekerja pada panjang gelombang 410 nm. Kalau interferensi ini susah dihindari coba lakukan scanning panjang gelombang dulu menggunakan formalin murni dan cari panjang gelombang alternatif selain 410 nm. Interferensi Fe3+ perlu dipertimbangkan, karena kemungkinan adanya residu Fe3+ dalam daging ikan. b. Senyawa Quaternary Ammonium (QAC) Menurut Van Bruijnsvoor, et al (2004), untuk menentukan residu QAC dapat menggunakan metode spectrometry yang digabungkan dengan liquid chromatography. Metode ini telah berhasil mengidentifikasi keberadaan alkylbenzyldimethyl-ammonium, didecyldimethyl

ammonium,

didodecyldimethyl

ammonium,

dan

benzyldodecyl-

hydroxyethyl ammonium. Prosedurnya adalah mengekstrak sample dengan mengeluarkan garam dari sample menggunakan acetonitrile dan sodium chloride. Perlu kehati-hatian dalam melakukan homogenasi sample untuk menghindari adanya kontaminasi dari peralatan laboratorium lainnya. c. Malachit Green (MG) (Anderson et al, 2005). Residu malachite green (MG) dan leucomalachite green (LMG) dapat ditentukan dengan metode liquid chromatography, mass spectrometry, dan fluorescents detector. Untuk liquid chromatography, caranya dengan mengekstrak jaringan ikan dengan buffer ammonium acetate dan acetonitrile, kemudian diisolasi dengan terpisah ke dalam methylene chloride. leucomalachite green secara kuantitatif teroksidasi menjadi chromic malachite green oleh reaksi dengan with 2,3-dichloro-5,6-dicyano-1,4-benzoquinone. Sample kemudian di bersihkan melalui fase ekstraksi solid dengan alum dan fase asam propylsulfonic.

Ekstraknya

dianalisis

untuk

malachite

green

dengan

liquid

chromatography dengan panjang gelombang 618 nm, menggunakan isocratic elution dan C18 column

13 The Canadian Food Inspection Agency (CFIA) telah menguji malachite green dan leucomalachite green untuk program mereka pada tahun 2003/04. Pada tahun 2005 sisa/residu malachite green atau metabolitnya (leucomalachite green) ditemukan pada budidaya salmon dan trout di Canada dan ikan import. Namun demikian, kebanyakan hasil samplingnya adalah negative, menunjukkan bahwa keberadaan malachite green tidak menyebar secara luas. Setiap insiden di mana residu malachite green ditemukan harus melalui investigasi menyeluruh untuk mencegah produk yang tidak terkonsumsi masuk ke dalam rantai makanan. 3.3.2 Deteksi Residu Organofosfat (Atmadjaya, Cahyono, dan Rudianto. 2004) Penentuan residu organofosfat (pestisida) dilakukan dengan cara kromatografi gas (KG) dilengkapi detektor fotometri nyala, kolom OV-17 pada suhu 220 oC, laju alir gas pembawa nitrogen 35 mL/menit, suhu injektor dan detektor 230 oC. Penentuan kadar residu dengan cara sebanyak 1-2 µL ekstrak disuntikkan pada KG, yang sebelumnya telah diatur pada kondisi optimum pengukuran kadar residu pestisida. Detektor yang digunakan fotometri nyala dengan filter fosfor, diatur pada penguatan 1000 x. Sebelum ekstrak sampel disuntikkan pada injektor KG, tekanan gas hidrogen pada generator harus stabil pada 1,5 bar, kolom harus dipanaskan pada suhu 220 oC. Selanjutnya penen-tuan kuantitatif dilakukan dengan membandingkan area kromatogram antara laru-tan baku dan sampel dengan persamaan : R = (Au/Ab) × [(Cb • Vb)Vu] × (Ve/Wu) Dengan R = kadar residu pastisida (mg/kg), Au = area kromatogram sampel, Ab = area kromatogram standar/baku, Cb = konsentrasi standar (bpj),Vb = volume larutan standar yang disuntikan (µL),Vu = volume larutan sampel yang disuntikkan (µL), Ve = volume ekstrak sampel (mL) dan Wu = berat sampel (g) [1, 5]. 3.3.3. Deteksi Residu Antibiotik (Madigan et al, 2003) Untuk mendeteksi residu antibiotik paling kurang ada 4 teknik yang telah digunakan, yakni : 1. Screening antimikrobial dengan microbiological assay 2. Enzime immuno assay 3. Chromatographyc technique, terdiri atas dua, yaitu:

14 a. Liquid chromatography dengan menggunakan UV Absorbance, Diode Array, Fluorescence, Electrochemical. b. Gas chromatography, dengan menggunakan Electron capture, NPD, Flame ionisation, dan flame photometric. 4. Mass spectrometry, dengan menggunakan GC-MS, LC-MS/MS, electrospay, dan thermospray.

3.4. Baku Mutu Bahan Kimia Yang Digunakan Dalam Akuakultur Tabe 4. Toksisitas Akut dan Maximum Allowable Toxican Concentrates (MATC) Senyawa Toksisitas Akut MATC Pustaka Disinfektan 0.45 mg/l Chen dan Lin, 2001 LC50-96 = 0.6-1 mg/l ∗ CuSO4 150 ppm 1.75 mg/l Rasowo, et al 2007 ∗ KMNO4 1 ppb Rasowo, et al 2007 ∗ Malachite Green > 4000 mg/l 250 mg/l Rasowo, et al 2007 ∗ Formalin 10 mg/l 1 mg/l GESAMP, 1997 ∗ Quaternary Ammonia 1000 mg/l Rasowo, et al 2007 ∗ NaCl 0.1 mg/l Effendie, 2003 Organofosfat Babaei et al, 2007 LD50 = 0.1-0.28 mg/l ∗ Malathion LC50 = 2.6-23.4 mg/l ∗ Diazinon LD50 = 0.11-2 mg/l ∗ Fozalen LD50 = 0.02-0.12 mg/l ∗ Azinofus metil 0.125 mg/l 0.025 mg/l Varo’ et al, 2007 ∗ Dichlorvos LD50 = 1.7-4.1 mg/l ∗ Fenintorn 0.25 mg/l (T<27 0C) GESAMP, 1997 ∗ Trichlorfon dan 0.50 mg/l (T>27 0C) Antibiotik ∗ Ampicilin ∗ Amoxycilin ∗ Neomycin ∗ Kanamycin ∗ Tetracycline 1.51 µg/ml Haug and Hals, 2000 ∗ Oxytetracyclin ∗ Doxycycline ∗ Erythromycin 16 µg/ml Barnes et al,1995 ∗ Chloramphenicol

15 Tabel 5. Acceptable Daily Intake (ADI) ADI No. Jenis Pestisida (mg/kg berat badan) 1 Carbaril 0.008 2 Chorpyrifos 0.01 3 Diazinon 0.002 4 Dimethoate 0.002 5 Endosulfan 0.006 6 Fenitrothion 0.005 7 Fenthion 0.007 8 Lindane 0.005 9 Methidathion 0.001 10 Mevinphos 0.0008 11 Parathion-Methyl 0.003 12 Phosalone 0.02 Sumber : Sparringa, 2007

16 IV. EVALUASI DAMPAK LINGKUNGAN DARI PENGGUNAAN BAHAN KIMIA DALAM KEGIATAN AKUAKULTUR

Tidak semua bahan kimia therapeutik ini memiliki tingkat daya racun atau dampak terhadap lingkungan yang sama, tergantung pada sifat volatilitasnya dan persistensinya. Yang berbahaya adalah persistensinya yang lama di dalam tanah sehingga menimbulkan residu yang dapat membahayakan organisme bukan sasaran, lingkungan, bahkan manusia. kalau bahan kimia yang mudah terdegradasi sebenarnya tidak terlalu berbahaya (meskipun semua bahan kimia tetap beresiko menimbulkan masalah). Misalnya pestisida alami (nabati) lebih aman karena mudah terdegradasi dan bahan bakunya dari alam (tumbuhan) sehingga residunya sangat kecil. Bahan-bahan kimia yang digunakan untuk mengobati atau mencegah serangan penyakit dan parasit biasanya sangat sulit untuk menentukan antara konsentrasi yang efektif dan konsentrasi yang dapat membunuh ikan, bahkan ada bahan kimia yang tidak langsung memberikan efek mematikan, tetapi bisa menyebabkan efek kronis sehingga akan menghambat pertumbuhan, persistensinya lama, terresidu dan termagnifikasi dalam rantai makanan, serta menimbulkan resistensi pada mikroba patogen.

Selain itu,

penggunaan zat-zat kimia yang tidak terkontrol dan tidak sesuai dengan kaidah-kaidah pemakaiannya, bisa berdampak pada keseimbangan lingkungan akuatik, merusak habitat, mengubah atau menurunkan keanekaragaman ekosistem, bahkan

mempengaruhi

kesehatan manusia (Ellis,1991 dalam Aitcheson, et al., 2001). Mekanisme cemaran secara umum di dasarkan pada sifat racun suatu bahan kimia yang dapat digolongkan menjadi dua menurut Murty (1986), yakni: 1. Racun sistemik, artinya dapat diserap melalui sistem organisme misalnya melalui akar atau daun kemudian diserap ke dalam jaringan tanaman yang akan bersentuhan atau dimakan oleh hama sehingga mengakibatkan peracunan bagi hama. 2. Racun kontak, langsung dapat menyerap melalui kulit pada saat pemberian insektisida, sisa insektisida (residu) terjadi beberapa waktu setelah penyemprotan. Selain itu, menurut Midlen dan Redding (1998) cemaran bahan kimia yang digunakan dalam akuakultur biasanya terjadi akibat dari cara pemakaian bahan kimia itu sendiri, yaitu : jika diberikan secara oral dan injeksi ada kemungkinan bahan tersebut

17 berikatan dengan ion Ca2+ dan Mg2+ (contoh Oxytetracycline) sehingga keluar dari tubuh melalui osmoregulasi, dan jika diberikan dengan cara perendaman atau immersion (dioleskan) kemungkinan besar bisa larut ke dalam air (leaching). 4.1. DISINFEKTAN 4.1.1. Copper Sulfat (CuSO4) Unsur copper (Cu), merupakan logam berat yang dapat terakumulasi dan terikat kuat dalam jaringan, unsur ini dapat mereduksi lipoprotein plasma sel, sehingga dipastikan akan dapat mengganggu fungsi sel dan organ secara luas, terutama jaringan hati. Demikian pula dengan asam sulfat yang menjadi oksidator dari senyawa CuSO4. 5H2O memiliki sifat iritasi yang kuat terutama terhadap kulit dan jaringan insang. Meskipun suatu senyawa kimia memiliki sifat kelarutan yang tinggi, namun akumulasinya tidak mudah terjadi, kecuali logam berat, seperti senyawa copper ini meskipun mudah larut dalam air, namun tidak larut dalam alkohol dan lemak, dengan demikian diffusi senyawa copper melalui kulit dan system pernafasan ikan (insang), maupun yang masuk secara oral akan tersimpan dalam ”lemak cadangan” dan terikat erat sehingga terakumulasi di hati (liver). Penyimpanan dalam lemak cadangan dapat menghilangkan daya racun dari copper, namun jika terjadi proses katabolisme, dimana lemak tersebut digunakan untuk menyediakan energi maka materi yang tersimpan dalam lemak tersebut akan bergerak kembali dalam organisme dan beroksidasi dengan sel-sel sehingga berpotensi sebagai racun kembali (Walker, 1990). Masuknya suatu bahan kimia (uptake) ke dalam sel-sel organisme hidup terjadi melalui diffusi, dimana kekuatan atau tekanan terjadinya diffusi ini disebut “potensi kimia” (the chemical potential) yang berperan dalam memindahkan bahan kimia ke dalam jaringan organisme, proses ini disebut bioakumulasi. Bahan kimia akan terikat pada gugus protein atau dalam lemak, jika penyerapan berjalan lambat atau tidak berlanjut, atau bahan kimia tersebut tidak terikat dalam sel, maka organisme yang bersangkutan dapat menyingkirkan bahan kimia tersebut dari dalam tubuhnya. Pada percobaan dengan metode uji toksisitas statis menunjukkan bahwa toksisitas letal CuSO4.5H2O terhadap ikan mas adalah 0.7629 mg/l (LC50-96 jam), di mana copper sulfat dapat menyebabkan mortalitas hewan uji sebesar 50 % selama 96 jam (lethal

18 median concentrate). Hal ini sesuai dengan pendapat Sorensen (1991) yang menyatakan bahwa konsentrasi copper berkisar antara 0.6 – 2.4 mg/l dapat mengakibatkan mortalitas ikan untuk LC50-96 jam (Sumoharjo 2007), Sedangkan pada pengujian terhadap juvenil udang, semua udang dapat bertahan hidup selama 75 hari pada kontrol dan pada perlakuan 0.45 mg/l, namun pada konsentrasi 4.50 mg/l semua udang mati selama 45 hari pemaparan, sedangkan pada konsentrasi 0.90 mg/l dan 1.80 mg/l, berturut-turut menyebabkan kematian udang sebesar 22 % dab 50 % selama 75 hari pemaparan demikian pula dengan pertumbuhan udang, mengalami penurunan seiring dengan peningkatan konsentrasi coper. Efek fisiologis dari toksisitas copper terhadap ikan menyebabkan kerusakan secara struktural pada lamelar insang dengan pembengkakan pada jaringan epitel sehingga menggangu keseimbangan regulasi ion dan respirasi. Kerusakan insang juga terjadi pada juvenil udang yang terekspose 15.9 mg/l copper (Chen dan Lin, 2001), Tabel 6. Data regresi linear pengaruh 2001): Time elapsed (days) A Weight gain 0.082 15 0.188 30 0.372 45 0.597 60 0.900 75 Length increase 15 30 45 60 75

0.560 1.040 1.585 2.119 2.620

copper terhadap pertumbuhan (Chen dan Lin, B

R2

EC50 (mg/l)

-0.013 -0.036 -0.104 -0.195 -0.319

0.965* 0.974* 0.932* 0.940* 0.951*

3.367 2.822 1.893 1.635 1.508

-0.089 -0.172 -0.375 -0.624 -0.821

0.952* 0.994* 0.979* 0.979* 0.960*

3.339 3.049 2.174 1.760 1.677

19 Gambar 1. Potongan membujur jaringan insang yang terpapar copper sulfat dengan 4 tingkat konsentrasi perlakuan (Sumoharjo, 2007)

Perlakuan 0.25 ppm : 1. edema sel pilar 2. epithelial lifting

Perlakuan 0.62 ppm : 1 & 3. hiperthropy 2. nekrosis dan microprojection sel epitel 4. hiperplasia sel mukus

Perlakuan 1.56 ppm: 1. hyperplasia sel Perlakuan 3.94 ppm: Hyperplasia mukus 2. lacuna (lumen kapilar), 3. menyeluruh dan degenerasi lamella piknotik 4.1.2. Malachite Green dan Formalin Menurut Jung, et al (2001) Formalin dapat bereaksi dengan sel protein dan asam nukleat sehingga dapat menyebabkan iritasi yang kuat pada insang, merusak struktur dan fungsinya dan tidak harus digunakan pada ikan yang insangnya atau kulitnya terdapat luka. Pada air laut yang mengandung formaldehyde 25 – 200 mg/l mencapai batas konsentrasi yang terdeteksi 0.05 µg/l selama 8 – 19 hari, tetapi degradasi residu formalin ini dapat dicapai dengan aerasi tinggi selama 6 – 10 hari. Malachite green dapat meracuni fungsi respirasi, merusak kemampuan sel untuk memproduksi energi guna menjalankan proses metabolisme, dan menjadi lebih toksik

20 pada pH rendah dan juga pada suhu tinggi, bahkan dicurigai memiliki sifat karsonogenik, mutagenik, dan teratogenik (Srivastava, et al., 2004). Kedua senyawa kimia ini mempengaruhi berbagai parameter biologi dan kimia air, dapat membatasi degradasi partikulat organic seperti limbah, detritus dan algae. Formalin lebih toksik pada air yang kurang sadah, air yang asam, dan juga menghilangkan oksigen dari air, jadi aerasi harus dilakukan. Setiap 5 mg formalin dapat menghilangkan 1 mg oksigen dari air. Di dalam menggunakan malachite green dan formalin, harus memakai sarung tangan dan masker, jangan sampai tertelan atau terhirup, karena kedua senyawa ini sangat berbahaya, karena dapat meracuni sistem pernafasan dan berpotensi menimbulkan kanker (carcinogenic) contohnya, Proliferative Kidney Disease (PKD) (Fishdoc, 2004). Ikan yang diperlakukan dengan malachite green akan mengekskresi malachite green dengan cepat, tetapi akan menyimpan metabolitnya berupa basa leuco, leucomalachite green (LMG), dalam jaringan ototnya selama berbulan-bulan. Pada ikan trout dan catfish, 80 % atau lebih malachite green di konversi menjadi LMG. Transformasi malachite green menghasilkan leucomalachite yang dapat tertinggal di dalam jaringan ikan secara jangka panjang. Waktu paruh LMG yang tertahan dalam otot trout dapat terjadi selama 40 hari. Maka dari itu, kelihatannya mayoritas residu violatifnya yang ada dalam ikan akan membentuk LMG (CFIA, 2005). 4.1.3. Kalium Permanganat (KMNO4) Menurut Arthur, et al., (1996) mekanisme pengaruh KMNO4 terhadap organisme dengan cara mengoksidasi bahan organik terlarut, mereduksi BOD dan memperbaiki kualitas air. KMNO4 bukanlah obat sebenarnya, melainkan alkali biasa yang pada dosis tinggi dapat menyebabkan kerusakan pada jaringan kulit dan insang, karena merupakan bahan kimia yang sangat reaktif terhadap bahan organik. Di mana, selama reaksi ion manganate, MnO4- menghilangkan dua atom oksigen dan mengurangi kelarutan manganese dioxide (MnO2). Atom oksigen yang hilang tersebut secara agresif bereaksi dengan molekul organik, meningkatkan sifat dan struktur kimiawinya. Sifat reaktif ini yang dapat membunuh bakteri dan parasit seperti Costia, Trichodina, dan flukes.

21 Meskipun KMNO4 sangat sukses untuk perlakuan penyakit, namun sifat reaktifnya dengan bahan organik dapat menyulitkannya dan berpotensi membahayakan.

Di

lingkungan perairan, senyawa ini akan bereaksi dengan bahan organik lain seperti; algae, detritus, atau senyawa organik terlarut. Kemudian reaksi oksidasi akan terjadi dengan bahan organic ini dari pada dengan parasit atau bakteri target. Untuk alasan ini KMNO4 tidak efektif diberikan dengan penyemprotan di kolam ikan atau green water. Beberapa hal yang harus diperhatikan dalam penggunaan potassium permanganat ini (GESAMP, 1997), yaitu : ∗

Sistem biofilter harus diisolasi dahulu sebelum perlakuan, karena berdampak pada matinya mikroflora bakteri.

∗

Pengulangan perlakuan dapat berdampak pada kerusakan insang secara kumulatif.

∗

Lebih baik digunakan pada air kolam yang reltif bersih dari bahan organik.

∗

Lebih toksik pada pH tinggi, pada kondisi alkaline (basa) akan terjadi pengendapan manganese dioxide (MnO2) dan bisa menumpuk di insang, sehingga menghalangi proses respirasi insang, bahkan mengoksidasi insang sehingga merusak jaringan insang.

∗

Tidak diperbolehkan dicampur dengan formalin, karena dapat menghasilkan gas beracun formaldehyde.

∗

Potassium permanganate dapat dinetralkan dengan penambahan hydrogen peroxide. Level yang direkomendasikan adalah 3 % H2O2/liter air yang dicampurkan ke dalam 10 liter air kolam akan mendeaktifkan 20.000 liter air kolam yang mengandung KMNO4

∗

Efektif untuk membasmi ektoparasit yang lebih kecil seperti, Costia, Trichodina and Chilodonella. Tetapi tidak efektif membasmi parasit yang lebih besar seperti Gyrodactylus (skin flukes) dan Dactylogyrus (gill flukes), namun tergantung dosisnya. Pada dosis residual di bawah 1.5 mg/l perlakuan untuk membasmi flukes nampaknya tidak efektif. Perendaman dengan dosis tinggi dalam waktu singkat lebih berhasil.

∗

Sangat berguna untuk membantu penyebuhan borok karena bakteri, karena bekerja ganda dengan mereduksi keberadaan parasit dan sekaligus mereduksi bahan organic dan level bakteri.

22 ∗

Harus menggunakan sarung tangan karena KMNO4 sangat cepat bereaksi dengan kulit yang akan meninggalkan bekas berwarna hitam. 4.1.4. Quaternary ammonia compounds (QACs) QAC adalah senyawa yang lebih toksik pada suhu tinggi dan pada air yang kurang

sadah (soft water), pada kondisi ini dosis yang direkomendasikan harus dibagi dua. Perlu kehati-hatian dalam menghitung dosisnya dan lebih baik mengerti aturan pakainya. Dosis yang lebih rendah dalam waktu yang lama lebih baik dari pada menggunakan dosis tinggi dalam sekali perlakuan. QAC tidak direkomendasikan untuk perlakuan di kolam dan harus dilakukan pada bak perlakuan khusus. Perlakuan yang diberikan bisa berdampak negatif, jika ikan menjadi stress karena perlakuan yang lama pada bak berukuran kecil (GESAMP, 1997). 4.2. ORGANOFOSFAT Menurut Tarumingkeng (1977), dinamika pestisida dalam ekosistem lingkungan dikenal istilah residu. istilah residu tidak sinonim dengan arti deposit. Deposit ialah bahan kimia pestisida yang terdapat pada suatu permukaan pada saat segera setelah penyemprotan atau aplikasi pestisida, sedangkan residu ialah bahan kimia pestisida yang terdapat di atas atau di dalam suatu benda dengan implikasi penuaan (aging), perubahan (alteration) atau kedua-duanya. Residu dapat hilang atau terurai dan proses ini kadangkadang berlangsung dengan derajat yang konstan. Faktor-faktor yang mempengaruhi ialah penguapan, pencucian, pelapukan (weathering), degradasi enzimatik dan translokasi. Dalam jumlah yang sedikit (skala ppm), pestisida dalam tanaman hilang sama sekali karena proses pertumbuhan tanaman itu sendiri. Dichlorvos merupakan salah satu pestisida organofosfat neurotoksik yang biasa digunakan dalam kegiatan marikultur. Perlakuan yang dilakukan biasanya dengan cara perendaman untuk membasmi ektoparasit, mekanisme kerjanya dengan cara menghambat aksi Acetylcholinesterase (AChE) pada sel syaraf. 4.2.1. Dampak Pestisida Terhadap Lingkungan Nilai toksisitas akut untuk berbagai insektisida yang umum digunakan berkisar 5 – 100 µg/l, dan pada konsentrasi rendah bisa menjadi racun jika ikan terpapar pada waktu

23 yang lama. Walupun jika pada ikan dewasa tidak mati ketika terpapar, tetapi karena persistensinya yang lama di lingkungan akan berpengaruh sublethal pada organisme yang terkontaminasi sehingga akan menghambat pertumbuhan. Di sisi lain, pengaruhnya akan menyebabkan berkurangnya kelimpahan mikroflora dan mikrofauna yang menjadi sumber makanan organinisme perairan, dan bahkan dapat membunuh telur dan larva ikan. Palpp (1976) mengemukakan bahwa pengaruh samping dari pada penggunaan pestisida terhadap hewan inveterbrata dapat berupa timbulnya pembentukan kekebalan (resistensi) ataupun resurgensi. Pembentukan kekebalan terjadi melalui beberapa mekanisme seperti perubahan asetilkolinestrase, menurunnya penyerapan, kekebalan terhadap pengatur pertumbuhan (growth regulator), kekebalan terhadap piretroid, kekebalan metabolisme terhadap organofosfat dan karbamat serta kekebalan terhadap senyawa pestisida berklor. Szeics et al. (1973) menemukan bahwa penyerapan insektisida oleh kulit krustasea bertambah sesuai dengan polaritasnya. Hal ini diamati pada percobaan terhadap Heliothis virescens, akan tetapi penurunan penyerapan dapat terjadi dan merupakan mekanisnme kekebalan. Walaupun mekanisme tersebut di atas belum dapat dijelaskan secara rinci, akan tetapi pengamatan pada larva Heliothis zea yang lebih tua nampak lebih kebal dari yang muda (Gast, 1961). Sumber pencemaran perairan oleh pestisida ialah adanya aliran air dari daerah pertanian terutama selama musim hujan dan juga dari aktifitas akuakultur dalam rangka pemberantasan hama dan predator. Pada kadar yang tinggi pestisida dapat membunuh jasad yang hidup di dalam air. Pestisida-pestisida yang persistensinya tinggi seperti golongan organoklorin meskipun dengan kosentrasi rendah dapat masuk dalam rantai makanan dan mengalamai proses peningkatan kadar (biological magnification) sampai pada derajat yang mematikan (Coutney et.al.,1973). Terhadap kehidupan fitoplankton, perlakuan paraquat pada dosis 1,0 ppm selama 4 jam dapat menurunkan produktivitas 53%, perlakuan diquat dengan dosis yang sama selang waktu 48 jam menurunkan produktivitas 45 %, sedangkan diuran dengan dosis 1,0 ppm dalam 4 jam menurunkan produktivitas sampai 87 % (Pimentel, 1974). Daya meracun berbagai pestisida khususnya herbisida terhadap kehidupan ikan telah banyak diteliti. Misalnya kemampuan meracuni kehidupan ikan, jenis insektisida

24 nampak lebih kuat dibanding herbisida. Akan tetapi karena pemakaian herbisida sebagai pengendali gulma intensitas pemakaiannya lebih tinggi, maka dampak kerusakannya lebih nampak. Nilai toksisitas akut herbisida terhadap ikan umumnya jauh lebih tinggi dari pada konsentrasi yang dibutuhkan untuk mengendalikan gulma. Sebagai contoh, herbisida paraquat pada kadar aplikasi 1,14 ppm dapat mematikan ikan lele, dan ikan salmon 3 hari setelah aplikasi (Duursma and Marchand, 1974). Secara umum, proses peracunan senyawa pestisida dapat diamati berdasarkan golongan pestisida yang dipakai di lapangan. Pada senyawa fosfat organik, gejala yang timbul dapat berupa sakit kepala, pusing, lemah, pupil mengecil, gangguan penglihatan, sesak nafas, mual, muntal, kejang pada perut, diare, sesak dada dan detak jantung menurun. Senyawa ini menghambat aktivitas enzim kolonestrasi dalam tubuh penderita. Pada karbamat, gejala keracunannya hampir tak terlihat jelas, proses kerjanya juga menghambat enzim kolinestrase dalam tubuh, tetapi reaksinya reversible dan lebih banyak bekerja pada jaringan bukan dalam plasma darah. Kategori senyawa tersebut adalah aldikarb, carbofuran, metomil, propoksur dan karbaril untuk organofosfat, misalnya dichlorvos dapat terabsorbsi melalui permukaan isang dan tubuh. Walaupun tidak terjadi bioakumulasi dalam tubuh ikan namun toksisitasnya berada pada skala menengah sampai tinggi yang dapat mengakibatkan kematian dan efek sublethal(Anonim, 1984).

Aktifitas ChE pada juvenile ikan gilthead sea bream yang terpapar dichlorvos pada konsentrasi berbeda; O’ = Kontrol ethanol Sumber : Varo’, et al.( 2007)

25

Menurut Varo’, et al.( 2007) semua senyawa OF (organofosfat, organophospates) dan KB (karbamat, carbamates) bersifat perintang ChE (enzim choline esterase), enzim yang berperan dalam penerusan rangsangan syaraf. Peracunan dapat terjadi karena gangguan dalam fungsi susunan syaraf yang akan menyebabkan kematian atau dapat pulih kembali. Umur residu dari OF dan KB ini tidak berlangsung lama sehingga peracunan kronis terhadap lingkungan cenderung tidak terjadi karena faktor-faktor lingkungan mudah menguraikan senyawa-senyawa OF dan KB menjadi komponen yang tidak beracun. Walaupun demikian senyawa ini merupakan racun akut sehingga dalam penggunaannya faktor-faktor keamanan sangat perlu diperhatikan. Karena bahaya yang ditimbulkannya dalam lingkungan hidup tidak berlangsung lama, sebagian besar insektisida dan sebagian fungisida yang digunakan saat ini adalah dari golongan OF dan KB. Namun demikian, tetap ada persistensi toksisitas kronis dari keracunan akut atau ekspos pada level rendah dalam jangka panjang sangat luas. Fenomena OPIDP (organophosphate induced delayed polyneuropathy), yang mana menyebabkan degenerasi jaringan syaraf pheripheral, yang terjadi beberapa minggu setelah terekspos beberapa organofosfat. Varo’ et al. (2007) selanjutnya menyatakan bahwa mekanisme aksi dari pestisida organofosfat adalah menghambat acetylcholinesterase (AChE), yang merupakan salah satu

dari

enzyme

cholinesterase

yang

bertanggung

jawab

dalam

degradasi

neurotransmitter acetylcholine dalam cholinergic synapsis pada vertebrata maupun avertebrata. Penghambatan aksi enzim ini dapat menyebabkan akumulasi achetylcholine dalam synapsis yang akan terus menerus merangsang membrane post-synapsis, gejala yang tampak adalah perubahan pola renang yang melonjak-lonjak, dan ikan mengalami kejang-kejang, proses ini dapat mengakibatkan kematian. Pestisida organophosphate juga menghambat

pseudocholinesterase

seperti

butyrlcholinesterase

(BChE)

dan

propionlycholinesterase (PrChE) yang berhubungan dengan enzim hydrolisa beberapa xenobiotics dan saling mengikat satu sama lain dengan organofosfat.

26

Tingkat lipid peroksida dalam kepala ikan gilthead sea bream yang terpapar dichlorvos pada konsentrasi berbeda Sumber : Varo’, et al.( 2007)

Dari hasil penelitian Varo’, et al.( 2007), dichlorvos secara signifikan menghambat aktivitas ChE dengan perendaman selama 24 jam, pada konsentrasi 0.05 mg/l (41 %) dan 0.1 mg/L (52 %). Selanjutnya, dampak dari penghambatan ChE ini adalah terjadinya peningkatan lemak di otak (brain lipid peroxidation), hal ini dapat menghambat aliran darah yang menuju ke otak. Selain itu, lipid peroxidasi ini dapat terjadi pada membrane plasma sel yang akan merangsang formasi radikal bebas penyebab munculnya sel kanker. Bahkan ikan yang terekspos dichlorvos 0.05 mg/L dan 0.1 mg/L mengakibatkan penurunan rasio RNA/DNA yang menjadi indicator toksisitas kronis suatu zat. Beberapa jenis lain dari organofosfat seperti malathion pada konsentrasi 0.1 – 0.82 mg/l sedangkan Diazinon pada konsentrasi 2.6 – 23.4 mg/l dapat menyebabkan kematian ikan (LD50). Table 7. Dua faktor yang dapat menyebabkan fiksasi dan menurunkan daya toksin organophosphate di perairan adalah : 1. Pada suhu rendah dapat menghambat laju reaksi hydrolysis yang menyebabkan rendahnya aktifitas mikroba. Suhu 2. Pada suhu tinggi akan meningkatkan reaksi hydrolisa sehingga meningkatkan aktifitas mikroba 1. Variabel alkali pH pH 2. Stable acidic pH Sumber : Babaei, et al (2007)

27 Laju degradasi organofosfat tergantung pada berbagai faktor seperti; cahaya, suhu tinggi, aerasi, dan pH tinggi, semua ini akan mempercepat waktu degradasi. Pada suhu rendah dan pH sedang, waktu paruhnya bisa beberapa hari, ini berarti bahwa organofosfat aktif lebih lama. Pada kondisi alkalin dan suhu tinggi waktu paruhnya bisa kurang dari sehari (Babaei, et al., 2007). 4.3. ANTIBIOTIK Pemberian antibiotik secara oral nampaknya merupakan cara yang ideal untuk pemberian senyawa therapeutik ini, namun demikian terdapat kesulitan, khususnya pada udang, karena cara makan udang yang yang lambat, dimana makanan hanya digerogoti perlahan-lahan menyebabkan senyawa therapeutik yang dimasukkan ke dalam makanannya sebagian besar terbuang karena terlarut dalam air sehingga mencemari lingkungan. Selain itu, obat yang sudah termakan tidak dapat dijamin dapat diserap oleh tubuh, contohnya Oxytetracycline akan terikat dengan ion Ca2+ dan Mg2+ sehingga keluar lagi dari tubuh ikan pada saat proses osmoregulasi, lalu terbuang ke lingkungan masih dalam keadaan aktif. Faktor lainnya adalah ikan dan udang biasanya akan kehilangan selera makan pada saat stress, sehingga semua obat yang diberikan tidak akan termakan dan terbuang percuma sebagai limbah yang berimplikasi pada peningkatan jumlah bahan kimia di alam (Midlen and Redding, 1998). 4.3.1. Resistensi Antibiotik Midlen dan Redding (1998) menyatakan bahwa secara alamiah, mikroorganisme mengembangkan resistensi untuk adaptasi dan toleransi terhadap keadaan lingkungan yang baru, resistensi terjadi dengan cara transformasi, transduksi, dan konjugasi. Perkembangan resistensi antibiotik yang digunakan dalam akuakultur menjadi perhatian

utama,

di

beberapa

negara

cenderung

bersikap

konservatif

dalam

pendekatannya, mereka lebih menyukai penggunaan bahan kimia yang telah mereka ketahui cara kerjanya daripada menggantinya dengan sesuatu yang baru, bahkan penggunaan antibiotik tidak dalam pengawasan legislatif. Di Inggris, sebagaimana juga pada banyak negara penggunaan antibiotik harus atas izin yang dikeluarkan oleh pemerintah dan sangat ketat dalam pemakaiannya (Richards, 1992; Hankin, 1992). Karena bakteri dengan cepat berkembang menjadi resisten terhadap senyawa antibiotik,

28 maka penggunaan antiobiotik secara berkala untuk perlakuan atas infeksi bakteri adalah alat yang penting untuk efektifitasnya. Dampak lingkungan karena resistensi bakteri patogen adalah dua kali lipat. Pertama, infeksi menjadi sulit untuk ditangani, sehingga membahayakan kelangsungan usaha akuakultur. Kedua, dapat berdampak pada kehidupan manusia, karena ada kemungkinan air buangan dari kegiatan akuakultur yang mengandung residu antibiotik digunakan untuk keperluan rumah tangga, demikian pula sebaliknya. Dengan demikian, patogen pada manusia akan terpapar juga oleh antibiotik yang digunakan dalam akuakultur yang mana biasa juga digunakan sebagai obat untuk manusia, misalnya chloramphenicol. Hal ini, memungkinkan terjadinya resisten pada beberapa obat-obatan penting yang digunakan untuk mengobati manusia (Midlen dan Redding, Penggunaan antibiotik sebagai pencegahan, misalnya dengan penggunaan secara bertahap sebagai anti terhadap respon infeksi

untuk mencegah meluasnya infeksi.

Kontributor utama untuk perkembangan resistensi adalah bakteri, karena pencegahan dengan antibiotik banyak digunakan untuk melawan infeksi bakteri Vibrio spp yang bisa menyebabkan perkembangan strain resisten. Penggunaan bahan untuk pencegahan pada perlakuan atas parasit eksternal tidak menimbulkan perkembangan resistensi yang sama. Pada kasus ini, lebih menekankan pada kelebihan bahan kimia yang terbuang ke dalam lingkungan akuatik yang dapat menyebabkan keracunan bagi komunitas alami. 4.3.2. Persistensi Residu Antibiotik Di Lingkungan Memulihkan alam dari ancaman pengaruh penggunaan bahan kimia oleh kegiatan akuakultur terhadap lingkungan alam merupakan tugas yang sulit, untuk itu dilakukan studi laboratorium untuk mendapatkan gambaran tentang apa yang terjadi di alam. Pada konteks ini, investigasi dilakukan untuk melihat pengaruh antibiotik yang umum digunakan untuk menangani ikan budidaya terhadap komunitas mikrobial dari sedimen organik yang berasal dari dasar laut di bawah karamba jaring apung (Samuelsen, 1992), tujuannya adalah untuk menguji persistensi antibiotik di lingkungan, penaruh keberadaan sedimen terhadap populasi mikroba, dan bahaya resistensi terhadap aktifitas antibiotik dalam populasi mikroba yang ada di sedimen.

29 Metode waktu paruh (half-life) dilakukan untuk membuat perhitungan persistensi residu antibiotik di alam. Waktu paruh adalah suatu pengukuran tentang lama waktu yang dibutuhkan untuk degradasi setengah senyawa atau yang hilang. Harus diingat bahwa pada pengukuran waktu paruh, dosis senyawa masih ada dalam sedimen, dan juga laju hilangnya dari sedimen bisa tidak linear, hal ini memerlukan waktu yang lebih lama selama setengah detik dosis untuk menghilang. Tabel 8. Hasi uji waktu paruh dari tiga antibiotik; oxytetracyclin, oxilonic acid, dan furazolidone dalam sedimen dari tiga karamba ikan salmon. Senyawa Cage 1 Cage 2 Cage 3 Hasil uji Furazolidone

-

-

-

18 jam

Oxilonic acid

-

-

-

48 hari

Oxytetracyclin

125 hari

142 hari

89 hari

55 hari

Sumber : Midlen and Redding (1998) Oxytetracyclin dan oxilonic acid tidak dapat dimetabolisme oleh bakteri, senyawa ini hilang dari sedimen melalui difusi secara bertahap ke lapisan air karena kedua senyawa ini dapat larut dalam air. Asumsi ini membantu menjelaskan keberadaan anomali pengukuran yang diperoleh pada bidang survey. Di sini waktu paruh Oxytetracyclin bervariasi pada karamba berbeda. Penandaan atas perbedaan antara ketiga karamba dapat dijelaskan bahwa ketika oxytetracyclin diberikan secara oral , ikan dihilangkan dari karamba 3, maka akumulasi sedimen dapat dihindari. Sedangkan pada karamba lain, sedimen terus dikumpulkan, meliputi deposit awal, dan kemungkinan terjadi pengurangan karena difusi ke dalam air. 4.3.3. Pengaruh Antibiotik Terhadap Komunitas Mikroba Percobaan pada skala laboratorium mengenai pengaruh keberadaan antibiotik dalam media akuakultur terhadap komunitas mikroba telah di investigasi oleh KupkaHansen et al (1992). Dua hari setelah perlakuan dengan oxolinic acid dan flumequine, jumlah sedimen yang terukur dari sampel menurun sekitar 1/3. dari poin ini secara bertahap diketahui, namun tidak dapat mencapai tingkat 80 hari pada pra-perlakuan setelah pemberian antibiotik. Mungkin tidak sama dengan apa yang terjadi di alam, karena laju reduksi sulfat sebagai indikator mineralisasi sedimen organik secara

30 signifikan dipengaruhi oleh perlakuan, dan memerlukan waktu lebih dari satu bulan untuk recovery tingkat pra-perlakuan. Tabel 9. Jumlah total bakteri dalam semua sedimen setelah pemberian antibiotik Perlakuan Hari ke-2 Hari ke-7 Hari ke-24 Hari ke-80 10 10 10 Kontrol (3.0 x 10 ) (3.3 x 10 ) (4.3 x 10 ) (3.2 x 1010) Kontrol 100 100 100 100 Oxolinic acid 63 65 77 84 flumequine 67 71 93 84 Sumber : Midlen and Redding (1998) Recovery

populasi

bakteri

dilakukan

karena

sebagian

dari

bakteri

itu

mengembangkan resistensi terhadap aktifitas biologis antibiotik. Bakteri mampu mencapai fase ini dengan cepat, sifat-sifat ini sangat berpengaruh terhadap lingkungan, kesehatan publik dan akuakultur. Tabel 10. Laju reduksi sulfat (MnSO4/m2/hari) setelah pemberian antibiotik Perlakuan Hari ke-7 Hari ke-29 Hari ke-70 Kontrol 14 312 309 oxytetracyclin 0 55 412 Oxolinic acid 0 18 541 flumequine 0 18 295 Sumber : Midlen and Redding (1998) Tabel 11. Resistensi bakteri atas agen antibakteri (% plate count) pada waktu berbeda setelah pemberian antibiotik. Perlakuan Hari ke-2 Hari ke-7 Hari ke-24 Hari ke-80 Kontrol 0.05 0.07 0.21 0.13 oxytetracyclin 2.8 13.5 8.7 Oxolinic acid 14.2 8.5 20.3 2.7 flumequine 0.2 0.4 4.0 Sumber : Midlen and Redding (1998) Pada media percobaan, bakteri aerobik mengembangkan resistensi terhadap oxytetracyclin dan oxolinic acid setelah pemaparan selama 2 hari. Karena konsentrasi antibiotik ini di dalam sedimen menurun, bakteri resisten menumpuk dalam level tinggi, walaupun terlihat berkurang pada akhir percobaan (80 hari).

Bakteri yang terpapar

oxolinic acid juga mengembangkan resistensi terhadap oxytetracyclin dan flumequine. Ada dua hal yang menarik dari percobaan ini adalah; 1. Bakteri mengembangkan tingkat persistensinya dengan sangat cepat, dan mampu pulih dengan cepat selama perlakuan. Pada kontrol, persistensi ini menghilang

31 secara bertahap dari populasi (selama periode minggu atau bulan). Oleh karena itu, frekuensi penggunaan antibiotik untuk pencegahan harus terjaga, jika tidak, akan meningkatkan level resistensi di antara populasi bakteri. 2. Populasi bakteri di sedimen berpengaruh secara luas karena berdasarkan pada kemampuan metabolismenya terhadap limbah organik dari akuakultur. Jadi pemberian antibiotik memberikan dua konsenkuensi potensi kerusakan untuk para pembudidaya ikan, yaitu; perkembangan resistensi bakteri strain patogen dan penurunan dalam laju mineralisasi sedimen yang dapat mengakibatkan masalah kualitas air. Hasil studi di Denmark menunjukkan bahwa tingkat resistensi oxolinic acid pada aliran air yang terpolusi dua kali lipat dari pada bakteri yang tidak terpolusi, hal ini jelas bahwa pengaruh penggunaan antibiotik berpengaruh terhadap lingkungan secara luas. (Spanggaard et al., 1993). Sedangkan studi di Irlandia tentang distribusi residu oxytetracyclin di bawah karamba ikan salmon menunjukkan sumber oxytetracyclin di sedimen lebih banyak dari limbah sisa pakan dari pada limbah feses . Model perkiraan yang digunakan untuk mengindikasikan distribusi limbah pakan dan limbah fese yang mengendap, menunjukkan bahwa limbah feses tidak padat dan mengendap lebih lambat sehingga menyebar lebih luas, sehingga residu oxytetracyclin tidak terdeteksi pada daerah yang dianggap sebagai tempat mengendapnya feses. 4.3.4. Dampak Antibiotik Terhadap akuakultur Kasus resistensi antibiotik di India, menyebabkan tingkat kematian yang tinggi di hatchery udang windu (Penaeus monodoni), tingkat paling serius terjadi pada fase mysis, zoea, dan post larva (PL) dengan kematian 70-90 % (Karusanagar et al., 1994). Sampel larva yang diambil dari luar hatchery juga terinfeksi bakteri Vibrio harveyi yang mengakibatkan penyakit ”luminous bacterial desease”, maka sumber infeksi ini kemudian diinvestigasi dengan mengambil sampel air dari air masuk dari air laut, hasilnya menunjukkan terdapat sejumlah kecil Vibrio harveyi, dengan sistem filtrasi cukup untuk mencegah penularan penyakit sebelum air tiba ke hatchery. Demikian pula dengan stok induk, nauplii, sumber pakan, dan algae spesies Chaetocerosi tidak tertular penyakit.

32 Maka analisis resistensi antibiotik Vibrio harveyi dari sampel yang diisolasi dari hatchery dan air di pesisir pantai memberikan kunci pertama untuk masalah ini. Bakteri yang diisolasi dari hatchery menunjukkan resistensi yang lebih besar terhadap antibiotik dari pada yang diisolasi dari air laut dan tingkat virulensi yang lebih besar dari pada isolat kontrol yang diujikan pada larva hidup. Hal ini mendukung pendapat bahwa air laut bukan merupakan sumber infeksi. Kesimpulan yang digambarkan dari penelitian ini bahwa, resistensi strain patogen V. Harveyi telah berkembang dan telah ada dalam larva yang dipelihara dalam bak-bak hatchery, karena akibat dari penggunaan cholaramphenicol dan cotrimoxazole untuk mengontrol bakteri secara terus menerus tanpa adanya proses disinfeksi dan pengeringan di bak larva. Hal menyebabkan bakteri luminous dapat bertahan hidup di dalam bahan organik yang ada di dalam bak larva, dan secara bertahap mengembangkan sifat resisten terhadap antibiotik yang terekspos dalam jangka waktu yang lama. Dari hasil uji menunjukkan bahwa bakteri ini resisten terhadap kloramphenical pada konsentrasi 1000 mg/l. Dengan demikian penggunaan bahan prophylactic dalam hatchery tidak efektif untuk melindungi stok. Hatchery ditutup dan bak-bak dikeringkan lalu diberi disinfektan, kemudian dioperasikan kembali dengan sukses tetapi pada penggunaan antibiotik yang sangat terbatas. Tabel 12. Sensitifitas antibiotik oleh isolat bakteri Vibrio harveyi yang diambil dari hatchery berbeda Antibiotik Air laut Air laut Bak PL 12 Bak PL12 Bak B 8 S Co-trimoxazole R Erythromycin S Streptomycin S Oxytetracycline S Neomycin S Chloramphenicol S gentamicin Sumber : Midlen and Redding (1998) R = Resisten, S = Sensitive

R R R S S R S

R R R S S R R

R R R S S R S

S R S S S S S

Tabel 13. Mortalitas PL udang windu (Peneaus monodon) dalam isolat bakteri pada berbagai konsentrasi 102 103 104 105 106 Nil V. harveyi dari bak larva V. harveyi dari air laut

2/50 3/50

16/50 5/50

35/50 12/50

50/50 22/50

50/50 40/50

1/50 2/50

33 Kontrol isolat bakteri 3/50 2/50 PL1 Pseudomonas 2/50 3/50 PL2 Pseudomonas 3/50 4/50 PL3 Vibrio sp Sumber : Midlen and Redding (1998)

8/50 6/50 5/50

10/50 12/50 14/50

20/50 22/50 18/50

2/50 3/50 1/50

Akuakultur di beberapa negara sering menjadi pendamping untuk perikanan tangkap, dan secara teoritis memungkinkan bahwa ikan ditangkap di sekitar operasi akuakultur yang mungkin terdapat antibiotik pada level yang tinggi di dalam jaringan ikan. Untuk menginvestigasi isu ini, sebuah studi yang dilakukan pada ikan laut dan avertebrata lain di Norwegia dengan menangkap ikan di sekitar budidaya salmon Sampel yang diambil dari kepiting, kerang, dan berbagai jenis ikan, menunjukkan konsentrasi rata-rata oxolinic acid dalam daging ikan liar pada akhir penelitian adalah 3800 ppb. Hal ini dianggap sudah melebihi batas toleransi untuk sumber makanan bagi kebutuhan konsumsi manusia. Konsentrasi tertinggi adalah 10.000 ppb di dalam daging coalfish. 12 hari kemudian oxolinic acid sudah tidak terdeteksi di dalam ikan yang ditangkap tersebut. Jadi walaupun ini menunjukkan bahwa oxolinic acid dapat dimetabolisme oleh ikan dengan cepat, jaringannya masih mengandung antibiotik dengan konsentrasi tinggi yang masih digunakan dalam kegiatan akuakultur dalam masa yang pendek berikutnya (Lunestad, 1992).

34 V. PENGHILANGAN ZAT THERAPEUTIK DARI SISTEM AKUAKULTUR

Seperti halnya reaksi-reaksi kimia lain, penghilangan residu pestisida mengikuti hukum kinetika pertama, yakni derajat/kecepatan menghilangnya pestisida berhubungan dengan banyaknya pestisida yang diaplikasi (deposit). Dinamika pestisida di alam akan mengalami dua tahapan reaksi, yakni proses menghilangnya residu berlangsung cepat (proses desipasi), atau sebaliknya proses menghilangnya residu berlangsung lambat (proses persistensi). Terjadinya dua proses ini disebabkan karena deposit dapat diserap dan dipindahkan ke tempat lain sehingga terhindar dari pengrusakan di tempat semula. Terhindarnya insektisida yang ditranslokasikan dari proses pengrusakan dimungkinkan oleh faktor-faktor lingkungan yang kurang merusak sehingga terjadi proses penyimpanan (residu persisten). Kemungkinan lain adalah pestisida akan bereaksi dan mengalami degradasi sehingga hilangnya residu berlangsung cepat Bahan-bahan kimia therapeutik seperti malacite green, formalin, Chloramine-T, dan oxytetracycline biasa digunakan dalam akuakultur, namun hanya ada sedikit data yang dapat diperoleh tentang sifat adsorbsi mereka. Menurut Aitcheson et al (1999), penggunaan carbon 2007 EA yang digunakan untuk menyerap karbon organik terlarut dalam sistem akuakultur dapat juga berfungsi sekaligus untuk menyerap bebagai zat therapeutic di atas tanpa menyebabkan stress pada ikan yang dipelihara. Tabel 14. pH dan temperatur memegang peranan penting dalam adsorbsi zat therapeutik tersebut 0 I Relative adsorbability (strongest to weakest) Temp. ( C) pH 5 5 10

6 7 6

10 10 10 10 10 20 20 20 20

6 7 7 7 8.5 6 6 7 7

2 Malachite green ≥ Oxytetracycline > Chloramine-T > DOC 2 Malachite green > Oxytetracycline > Chloramine-T > DOC 0.2 Chloramine-T > Malachite green > formaldehyde > Oxytetracycline > DOC 2 Chloramine-T ≥ Malachite green > Oxytetracycline > DOC 0.2 Chloramine-T > Malachite green > Oxytetracycline > DOC 2 Malachite green ≥ Oxytetracycline ≥ Chloramine-T > DOC 20 Oxytetracycline ≥ Oxytetracycline > Malachite green > DOC 20 Malachite green > Oxytetracycline > Chloramine-T > DOC 0.2 Malachite green > Chloramine-T > Oxytetracycline > DOC 2 Malachite green > Oxytetracycline = Chloramine-T > DOC 0.2 Malachite green > Chloramine-T ≥ Oxytetracycline > DOC 2 formaldehyde > Chloramine-T ≥ Oxytetracycline > Malachite

35 green ≥ D-glucosa = DOC 20 Malachite green > Oxytetracycline > Chloramine-T > DOC 7 20 8.5 20 Malachite green > Oxytetracycline ≥ Chloramine-T > DOC 20 2 6 30 Malachite green > Oxytetracycline > Chloramine-T > DOC 2 7 30 Oxytetracycline > Chloramine-T ≥ Malachite green > DOC Sumber : Aitcheson et al (1999) Dari data di atas, suhu merupakan parameter yang paling besar pengaruhnya terhadap efisiensi adsorpsi therapeutant, dengan efisiensi adsorpsi terrendah 50 % atau lebih rendah lagi seperti yang terlihat pada suhu 5 0C , pengaruh suhu dan kekuatan ion sangat kecil. Walaupun nampaknya efisiensi adsorpsi lebih dengan kekuatan ion, tapi adsorpsi paling besar terjadi pada suhu 10 – 20 0C dan kekuatan ion 0.2 – 2 mM (Aitcheson, et al., 1999).

36 VI. TREN PENGGUNAAN THERAPEUTANT

Sulitnya penanganan bahan kimia dalam kegiatan akuakultur karena berhadapan dengan kepentingan proteksi lingkungan, dengan batasan yang tipis antara kebaikan dan kerugian yang ditimbulkannya, serta melihat buruknya dampak yang dihasilkan oleh penggunaan zat therapeutik sintetis, baik berupa disinfektan, pestisida, maupun antibiotik terhadap lingkungan dan organisme bukan sasaran, maka kecederungan penggunaan bahan-bahan nabati (alami) untuk pengobatan maupun pencegahan semakin meningkat, terutama pestisida nabati, hal ini dilakukan dengan alasan bahwa bahan-bahan pestisida alami tidak memiliki waktu residu yang lama karena mudah terdegradasi dalam waktu singkat. Sebagai contoh adalah penggunaan caprilic oil, yang mana mengandung asam lemak dari minyak kelapa, mentega, dan minyak goreng telah ditemukan memiliki kemampuan larvacidal untuk membasmi cacing anjing (Toxocara canis). Dari hasil pengujian tiga minyak esensial, yaitu; orange oil (praziquantel), peppermint oil (levamisol) dan cinnamon oil (pyrantel pamoate), serta caprylic acid (antimony sodium tartarate) menunjukkan bahwa dengan imersi praziquantel serta merta 100 % larva cacing terlepas dari insang ikan, sedangkan dengan pemberian levamisol 66.7 % larva cacing terlepas setelah 5 menit pemaparan, dan terlepas 100 % setelah 2 jam, sedangkan dengan perlakuan pyrantel pamoate dan antimoni sodium tartarate tidak berpengaruh (Hirazawa, et al., 2000). Selanjutnya dari hasil penelitian Hirazawa, et al (2001) menunjukkan bahwa caprylic acid untuk membasmi ciliata Cryptocaryon irritan menunjukkan bahwa caprylic acid (C8) adalah antiparasit yang paling kuat untuk membasmi C. Irritans pada suhu 17 – 24 0C. Keuntungannya adalah meskipun dapat mengurangi parasit dengan metode perendaman pada dosis tertinggi (75 mg/kg ikan), namun tidak menimbulkan kematian pada ikan yang dipelihara, bahkan persistensinya hilang dalam kurun waktu 32 hari. Sedangkan untuk penggunaan antibiotik lebih menekankan pada teknik pemberiannya untuk mengurangi terjadinya resistensi, yaitu: 1. mencegah pemakaian antibiotik pada kasus-kasus yang tidak membutuhkannya. 2. menghentikan penggunaan antibiotik pada infeksi biasa

37 3. menggunakan antibiotik yang tepat dengan dosis yang tepat. 4. Menggunakan kombinasi antibiotik yang terbukti keefektifannya 5. menggunakan antibiotik lain, jika ada tanda-tanda akan terjadi resisten. Oleh karena itu, secara umum syarat-syarat yang harus terpenuhi dalam pemilihan zat kemotherapeutik adalah : 1.

Harus memunyai kemampuan untuk merusak atau menghambat mikroorganisme spesifik, berspektrum luas terhadap banyak spesies

2.

Tidak mengakibatkan berkembangnya bentuk-bentuk resisten parasit.

3.

Tidak menimbulkan efek samping yang tidak dikehendaki pada inang (alergis, kerusakan syaraf, dan iritasi)

4.

Tidak melenyapkan mikroba normal pada inang

5.

Jika diberikan melalui mulut tidak diinkatifkan oleh asam lambung, atau jika disuntikkan tidak terjadi pengikatan dengan protein darah

Memiliki taraf kelarutan yang tinggi dalam zat alir tubuh

38 VI. KESIMPULAN

Penggunaan bahan kimia lebih mengutamakan pada senyawa therapeutic (obat) untuk mengontrol penyakit, yang dapat digunakan secara oral, penyebaran secara massal atau injeksi. Namun bagaimanapun, penggunaan bahan kimia dalam akuakultur berdampak pada lingkungan dalam bentuk toksisitas langsung maupun sistemik senyawa kimia yang digunakan, mengakibatkan perkembangan resistensi suatu senyawa oleh organisme pathogen, dan waktu persistensi yang lama di lingkungan perairan, bahkan terjadi residu (bioakumulasi) dalam jaringan organisme akuatik yang tentu berbahaya bagi organisme yang dibudidayakan, menggangu keseimbangan lingkungan secara umum (rantai makanan), dan bahkan kesehatan manusia jika organisme tersebut dijadikan sumber makanan. Oleh karena itu, pemakaian bahan kimia dalam kegiatan akuakultur perlu kehatihatian, menggunakan bahan yang sudah teruji dan prosedur standar keamanan bagi organisme yang dibudidayakan maupun bagi lingkungan sekitarnya, baik toksisitasnya, persistensi, maupun residunya.

39 DAFTAR PUSTAKA

Aitcheson SJ, Arnet J, Murray KR, dan Zhang J. 2001. Removal of Aquaculture Therapeutants by Carbon Adsorption 2: Multicomponent Adsorption and Equilibrium behaviour of Mixture. Elsevier. Aquaculture Journal 192, 249-264. Anderson WC, Roybal JE, Turnipseed SB. 2005. Determination of Malachite Green and Leucomalachite Green in Salmon with In-Situ Oxidation and Liquid Chromatography with Visible Detection. Food and Drug Administration, Animal Drugs Research Center Denver Federal Center Atmadjaya S, Cahyono DH, dan Rudianto. 2004. Pengaruh Perlakuan terhadap Kadar Residu Pestisida Metidation pada Tomat. Unit Bidang Ilmu Farmasi Analisis. Departemen Farmasi FMIPA. Institut Teknologi Bandung Babaei D, Doost, ZB, dan Doost RB. 2007. Environmental Risk Assessment Of Organophosphorus Pesticides In The Southern Coastal Of Caspian Sea. International Conference “Waste Management, Environmental Geotechnology and Global Sustainable Development. Slovenia. Van Bruijnsvoort M, Rooselaar J, Strern AG, Jonker KM. 2004. Determination of Residues of Quaternary Ammonium Disinfectants in Food Products by Liquid Chromatography-Tandem Mass Spectrometry. AOAC Journal : Volume 87. 4 : 1016-1020 Canadian Food Inspection Agency (CFIA). 2005. Update on the Canadian Food Inspection Agency monitoring activities for malachite green. Retrieved July 6, 2005. Chen JC and Lin CH. 2001. Toxicity of copper sulfate for survival, growth, molting and feeding of juveniles of the tiger shrimp (Penaeus monodon). Elsevier. Aquaculture Journal 192, 55–65. Fish Doc. 2004. Malachite Green and Formalin : A Good General-Purposes AntiParasites Treatment. FishDoc © GESAMP (IMO/FAO/UNESCO-IOC/WMO/WHO/IAEA/UN/UNEP Joint Group of Experts on the Scientific Aspects of Marine Environmental Protection). 1997. Towards safe and effective use of chemicals in coastal aquaculture. Reports and Studies, GESAMP. No. 65. Rome, Italy: FAO. http://www.fao.org/docrep/meeting/003/w6435e.htm Giwangkara. 2007. Bagaimana menetapkan kadar formalin dalam makanan. Situs Kimia Indonesia. (Chem-Is-Try.Org). dikunjungi pada hari Rabu, 8 April 2009.

40 Hirazawa N, Oshima SI, Hara T, Mitsuboshi T, Hata K. 2000. Antiparasitic Effect of Medium-Chain Fatty Acids Against The Cilliate (Cryptocaryon irritans) infestation in the red sea bream Pagrus major. Elsevier. Aquaculture Journal 198, 219–228 Hirazawa N, Oshima SI, Hata K. 2001. Invitro Assessment of the Antiparasitic Effect of Caprilic Acid Against Several fish Parasities. Elsevier. Aquaculture Journal 200, 251-258 Madigan MT, Martinko JM, Parker J. 2003. Brock Biology of Microorganisms. 10th Edition. Southern Illinois University Carbondale. Pearson Education, Inc. USA Midlen AB dan Redding TA. 1998. Environmental Manajement for Aquaculture. Chapman & Hall. Murty, A.S. 1986. Toxicity Of Pesticides To Fish. CRC Press. Hal. 136-138. Pullin, R.S.V. 1990. An overview of environmental issues in third world aquaculture development. Conference on environment and third world aquaculture development. Rockefeller Foundation, Bellagio, Italy, 17–22 September 1990. Arthur J, Pitogo CRL, Subasingse RP.1996. Use of Chemical in Aquaculture in Asia. Editor : Prosiding of the meeting on the use Chemical in Aquaculture in Asia. SEAFDEC. Tibabauan. Ilo Ilo. Philiphines. Rasowo J, Okoth OE, Ngugi CC. 2007. Effects of formaldehyde, sodiumchloride, potassium permanganate and hydrogen peroxide on hatch rate of African catfish Clarias gariepinus eggs. Aquaculture 269: 271–27 Sparringa R. 2007. Keamanan Pangan Hewani di Indonesia. Presentasi : Disampaikan pada seminar nasional hari pangan sedunia 2007 “ Dukungan teknologi untuk pemenuhan gizi masyarakat” Ristek. Bogor Sumoharjo. 2007. Pengaruh Sub Letal CuSO4.5H2O Terhadap Histopathologik Insang Ikan Mas (Cyprinus carpio Linn). Jurnal Ilmu Perikanan Tropis. FPIK Unmul Samarinda. Srivastava, S., Sinha, R. & Roy, D. 2004. Toxicological effects of malachite green. Aquatic Toxicology. 66(3):319-329. Varo’ I, Navarro JC, Nunes B, Guihermino L. 2007. Effects of dichlorvos aquaculture treatments on selected biomarkers of gilthead sea bream (Sparus aurata L.) fingerlings. Elsevier. Aquaculture Journal 266, 87-96 Walker, C. 1990. Bioconcentration, Chemical Fat Enviroment Effects Testing Under Section 4 of the Toxic Substances Control Act, Toxicity Assess.

41

Wardoyo, S. T. H. 1977. Panduan Pestisida Terhadap Perairan. Aspek Pestisida di Indonesia 3, 83 – 86. Watson dan Yanong, 2002. Use Copper in Freshwater Aquaculture and Farm Pond : Institute of Food and Agricultural Sciences. University of Florida. First published June 1989. Reviewed: December 2002. (Tersedia pada EDIS Web Site at http://edis.ifas.ufl.edu).