Manual De Ecología General 2019.docx

Universidad de San Carlos de Guatemala Facultad de Agronomía

Manual de Ecología General

Versión 2019

Índice 1. Practica 1: estudio y comparación cualitativa de ecosistema y agroecosistema.......1 1.1.

Introducción.......................................................................................................1

1.2.

Objetivo General................................................................................................1

1.3.

Objetivos específicos.........................................................................................1

1.4.

Metodología.......................................................................................................1

1.5.

Bibliografía.........................................................................................................2

2. Practica 2: Simulación de ciclos biogeoquímicos........................................................3 2.1.

Introducción.......................................................................................................3

2.2.

Objetivos............................................................................................................4

2.3. 2.4.

Específicos.........................................................................................................4 Materiales y Métodos.........................................................................................4

Materiales....................................................................................................................4 2.5.

Metodología.......................................................................................................4

2.6.

Cuestionario.......................................................................................................7

2.7.

Informe...............................................................................................................7

3. Practica 3: influencia de la luz en la producción de oxigeno.......................................9 3.1.

Introducción.......................................................................................................9

3.2.

Objetivos............................................................................................................9

Generales....................................................................................................................9 Específicos...................................................................................................................9 3.3.

Metodología.....................................................................................................10

a. Procedimiento dos días antes del experimento..................................................10 3.4.

Materiales y equipos........................................................................................11

3.5.

Análisis de la información................................................................................11

4. Practica 4. fauna del suelo y tipo de distribución......................................................13 4.1.

Introducción.....................................................................................................13

4.2.

Objetivos..........................................................................................................13

Objetivo General........................................................................................................13 Objetivos Específicos................................................................................................13 1

4.3.

Metodología/ actividades a desarrollar............................................................14

4.4.

Anexo...............................................................................................................17

a.

Probabilidad de Poisson..................................................................................17

2.

Método gráfico.................................................................................................21

a.

Razón varianza-media.....................................................................................23

4.5.

Recursos..........................................................................................................27

4.6.

Evaluación (Indicadores de Logro)..................................................................27

4.7.

Bibliografía.......................................................................................................27

5. Practica 5: simulación del crecimiento poblacional...................................................30 5.1.

Introducción.....................................................................................................30

5.2.

Marco Teórico..................................................................................................30

1. Tasa intrínseca de crecimiento (r) y crecimiento exponencial de las poblaciones...................................................................................................................30 a. Crecimiento exponencial (r)................................................................................31 b. Expresión lineal de la ecuación exponencial......................................................32 c.

Crecimiento poblacional logístico.......................................................................32

Fases de la curva logística........................................................................................33 5.3.

Objetivos..........................................................................................................34

5.4.

Equipo y Materiales.........................................................................................35

5.5.

Metodología.....................................................................................................35

a. Simulación para el cálculo de la tasa intrínseca de crecimiento (r)...................35 b. Simulación para el cálculo de la capacidad de carga ambiental (K)..................42 Actividades para el reporte...........................................................................................44 5.6.

Cuestionario (agregarlo como parte del informe de la práctica).....................44

6. Practica 6: Determinación del valor de importancia en una comunidad vegetal......45 6.1.

Introducción.....................................................................................................45

6.2.

Objetivos..........................................................................................................45

6.3.

Materiales y métodos.......................................................................................45

Materiales..................................................................................................................45 Metodología...............................................................................................................46 1. Área mínima de muestreo...................................................................................46 2

2. Determinación del número de parcelas a muestrear..........................................51 3. Valor de Importancia...........................................................................................53 6.4.

Cuestionario.....................................................................................................56

7. Practica 7: Métodos para medir la Diversidad Biológica...........................................58 7.1.

Introducción.....................................................................................................58

7.2.

Objetivos..........................................................................................................59

General......................................................................................................................59 Específicos.................................................................................................................59 7.3.

Métodos de medición de la biodivesidad........................................................59

Métodos de medición a escala genética...................................................................59 Métodos de medición a nivel de especies.................................................................59 Actividades....................................................................................................................66 7.4.

Cuestionario Este cuestionario es parte del reporte de la práctica.................66

7.5.

Bibliografía.......................................................................................................67

8. Practica 8 evaluación de la energía en los ecosistemas..........................................68 8.1.

Introducción.....................................................................................................68

8.2.

Objetivo............................................................................................................68

General......................................................................................................................68 Específicos.................................................................................................................68 8.3.

Metodología.....................................................................................................68

a. Cosecha del ecosistema.....................................................................................68 b. Cosecha del agroecosistema..............................................................................69 c. 8.4.

Procedimiento para ingreso de energía y materiales.........................................69 Producto final...................................................................................................70

8.5.

Materiales:.......................................................................................................70

8.6.

Ejemplo del cálculo de productividad primaria neta........................................70

a. Calculo de la productividad primaria neta (PPN)................................................70 c.

Calculo de Productividad primaria bruta (PPB)..................................................71

d. Calculo de eficiencia fotosintética.......................................................................71 8.7.

Cuestionario (este es parte del informe).........................................................71

8.8.

Bibliografía.......................................................................................................72 3

9. Tablas de vida............................................................................................................73 9.1.

Introducción.....................................................................................................73

9.2.

Objetivos..........................................................................................................73

General......................................................................................................................73 Específicos.................................................................................................................74 9.3.

Fundamentos teóricos.....................................................................................74

Tablas de vida............................................................................................................74 Métodos para la obtención de tablas de vida............................................................74 a. La aproximación vertical (por cohortes específicos)..........................................74 b. La aproximación horizontal (Fotografía instantánea).........................................75 c.

Pirámide de edades............................................................................................75

9.4.

Actividades en clase........................................................................................76

a. Construcción de una tabla de vida.....................................................................76 b. Curvas de sobrevivencia.....................................................................................77 c.

Tabla de fecundidad............................................................................................78

9.5.

Bibliografía.......................................................................................................79

9.6.

Tarea en clase.................................................................................................80

9.7.

Actividades para elaborar informe...................................................................81

9.8.

Cuestionario.....................................................................................................81

10.

Zonas de Vida........................................................................................................82

10.1.

Introducción.....................................................................................................82

10.2.

Objetivos..........................................................................................................82

10.3.

Descripción......................................................................................................83

a. Zonas de vida......................................................................................................83 a. Los pisos altitudinales.........................................................................................84 b. Las provincias de humedad................................................................................84 c.

Las regiones latitudinales...................................................................................84

d. La Asociación......................................................................................................85 e. La sucesión y el uso de la tierra.........................................................................86 10.4.

Metodología.....................................................................................................87

10.5.

Cuestionario.....................................................................................................89 4

10.6.

Bibliografía.......................................................................................................91

10.7.

Anexos.............................................................................................................91

11. Practica 11. Estudio de impacto ambiental. Cuidado del ambiente de los plásticos: Ecoladrillos.......................................................................................................................93 11.1.

Introducción.....................................................................................................93

11.2.

Objetivo general...............................................................................................93

11.3.

Objetivos específicos.......................................................................................93

11.4.

Revisión de literatura.......................................................................................94

Plásticos.....................................................................................................................94 Ecoladrillos.................................................................................................................94 11.5.

Metodología.....................................................................................................97

11.6.De manera individual............................................................................................97 11.7. En grupo...............................................................................................................98 11.8. Cuestionario.........................................................................................................99 11.9. Bibliografía...........................................................................................................99 12.

CARACTERIZACIÓN DE ECOSISTEMAS..........................................................100

12.1.

Objetivo General............................................................................................100

12.2.

Objetivos específicos.....................................................................................100

12.3.

Metodología...................................................................................................100



Componentes abióticos....................................................................................100



Componentes bióticos......................................................................................101

d. En cada sitio registrar.......................................................................................101 12.4.

Cuestionario...................................................................................................103

12.5.

Bibliografía.....................................................................................................103

12.6.

Anexos...........................................................................................................104

13. Requisitos de informe de laboratorio ecología general...........................................108

5

1. Práctica 1: estudio y comparación cualitativa de ecosistema y agroecosistema 1.1. Introducción El ecosistema es la unidad básica del estudio de la ecología, que funciona como un sistema abierto, es decir para producir salidas necesita de entradas. Corresponde a cualquier unidad que incluya a todos los organismos (componente biótico) en un área determinada que interacciona con su ambiente físico (componente abiótico) de manera que un flujo de energía conduce a estructuras bióticas definidas con claridad y reciclaje de materiales entre componentes vivos y sin vida (Odum y Barret 2006). El agroecosistema es un ecosistema, cuya característica principal son: es manejado por el ser humano, utiliza especies mejoradas, tiene fuentes de energía externa, baja diversidad, entre las principales. Es importante que el estudiante del curso de ecología tenga claro el concepto desde el inicio ya que es la base para entender esta ciencia. Por eso, en esta primera práctica se propone hacer un estudio preliminar de un ecosistema y agroecosistema, donde se haga una comparación en campo y se describan sus principales características. Esta práctica es deseable integrarla con la evaluación de la energía y con la caracterización final de un ecosistema que se desarrollan más adelante en este laboratorio. 1.2.

Objetivo General

Identificar en campo los agroecosistemas y ecosistemas y a partir de esto describirlos y compararlos. 1.3.

Objetivos específicos

1. Identificar, delimitar y describir un ecosistema. 2. Identificar, delimitar y describir un agroecosistema 3. Realizar una comparación entre ambos 1.4.

Metodología

La práctica de desarrollará en el CEDA (sin embargo, puede realizarse en otra área de acuerdo con lo recomendado por el Auxiliar de Laboratorio). En grupos de estudiantes, hacer un recorrido por el área y seleccionar un agroecosistema y ecosistema para su descripción. 1

Trabajo a realizar: a) Delimitar el sistema (ecosistema y agroecosistema), explicar los criterios que usaron para hacer esa delimitación. b) Describir la vegetación encontrada, su arreglo en el campo (en el caso del ecosistema describirla por estratos: herbáceas, arbustos, árboles, epifitas, etc.). En el caso de los agroecosistemas es importante describir la variedad utilizada (por ejemplo, si es maíz, cual es la variedad), el manejo realizado desde la preparación del suelo, el manejo del cultivo y la cosecha. c) Describir la fauna encontrada, en esta parte los integrantes del grupo deben de ser meticulosos y observadores, por ejemplo para ver insectos y enfermedades de plantas, para oír el cantar de aves, etc. d) Describir las características del suelo (textura, estructura, color, consistencia, etc.) e) Elaborar un dibujo del ecosistema y agroecosistema con las partes descritas, considerando que se trata de un sistema abierto. Hacer una explicación del dibujo. f) Elaborar un cuadro comparativo entre las similitudes y diferencias encontradas en el campo del ecosistema y agroecosistema analizado. g) Hacer una discusión de sus resultados y hacer sus conclusiones. Elaborar un informe con las partes correspondientes y entregarlo en la fecha programa. h) Elaborar la siguiente hoja de trabajo que se debe agregar como anexo al informe. 1. ¿Cuál es la importancia del suelo en los ecosistemas y agroecosistemas y que diferencias son más notorias en el suelo de ambos sistemas? 2. ¿Cómo se puede explicar la estratificación del ecosistema en a) verticalhorizontal; b) en el espacio; c) en el tiempo? 3. ¿Cuál es la importancia de la energía en los ecosistemas y agroecosistemas?

1.5.

Bibliografía

1. Odum, E. y Warrett, G. 2006. Fundamentos de Ecología. Quinta edición. Thomson. México. 598 p. 2. Hart, R. D. 1980. Agroecosistemas. CATIE. Costa Rica.

211 p.

2

2. Practica 2: Simulación de ciclos biogeoquímicos 2.1. Introducción Se llama ciclos biogeoquímicos a los recorridos más o menos circulares que los elementos químicos hacen una y otra vez entre los organismos y el ambiente. Se sabe que bio se refiere a los organismos vivos y que geo a las rocas, el suelo, el aire y el agua del planeta; y la geoquímica es una ciencia física que estudia la composición química de la corteza terrestre y sus océanos, ríos, etc. Entonces la biogeoquímica es el estudio del intercambio de materia entre los componentes vivos y no vivos en la biosfera como se ejemplifica en la Figura 1.

Tomado de: ecologiaambiental.wikispaces.com Figura 1: Ejemplificación de ciclo biogeoquímico del nitrógeno. Los ciclos biogeoquímicos corresponden a dos grupos de la biosfera; los tipos gaseosos, con un gran depósito en la atmósfera y los tipos sedimentarios, con el depósito en los suelos y sedimentos de la corteza terrestre. El ciclo del nitrógeno y del fósforo, son respectivamente buenos ejemplos de cada tipo.

En general, es más

probable que el nitrógeno sea limitante de la producción primaria en el mar, mientras que el fósforo es a menudo el nutriente limitante en agua dulce.

Ambos son

importantes en los agros ecosistemas por su función en la fisiología de las plantas. 3

En el laboratorio se realizará la práctica de simular, por medio de un modelo que tiene un sistema terrestre y uno acuático, al cual se le agregaran diferentes tratamientos, para ver el efecto que tiene la sal (NaCl) y el fertilizante (NPK) aplicado al suelo, sobre las plantas cuando está en exceso, y como esto también puede tener efecto en los ecosistemas acuáticos. 2.2. Objetivos General: Estudiar por medio de una simulación en laboratorio e invernadero, el funcionamiento de ciclos biogeoquímicos. 2.3. Específicos  Describir el efecto que tiene la sal sobre las plantas terrestres y acuáticas aplicando la definición de un ciclo biogeoquímico. 

Interpretar el efecto de las concentraciones de fertilizantes y sal en ecosistemas terrestres y acuáticos

2.4. Materiales y Métodos Materiales  8 envases de doble litro de agua gaseosa (preferiblemente lisos, Trasparentes y limpios) 

50 gramos de sal.



5 gramos de fertilizante (20-20-20)



Algas (preferiblemente que sean pequeñas)



Semillas (20 semillas), dependerá el cultivo a evaluar.



Regla, tijeras y navaja.

2.5. Metodología a. El primer doble litro de agua gaseosa se debe cortar en tres partes como se muestra en la Figura 2. b. El segundo doble litro debe cortarse en dos partes. Se colocan los doble litros uno encima del otro, el sistema debe quedar como se muestra en la Figura 3. c. Realizar este mismo procedimiento con los otros seis envases de tal manera que al final se tengan cuatro replicas. d. En la parte superior se coloca una mezcla de suelo y arena (el sustrato debe ser de calidad para obtener resultados adecuados y semillas (frijol, maíz, linaza, 4

rábano, etc.) y en la parte inferior se coloca algas y agua con sedimento. En el doble litro inferior se realizan dos orificios a los lados para la entrada y salida del aire, realizar este procedimiento para las cuatro replicas. e. Tratamientos: En las cuatro replicas se deberá de sembrar el mismo cultivo y deberá de variar el cultivo por grupo. Tratamientos a aplicar TRATAMIENT O I II III Testigo

Fertilizant e (20-20Agua destilada (ml) Sal (g) 20) (g) 150 7 1 150 14 1,25 150 21 1,5 Solamente se le aplicara riego

f. Las aplicaciones para los cuatro tratamientos se realizaran los día cuatro, siete y catorce, la solución se agregará en la parte superior del sistema (las cantidades preparadas se deben de repartir en las tres aplicaciones). g. Toma de datos: Colocar su experimento en un lugar seguro, donde la iluminación sea directa y uniforme y lleve el siguiente registro: 

Antes de iniciar el experimento deberá de medirse el pH del agua y suelo, como también la EC (conductividad eléctrica del agua de los tratamientos y de una solución del suelo, o sea suelo humedecido sin ninguna aplicación).



Se tomará la siguiente información durante tres semanas: 1. pH y EC : al inicio y final del experimento 2. % de germinación: semillas germinadas vrs. semillas sembradas. 3. % Mortalidad: observación de plantas muertas vrs. plantas germinadas. 4. Crecimiento y desarrollo: monitorear el crecimiento en altura de las plantas germinadas

y el número de hojas promedio por

planta. 5

5. Algas: verificar el peso fresco al inicio del experimento y al final del experimento, de igual manera tomar una muestra de 5 gramos y contar el número de hojas, al inicio y final del experimento. Se recomienda crear una matriz para la recopilación de información. (Ejemplo ver última página de la práctica)

Figura 2. Procedimiento de la construcción del sistema para simulación del ciclo biogeoquímico.

6

Figura 3. Esquematización de la simulación del ciclo biogeoquímico.

2.6. Cuestionario El mismo deberá ser entregado junto con el informe de resultados ya que corresponde al 25% del mismo. 1. Investigue y describa los ciclos biogeoquímicos de nitrógeno, fósforo, potasio, cloro y sodio. Explicar ¿Cómo influyen estos en la producción agrícola? 2. Explique ¿cómo se determina la toxicidad en plantas por aplicaciones de fertilizante y cuáles son las sintomatologías por toxicidad por nitrógeno y fosforo en la planta? 3. Investigue y explique, ¿cuál es el efecto de una alta cantidad de fertilizante químico u orgánico en el medio acuático? 4. Realice un análisis del artículo científico titulado “Contaminación por Nitrogeno, demasiado de una buena cosa”, el cual podrá encontrar en el siguiente link: https://greenteacher.com/article%20files/contaminacionpornitrogeno.pdf 5. Investigue que es el proceso de Eutrofización, donde ocurre y por qué. 2.7.

Informe

Presentar un informe con todas las partes que este conlleva, donde exponga los resultados y la discusión de sus hallazgos.

Cuadro para toma de datos durante la simulación de Ciclos Biogeoquimicos:

7

3. Practica 3: influencia de la luz en la producción de oxigeno

8

3.1.

Introducción

Las plantas son los principales productores de materia orgánica de la biosfera. Esto se realiza por medio de la fotosíntesis, la cual tiene un papel fisiológico cuando se le analiza desde el punto de vista de la producción de fotosintatos y un papel ecológico, cuando se analiza el papel que juegan el CO 2 y el H2O en el proceso. Uno de los principales aportes de la fotosíntesis al ambiente es la producción de oxigeno durante su desarrollo. Para que esto se lleve a cabo tiene que haber captación de energía lumínica por la planta, que al fijarse en el proceso fotosintético produce como un subproducto la producción de oxígeno a la biosfera, lo cual ha permitido la vida sobre la Tierra. La luz por lo tanto tiene un papel importante en la distribución local de las especies, por ejemplo en un bosque, plantas heliofitas las que se adaptan a pleno sol y las plantas esciofitas las que pueden desarrollar con luz indirecta y que son las que se encuentran en el sotobosque; un agroecosistema la luz es importante para el manejo del cultivo ya sea a pleno sol o con ciertos porcentajes de sombra. Es importante en ecología demostrar la producción de oxigeno de acuerdo a la cantidad de luz recibida por las plantas, aunque sea a nivel de laboratorio, ya que esto expone la importancia de este factor ecológico.

3.2. Objetivos Generales  Conocer y comprender la importancia que tiene la luz en la producción de oxígeno en las plantas. Específicos  Cuantificar por medio del número de cloroplastos la influencia de la luz en el proceso fotosintético de una población vegetal.  Cuantificar la producción de oxígeno en hojas de una planta seleccionada para el caso.

3.3.

Metodología

a. Procedimiento dos días antes del experimento a). Se seleccionarán dos hojas que queden aproximadamente a 1/4 y a 3/4 de la longitud de una rama de Elodea sp. (o de la especie que el Auxiliar de Laboratorio le indique), se colocan en un portaobjetos y se 9

examinan las células cercanas a la periferia de las hojas; ya logrado un buen enfoque (10x-40x) -en un solo plano- se cuenta el número de cloroplastos de veinte células (diez de cada hoja) y se registra el total. b). Luego se procederá a pesar dos muestras iguales de Elodea sp., de las cuales una muestra (10g) se mantendrá en la oscuridad, introduciéndola en un beaker cubierto con papel aluminio (procurando únicamente evitar la entrada de luz), hasta al día del experimento (2 días después), mientras que la segunda muestra se mantendrá en un beaker expuesto a la luz solar. b. Procedimiento el día del experimento 1. Armar el sistema  Colocar en el fondo del matraz la muestra de Elodea sp. que se mantuvo a la luz.  Llenar completamente un matraz erlenmeyer, con una solución de bicarbonato (3g/lt).  Cerrar el matraz con el tapón de goma que lleva un tubo de vidrio en forma de "S".  Colocar en el tubo de vidrio en forma de “S” una escala (regla) como se muestra en la Figura 1.  Agregar 1 ml de agua con colorante al tubo de vidrio en forma de “S” (auxiliarse con una micropipeta) y observar en la escala, donde queda uno de los extremos de la columna de agua.  Se repetirá el procedimiento con la planta que estuvo en la oscuridad, quitando la cubierta de papel aluminio.

Figura 1: Ejemplo del sistema de Elodea sp. c. Funcionamiento del Sistema  Se colocarán ambos sistemas, al mismo tiempo, bajo una fuente de luz artificial.  Durante 10 min., se debe de observar a cada minuto el desplazamiento de la columna de agua en la escala (tomar en cuenta que lo que se mide es una distancia de desplazamiento, por lo que a partir de esto hay que calcular el volumen de O2 desplazado) y registrarlo en una boleta. 10

 Se realizará un nuevo conteo de cloroplastos para ambas muestras de Elodea sp. 3.4.

Materiales y equipos            

2 matraces erlenmeyer de 250 ml 2 beaker de 250 ml 2 tapones de goma 2 tubos de vidrio e 0.3 cm. en forma de S 1 luz artificial 1 microscopio óptico 2 portaobjetos y cubreobjetos 1 micropipeta Plantas de Elodea sp. (o bien otra especie que se utilice) Solución de bicarbonato sodio (3g/l) Papel aluminio 1 regla con de 5 cm de largo (dividida en mm)

1

3.5.

2

3

4

5

Análisis de la información

a) Con base en el volumen de agua desplazada, calcular el volumen de O 2 desplazado (volumen de oxigeno acumulado en los 5 minutos). b) Elabore una gráfica colocando el volumen desplazado de O 2 en el eje de las ordenadas y el tiempo en el eje de las abscisas, tanto sus mediciones con las plantas en oscuridad y las plantas con luz. c) Aplique la prueba estadística de 't' de student para determinar si existe diferencia significativa en el número de cloroplastos de cada rama. Favor de consultar el libro de Estadística General del Dr. Ezequiel López, pagina 203. Link: https://issuu.com/byrong/docs/estad__stica_v-1-2015  Hacer la discusión de sus resultados  Elaborar un informe con todas las partes que este lleva.  Elaborar la siguiente hoja de trabajo y adjuntarla a su informe f.1 Explique desde el punto de vista ecológico el comportamiento fotosintético de las plantas adaptadas a pleno sol y las de sombra. f.2 Explique en el proceso fotosintético como se lleva a cabo la liberación de oxígeno. 11

f.3 Exponer que aplicación que se puede hacer con base en lo realizado en esta práctica.

4. Practica 4. fauna del suelo y tipo de distribución 4.1.

Introducción

La distribución espacial de una población es una de sus características principales. La distribución espacial de las especies es de importancia en las carreras de agronomía, ya que en el caso de plantas ayuda a definir su manejo ya sea para su conservación o para erradicación en el caso de plantas no deseadas. En el caso de animales, especialmente insectos en plantas o en suelo, es de importancia para determinar, planes de manejo cunado sus poblaciones se convierten en plaga. Existen tres patrones básicos de dispersión: uniforme, al azar y por conglomerados. La distribución de los organismos en la naturaleza es raramente uniforme, solo en el caso de área de cultivo o plantaciones forestales, en realidad casi siempre se da por conglomerados. Una distribución verdaderamente al azar (en la cual la posición de un individuo es completamente independiente de la posición de cualquier otro individuo en la población) puede ser posible en algunas especies.

12

La distribución de la macrofauna del suelo (insectos principalmente), es factible utilizarla, ya que los organismos que viven en ella tienen poca movilidad, y proporciona información importante para determinar patrones de distribución espacial. Existen principalmente dos métodos para describir la distribución espacial. Una es por medio de gráficas obtenidas a través de la distribución de Poisson y el otro procedimiento involucra métodos estadísticos.

4.2. Objetivos Objetivo General Establecer los patrones de destrucción de macro fauna del suelo, y diferentes formas de calcularlas. Objetivos Específicos  Realizar los cálculos para establecer la distribución de macro fauna del suelo por diferentes métodos.  Comparar y discutir los diferentes métodos de cálculo de la distribución de macro fauna en el suelo.  Discutir sobre la importancia del tipo de distribución de las poblaciones para su control, conservación y manejo.

4.3.

Metodología/ actividades a desarrollar

En trabajo se desarrollara en los grupos de laboratorio previamente establecidos en donde se van a Realizar dos muestreos, uno en un área de cultivos y otros en un área boscosa. En cada área realizar lo siguiente a) Escoger una parcela de 2.0 x 1.5 m en una zona boscosa y una parcela de 2.0 x 1.5 m en una zona de cultivos. b) Dividir cada parcela en cuadrantes de 0.5 x 0.5m dando un total de 12 cuadrantes por parcela.

2.0 m

1.5 m

13

Figura 1. Esquematización de la parcela de muestreo. c) Identificar cada cuadrante, ya sea por medio de números o letras. Para mayor facilidad se aconseja hacer un croquis de la parcela y ubicar en este los cuadrantes y su correspondiente identificación. Describir las siguientes características de las áreas muestreadas:  Textura del suelo al tacto  Color del suelo  Historial de cultivos (área cultivada)  Descripción general de la vegetación (área boscosa) d) Obtener una muestra de aproximadamente 500 g de suelo de cada cuadrante a una profundidad de 0 a 10. e) Las muestras deben ser colocadas en papel e introducidas en bolsas plásticas, debidamente identificadas a lápiz con la siguiente información: e.1) Ubicación de la parcela (bosque o cultivo) e.2) identificación de los cuadrantes. La identificación se debe hacer en el campo. f) Una vez identificadas las muestras se deberán transportar al laboratorio, evitando cualquier aumento de la temperatura. Colocarlas en un lugar seguro para trabajarlas. Para el trabajo en el laboratorio, se debe colocar papel periódico en las mesas y sobre este colocar sus muestras, tienen 8 días a partir de su muestreo para trabajar. Posterior a esto en la limpieza se tiran aquellas bolsas que no hayan sido trabajadas. g) Una vez en el laboratorio, se debe de hacer una separación de la entomofauna del suelo, por muestra, desmenuzando las muestras y pasándolas por diversos tamices. Una vez hecha la separación se procede a realizar una clasificación de la entomofauna. En esta práctica se presenta esquemas sobre algunos insectos para ayudar en la identificación de estos (Fig. 6). Recuerde va a encontrar varias especies por cada muestra debe hacerse el recuento por cada. h) Hacer un registro por muestra de individuos encontrados en cada especie, registrándolos en una boleta como la que a continuación se presenta en el Cuadro 1. Cuadro 1. Modelo de cuadro para consignación de datos de campo. Parcela: ___________ Especie

Muestra (código)

(No. de individuos de la misma especie) 14

Densidad

Ejemplo para realizar los pasos g y h: Separación y registro de la entomofauna Se realiza la separación y conteo de insectos por muestra y se reportan los datos de la siguiente forma: (Se pone el ejemplo para la especie Campolea sp., pero tener muy en cuenta que esto mismo hay que hacer por cada una de las especies encontradas). Cuadro 2. Ejemplo de muestreo por cuadrantes para Campolea sp. Parcela: Área de cultivo Especie

Muestra o parcela Densidad a1 2 a2 4 a3 2 b1 1 b2 1 b3 0 Campolea sp. c1 1 c2 1 c3 1 d1 1 d2 0 d3 3 Nota: Para cada especie se hace una tabla similar 2. Determinar el tipo de distribución para cada población de organismos, por diferentes métodos: Método de Poisson (probabilidad y método gráfico) Métodos estadísticos (Razón varianza-media, Índice de Morisita y Prueba de t de Students). Al final de esta práctica se explica cada método por medio de un ejemplo, favor de leerla y tomarla en cuenta para sus cálculos. 3. Para cada método utilizado, comparar y establecer si existe una diferencia en cómo se distribuyen las poblaciones de fauna del suelo de acuerdo a su hábitat: cultivo o bosque. Hacer un cuadro por cada especie donde compare los diferentes métodos, puede ser un cuadro como el Cuadro 3. 15

Cuadro 3. Modelo de cuadro para consignar datos de los cálculos de distribución de la especie. Especie ____________________ Hábitat ___________ Método Tipo de distribución Uniform e Al azar Conglomerados Probabilidad de Poisson Método gráfico de Poisson Relación varianza-media Índice de Morisita Prueba de t de Students Con base en estos resultados discutir sobre los diferentes métodos utilizados y establecer de acuerdo al criterio del grupo, cual es el más conveniente a utilizar. 4. Con base en sus resultados y en literatura consultada, discutir acerca de la importancia de la distribución de las poblaciones para su control, conservación y manejo.

4.4. Anexo Explicación de los métodos para establecer la distribución espacial de las especies y ejemplo hipotético. Tomando de base la distribución de Campolea sp., se explicará cómo desarrollar cada método de cálculo: Parcela: Área de cultivo Especie

Campolea sp.

Muestra o parcela a1 a2 a3 b1 b2 b3 c1 c2 c3 d1 d2 d3

Densidad 2 4 2 1 1 0 1 1 1 1 0 3 16

1. Método de Poisson “La teoría matemática indica que si la dispersión de individuos de una población es al azar, entonces las probabilidades de encontrar X individuos en un cuadrante, se ajusta a lo que se conoce como la probabilidad de Poisson“. a. Probabilidad de Poisson En la metodología descrita en la parte inicial de la práctica, un área es dividida en cuadrantes y en cada cuadrantes se hace un conteo de individuos. Para calcular la dispersión por este método es necesario conocer el número de individuos por cuadrante y la media, es decir el promedio de individuos que se encuentra por cuadrante. Con estos datos se puede obtener la proporción o probabilidad de encontrar cierta frecuencia de cuadrantes (f(X)) con X individuos (¿en cuántos cuadrantes se repiten x individuos?), que daría como resultado una distribución al azar; a esto se le conoce como la probabilidad de Poisson. Estas probabilidades obtenidas son probabilidades teóricas que sirven como “plantilla” con la cual se puede comparar las probabilidades observadas en el campo. Si las probabilidades observadas son iguales a las teóricas, podemos decir que la población se distribuye al azar. Si no es así, es necesario utilizar ya sea el método gráfico de Poisson o bien los métodos estadísticos, los cuales se explicarán más adelante. Con los datos obtenidos del muestreo se procede de la siguiente forma: Se utilizarán los datos del ejemplo de Campolea sp. dado anteriormente. b.

Obtener la Media de la población (µ). La media se calcula con base en el número de individuos que se encontraron en el área de estudio (N) y el número de cuadrantes en los que fue dividida el área.

Para el ejemplo, el número total de individuos encontrados de Campolea sp. es de N = 17, y el área donde se realizó el muestreo fue dividida en 12 cuadrantes (n = 12), por consiguiente la media para la población es de:

μ=

N 17 = =1.42 n 12

c. Establecer el número de individuos por cuadrantes (X) Ver la densidad por cuadrante del ejemplo de Campolea sp., donde se puede notar cuadrantes con X = 0, 1, 2, 3 y 4 individuos. Cuadro 4 Individuos de Campolea sp. por cuadrante Número de individuos (X) 17

0 1 2 3 4 d. Establecer el número de cuadrantes que contienen X individuos (Frecuencia observada f(X)) Con base en los datos tabulados para Campolea sp. se establece la frecuencia observada f(X), es decir cuántos cuadrantes tienen X = 0, cuantos cuadrantes tienen X = 1,… etc. En este caso 2 cuadrantes poseen X = 0; 6 cuadrantes poseen X = 1,…etc. Cuadro 5. Frecuencia observada para Campolea sp. Número de Frecuencia individuos observada (X) f(X) 0 2 1 6 2 2 3 1 4 1 5 0 Nota: Para obtener un mayor número de datos y que sea más confiable la información, se agrega X = 5, donde obviamente f(X) = 0.

e. Obtener la probabilidad teórica de Poisson P(X) En este paso se calculan las probabilidades que indicarán, la proporción de cuadrante con X individuos de Campolea sp. que teóricamente debe de existir para obtener una distribución al azar. Para calcular la probabilidad de Poisson se utiliza la siguiente fórmula:

−u x

Donde:

e u P( X )= X!

P(X) = Probabilidad de Poisson e = base del logaritmo natural (2.71828) μ = media X! = X factorial En el paso 1 se obtuvo una media igual a 1.42, por lo tanto la probabilidad de Poisson para 18

X = 0 es: e−1.42∗1.42 x e−1.42∗1 P (x )= = =0.242 x! 1

y así se calculan las demás. Cuadro 6. Probabilidad de Poisson para Campolea sp.

Número de individuos (X) 0 1 2 3 4 5

f.

Frecuencia observada f(X) 2 6 2 1 1 0

Probabilidad de Poisson P(X) 0.242 0.342 0.244 0.118 0.041 0.012

Probabilidad observada

Ahora que ya se tiene la “plantilla” (probabilidades de Poisson), se calcula la probabilidad observada p(X), para cada frecuencia observada f(X).La probabilidad observada representa el porcentaje de cuadrantes con X individuos de Campolea sp. De acuerdo a la siguiente formula: p (x )=

f (x) 2 = =0.167 n 12

En donde: p(X) = Probabilidad observada f(x) = Frecuencia observada n = total de cuadrantes (en este ejemplo n = 12) Cuadro 7. Probabilidades observadas para Campolea sp. Número de Frecuencia Probabilidad de Probabilidad individuos (X) observada f(X) Poisson P(X) observada p(X) 0 2 0.242 0.167 1 6 0.342 0.500 2 2 0.244 0.167 3 1 0.118 0.083 19

4 5

g.

1 0

0.041 0.012

0.083 0.000

Interpretación de datos:

De acuerdo con el Cuadro 7, al comparar las probabilidades teóricas de Poisson (tercera columna), con las probabilidades observadas (cuarta columna), se puede notar que no son iguales, por lo que se puede concluir que la distribución de la población de Campolea sp. no es al azar. Se necesita por consiguiente analizar los datos con otros métodos para establecer qué tipo de distribución posee la población.

2.

Método gráfico

Como se mencionó en la sección anterior, la Probabilidad de Poisson muestra los datos que determinan una distribución al azar de una población; de igual forma, al graficar la Probabilidad de Poisson P(X), la gráfica que se obtiene es una “plantilla”, del comportamiento gráfico de una distribución al azar, contra la cual se compara la gráfica obtenida de las probabilidades observadas p(X) y así se determina el tipo de distribución. La gráfica que representa una población con distribución al azar muestra un comportamiento como el de la gráfica a continuación: Distribución al azar de una población con una media de 1.20

0.4 0.35 0.3 P(X)

0.25 0.2 0.15 0.1 0.05 0 0

1

2

3

4

5

6

(X)

Figura 2. Distribución de Poisson 20

Aunque los puntos pueden variar dependiendo del valor de la media de la población, el patrón de comportamiento siempre es el mismo. Distribución de Poisson para diferentes medias de poblaciones 0.4 0.35

μ = 1.0

0.3

μ = 2.0

P(X)

0.25

μ = 3.0

0.2

μ = 4.0

0.15 0.1 0.05 0

0

2

4

6

8

10

12

(X)

Figura 3. Distribución de Poisson para diferentes medias poblacionales Cuando una población posee una distribución no al azar, como la distribución uniforme o por conglomerado, la gráfica se comporta de una forma diferente. Probabilidad de encontrar X para dispersión al azar, uniforme o por conglomerados 0.8 0.7 0.6

Uniforme

p(X)

0.5 0.4 0.3

Azar

0.2 0.1

Conglomerad

0 0

1

2

3

4

5

6

X

Figura 4. Tipos de dispersión, con base en valores de probabilidad p(X). Como se puede ver la gráfica que representa una distribución uniforme posee una probabilidad de 0.7 (70%) de encontrar 1 individuos por cuadrante. Es decir que de cada 100 cuadrantes, 70 posee un individuo. Esto da una distribución uniforme casi perfecta. 21

En el caso de la distribución por conglomerados existe 43% de cuadrantes que tendrán 0 individuos, el resto está divido en grupos conformados por 1 a 4 individuos. Para el ejemplo que se está trabajando, incluir en una misma grafica las probabilidades teóricas y esperadas de Poisson y comparar. En eje de las x colocar el número de individuos por cuadrante (X) y en el eje y las probabilidades. Figura 5. Pobalidades teoricas y esperadas para distribución de Campolea sp. 0.6 Probalidad teorica de Poisson

0.5

Probalidad esperada

0.4 0.3 0.2 0.1 0

0

1

2

3

4

5

Figura 5. Probabilidad de Poisson y observada, para el ejemplo de Campolea sp. 1. Comparar las gráficas y establecer el tipo de distribución Como se puede ver en la gráfica del ejemplo, la probabilidad observada para Campolea sp. no se ajusta a la gráfica que representa una distribución al azar (Probabilidad de Poisson), por lo que no se puede sacar una conclusión definitiva. 3.

Métodos estadísticos

a.

Razón varianza-media

En una población que posee una distribución al azar, la media de la población (μ) es igual a la varianza de la muestra poblaciona (s 2), por lo que la razón varianza/media para esta población seria S2 =1 μ Una menor que 1.0 indica una distribución uniforme, y una razón mayor que 1.0 indica una distribución por conglomerados. 22

Utilizando los datos del ejemplo para la población de Campolea sp., se procede de la siguiente forma:

1. Obtener la varianza para la población. Donde,

Varianza

2

s=

∑X

2

−

(∑ X )

2

X = f(X) * X X2 = f(X) * X2 n = número de cuadrantes

n

n−1

Por consiguiente: ΣX (número de individuos) =17 (ΣX)2 = 289 ΣX2 = 39 n = 12

2

s=

289 12 =1.35 11

39−

2. Obtención de la media De acuerdo al siguiente formula

μ=

N n

Donde: N = número de indivíduos n = número de cuadrantes Por consiguiente; N =17 n = 12

μ = 17 = 1.42 12

3. Obtener la Razón varianza-media. s 2 1.35 = =0.95 μ 1.42 Como se puede observar, con este método estadístico la distribución de la población de Campolea sp. tiende a ser uniforme. 23

b.

Índice de Morisita (Id)

Este método es uno de los más precisos para la obtención de la distribución. Con este método si Id = 1, la dispersión es al azar; si Id = 0, la dispersión es uniforme; si Id = n, la dispersión es por conglomerados. El Id se calcula por medio de la fórmula:

X 2−N ∑ Id=n∗

(

N ( N−1 )

)

Donde: ΣX2 = f(X) * X2 (a partir del Cuadro 5), o bien elevando al cuadrado cada valor de densidad del Cuadro 2 y sumarlos. N = número de individuos n = número de cuadrantes Para nuestro mismo ejemplo ΣX2 = 39 N = 17 n = 12 =0.97 ( 17∗39−17 ( 17−1 ) )

Id=12∗

En este caso el dato que obtenemos, por ser menor a 1 indica que la distribución tiende a ser uniforme.

c. Prueba de t La prueba de t establece únicamente si una distribución es al azar o no. Si el valor de t observada es igual o mayor al valor de t tabulada al 95%, entonces la población se distribuye al alzar; de lo contrario es uniforme o en conglomerados. 1.

Obtener la desviación estándar.

Desviación estándar

Sx=

donde,

√

σ n

σ = varianza n = número de cuadrante 24

Por consiguiente, σ = 1.35 n = 12 1.35 Sx= =0.335 12

√

2.

t=

Obtener t observada

Id Sx

Donde: Id = Índice de Morisita Sx = Desviación Standard Por consiguiente, t observada Id = 0.97 Sx = 0.335

donde, t=

0.97 =2.896 0.335

3. Comparar el valor de t observada y t tabulada t tabulada se calcula con 16 grados de libertad (17-1), al 95% de probabilidad. t tabulada = 2.120 (ver Tabla A3 al final de la práctica) t observada = 2.896 El resultado indica que la t observada es mayor que la t tabulada, por consiguiente, se puede afirmar que la distribución de la población de Campolea sp. es al azar. Cuadro resumen de la distribución de Campolea sp. Especie Campolea sp. Hábitat: Cultivo Método Tipo de distribución Uniforme Al azar Conglomerados Probabilidad de Poisson Posible Posible Método grafico de Poisson Posible Posible Relación varianza-media 0.95 Índice de Morisita 0.97 Prueba de t de Students 2.896>2.120 25

De acuerdo con los resultados, tomando en consideración que el Índice de Morisita (ID) es el más potente en este cálculo y que la relación varianza- media tiene igual tendencia que el ID, puede concluirse que la distribución probable de estas especies es uniforme. 4.5.

Recursos I.1 Materiales y equipos  Cinta métrica (mínimo de 5 m.)  Pala y machete  40 estacas  Rafia  Etiquetas de papel y lápiz  Bolsas plásticas (de una libra)  Lupa

4.6. Evaluación (Indicadores de Logro) Presentar un informe con todas las partes correspondientes. Los resultados son todos los métodos explicado en esta guía aplicados a sus datos de campo. Hacer un cuadro comparativo como el que se propone arriba. Elaborar una discusión de sus resultados y a partir de estos concluir. Campolea 4.7. Bibliografía Dipluro Franco L., J. 1985. Manual de Ecología. Trillas, México. 266 p.

Microentomon Protura

Armallidiriu Crustáceo, Isópodo

PolyzoniumDiplópodo

Geopphilus, Quilópodo

Acaro Arácnida

Lithobius Quilópodo

26

Thysanura

Figura 6. Ejemplos de la entomofauna del suelo.

27

Figura 8. Tabla de t de student

28

5. Practica 5: simulación del crecimiento poblacional 5.1.

Introducción

Una población biológica puede definirse como el conjunto de individuos de la misma especie que ocupan e interactúan en un lugar determinado y que tienen en conjunto propiedades estadísticas tales como natalidad, mortalidad, velocidad de incremento, estructura por edades, etc., las cuales son específicas de su nivel de organización. Las poblaciones biológicas deben concebirse como unidades dinámicas, es decir, con cambios constantes en sus propiedades, que se reflejan en cambios de tamaño. En esta dinámica el comportamiento del crecimiento de una población puede expresarse por medio de modelos sencillos que simulan la forma como ocurren en la naturaleza. En esta práctica se pretende conocer el comportamiento de una población a través de una simulación, se utilizarán variables estadísticas para su estimación. 5.2.

Marco Teórico

El tamaño de una población depende del equilibrio entre las tasas de incremento y las de decremento (Figura 1). INMIGRACIÓN +

NATALIDAD +

DENSIDAD

MORTALIDAD -

Figura 1. Flujo de interacciones para la determinación de la densidad de una MIGRACIÓN población. 1. Tasa intrínseca de crecimiento (r) y crecimiento exponencial de las poblaciones Esta tasa se expresa en una población cuando las condiciones del medio son ilimitadas, por ejemplo, en espacio, alimento, y tambien otros organismos ejercen efecto limitante, entonces la tasa de crecimiento se hace constante y máxima para las condiciones micro- climáticas existentes. Este valor caracteriza a una población con una estructura particular de edades y es un índice único del potencial inherente a la población para crecer. Se designa por el símbolo r, que es el factor de la ecuación diferencial para el crecimiento de una población en un entorno ilimitado en condiciones físicas específicas. Se obtiene a partir de ecuación de crecimiento poblacional: dN/dt=rN (Ecuación 1)

29

La tasa intrínseca de crecimiento, también se puede considerar como un coeficiente instantáneo del crecimiento de la población, por lo que la población se puede calcular como: Nt=N0ert (Ecuación 2) Donde, Nt = tamaño de la población en un tiempo t N0 = población inicial t = tiempo desde que se inició el crecimiento e= la base de logaritmo natural r = tasa intrínseca de crecimiento poblacional a. Crecimiento exponencial (r)

Al graficar el tiempo y el tamaño de la población, se obtiene la Figura 2, donde la curva representa el crecimiento exponencial (r).

Nt

r

t Figura 2. Relación exponencial

b.

Expresión lineal de la ecuación exponencial

La ecuación 2 de crecimiento poblacional, también puede expresarse en forma lineal, como se presenta la Figura 3. Para esto hay que convertir la ecuación anterior

Aplicando log. Natural N1 = N0ert lnN1 = lnN0 + rt

r = lN1 – lnN0 t

r = lnN1 – lnN0 t2 – t1 30

En este caso N1=Nt De esta forma es más sencillo el cálculo de r Nt r

t Figura 3. Expresión lineal del crecimiento exponencial

c. Crecimiento poblacional logístico Las curvas de crecimiento en un medio limitado en recursos (como es en la naturaleza), muestran una característica forma en S o sigmoidea. Esta se llama la curva logística en la cual pueden reconocerse tres fases (Figura 4)

Nt= K

III K/2

II I

Figura 4. Crecimiento logístico

Fases de la curva logística. i.Los individuos se están ajustando a las nuevas condiciones y pueden presentar un retraso en el crecimiento. ii.

Hay un crecimiento exponencial sin limitaciones en espacio y alimento hasta K/2 que representa la máxima velocidad de crecimiento, a partir de él comienza a manifestarse la presión del medio ambiente a través de los factores dependientes de la densidad. El punto K/2 también se denomina punto de inflexión y se llama así porque la curva cambia de concavidad.

iii.

Cuando Nt = K la curva se hace asintótica. Típicamente, sin embargo, una población no mantiene una Nt máxima constante sino que presenta cierta fluctuación, por lo que la K debe calcularse como la media geométrica de varias estimaciones en el tiempo. La ecuación diferencial que describe el modelo logístico de crecimiento es: (Ecuación 3) dN K −N

dt

=rN

(

K

)

Donde: K= Capacidad de carga de crecimiento poblacional si N = 0; dNIdt = rN (crecimiento exponenciai) 31

si N = K;dNIdt = 0 (no hay crecimiento) La integración de la ecuación 3 da como resultado la siguiente ecuación: K N t  1  an e (Ecuación 4) Donde: Nt = número de individuos en un tiempo t K = capacidad de carga del ambiente a= factor proporcional al número inicial de individuos t= tiempo r= tasa instantánea de crecimiento poblacional

K −No (Ecuación 5) No Para facilitar la obtención de los parámetros se recurre a una transformación lineal de la a=ln K

ecuación 4 Nt( 1 + ea-rt) = K Nt + Ntea- rt = K K  Nt ea- rt = Nt  K  Nt    a - rt= ln  Nt 

a

(Ecuación 6)

Pendiente = r = b

Figura 5. Transformación lineal El resultado de esta transformación es una recta (Figura 5) en la que el valor absoluto de la pendiente es r y la ordenada al origen tes a. 5.3.

Objetivos



Aplicar los principales modelos de crecimiento de una población por medio de simulación.



Explicar cómo actúa la tasa intrínseca de crecimiento (r) y la capacidad de carga ambiental (K) en el crecimiento de una población.

5.4. Equipo y Materiales  Tablero de ajedrez con cuadriculas de 8 x 8 cm (puede construirse con cartulina blanca).  1 marco de madera de perímetro interno igual al del tablero.  1 vaso de precipitados (vaso de duroport). 32

 

1 libra de frijoles (de cualquier color). Programa de simulación de poblaciones Populus

5.5. a.

Metodología

Simulación para el cálculo de la tasa intrínseca de crecimiento (r)

Durante este ejercicio se simularan tres formas distintas de “crecimiento" poblacional que se denominaran: a) Juego del crecimiento explosivo. b) Juego de la permanencia. c) Juego de la extinción (decremento exponencial). 1. Juego del crecimiento explosivo Coloque el tablero con el marco sobre la mesa de trabajo; ponga en el vaso 10 semillas y arrójelas sobre el centro del tablero desde una altura aproximada de 25 cm. Considere 10 como su tamaño poblacional inicial (N 0). La letra t indica el tiempo o en este caso el número de tiro que se hace. Reglas del juego del crecimiento explosivo. 1. Cada individuo que caiga en cuadro negro, muere. 2. Cada individuo que cae en cuadro blanco, se reproduce, esto es, se multiplica por un valor C donde C debe ser ≥ 3. De acuerdo con estas dos reglas calcule el tamaño poblacional de la siguiente generación. Ejemplo: Si N0 = 10 y C = 3 y al arrojar los frijoles al tablero se obtuviera la siguiente disposición:

Cuadro 1. Resultados del juego del Crecimiento explosivo.

Cuadr o Blanco Negro

Número individuos Por cuadro 6 4

de

Simulando natalidad y mortalidad, respectivamente. Supervivientes x factor de multiplicación (C) = N (siguiente generación) 6∗3=18 ( N ) 33

La siguiente generación N, se considera de tamaño 18, y se repite el procedimiento arrojando ahora 18 individuos; para anotar sus datos utilice la Tabla de trabajo 1 adjunta. 2. Juego de la permanencia Reglas del juego de permanencia. 1. Cada individuo que caiga en cuadro negro, muere. 2. Cada individuo que caiga en cuadro blanco, sobrevive y se reproduce con una C = 2. Inicie en este caso con 50 individuos; utilice la tabla de trabajo 2 para anotar sus datos. 3. Juego de la extinción (decremento exponencial). Inicie con 100 individuos; se aplican las mismas reglas que en b) pero C = 1 (Los individuos que caen en el cuadro blanco sobreviven, pero no se reproducen); utilice la tabla de trabajo 3. Tabla de trabajo 1 Numero de sobrevivientes T Nt inicial Número de muertos Nt+1 = S*C (s)

T

Nt

Tabla de trabajo 2 Número de muertos Numero de sobrevivientes (Cuadros negros) (s) (Cuadros blancos)

Nt+1 = S*C

34

T

Tabla de trabajo 3 Número de muertos Numero de sobrevivientes (Cuadros negros) (s) (Cuadros blancos)

Nt

Nt+1 = S*C

Elabore las gráficas de crecimiento (Nt vrs. t) para cada una de las simulaciones y discutirlas. Calculo de r Obtener la r teórica para cada uno de los juegos. r teórica esperada r(esperada) = In Ro (Ecuación 7) Ro teórica (tasa neta de incremento) N t 1 Ro = N t

(Ecuación 8)

Calculo de r mediante el análisis de regresión lineal Ejemplo de cómo calcular rc a través de un análisis de regresión lineal Cuando se realiza un análisis de regresión lineal, lo que se obtiene es una ecuación que nos describe el comportamiento de una gráfica. La ecuación contiene los parámetros a y b, donde a es el intercepto de la gráfica con el eje y, y b es la pendiente. Para esta práctica la pendiente, b es igual a rc o r calculada. Para hacer el ejemplo se utilizará los datos obtenidos durante el juego de crecimiento explosivo Paso 1. Llenar la Tabla de trabajo 1 de la práctica de simulación para el cálculo de la tasa intrínseca de crecimiento ( r )

T Ntinicial 1 2 3 4 5 6

10 18 27 42 66 123

Tabla de trabajo 4 Número de Numero de sobrevivientes muertos (s) 4 6 9 9 13 14 20 22 25 41 50 73

Nt+1 = S*C 18 27 42 66 123 219 35

7 8 9 1 0

219 387 711 1050

90 150 361 398

129 237 350 652

387 711 1050 1956

Paso 2.

Para realizar un análisis de regresión linear se debe de indicar cuál es la variable independiente (x) y cuál es la variable dependiente (y). En este ejemplo la variable independiente es t y la variable dependiente es Nt inicial. t Ntinicial (x) (y) 1 10 2 18 3 27 4 42 5 66 6 123 7 219 8 387 9 711 10 1050

Paso 3.

Ya identificados x y y, se debe de realizar la gráfica de dispersión de puntos. t vrs Nt inicial 1200 1000

Nt inicial

800 600 400 200 0 0

2

4

6

8

10

12

t

Paso 4.

Comparar la gráfica con los modelos existentes para establecer el modelo al cual mejor se ajusta. (ver anexo al final de la práctica) Para nuestro ejemplo el modelo que más se le aproxima es el modelo exponencial. Para este modelo, la ecuación es y = a*eb*x (ecuación 9) Donde, y = valor estimado para la ecuación a = punto en donde la recta corta al eje vertical 36

e = logaritmo base e b = coeficiente de regresión o pendiente de la recta x = valores de la variable independiente Paso 5.

Para facilitar el cálculo de los parámetros se debe de linealizar la ecuación de tal forma que quede de la siguiente forma: y = a + bx. (Para linealizar otro tipo de ecuaciones ver anexo al final de la práctica) Entonces para y = a*eb*x se debe de aplicar logaritmo natural (ln) en ambos lados de la ecuación: Ln y = ln a + bx (ecuación 10) Ahora ya se tiene una ecuación linealizada y se puede calcular los parámetros. Paso 6. Calcular los estimadores a y b para establecer la ecuación de la gráfica La ecuación para los estimadores a y b se obtienen con las siguientes fórmulas: b = Σxy - Σ x * Σ y n (ecuación 11) 2 2 Σ x - (Σ x) n donde, b = pendiente de la recta n = número de parejas utilizadas ( en el caso del ejemplo, n = 10)

a = ŷ – bx 12)

(ecuación

donde, ŷ = promedio de y b = pendiente de la recta x = promedio de x

Tabla 7. Valores para el cálculo de los parámetros Nt inicial t (x) (y) ln y ** x*ln y x2 1 10 2.30 2.30 1 2 18 2.89 5.78 4 3 27 3.30 9.89 9 4 42 3.74 14.95 16 5 66 4.19 20.95 25 6 123 4.81 28.87 36 7 219 5.39 37.72 49 8 387 5.96 47.67 64 9 711 6.57 59.10 81 10 1050 6.96 69.57 100 2 Σ x = 55 Σ y = 2653 Σ ln y = 46.10 Σ x*y = 296.80 Σ x = 385 ** Cuando se linealiza la ecuación exponencial y se convierte en ln y (ecuación 10) Entonces, para calcular el parámetro b: b = Σ xy - Σ x * Σ y b = 296.80 - 55 * 46.10 n = 10 = 0.524 37

Σ x2 - (Σ x)2 n

385 - (55)2 10

Para calcular el parámetro a: ŷ = Σ ln y = 46.10 = 4.61 n 10

x = Σ x = 55 = 5.5 n 10

Entonces: a = ŷ - bx = 4.61 - (0.524 * 5.5) = 1.728 Por consiguiente el modelo de la gráfica es el siguiente: ln y = ln a + bx ln y = 1.728 + (0.524 * x) Paso 7. Una vez obtenido el modelo linealizado, se debe de regresar a su forma original, en este caso a la forma exponencial y = a*eb*x Para hacerlo se debe de aplicar la base e en ambos lados de la ecuación: (e)ln y = e (1.728 + (0.524 *x)) y = 5.629 e0.524*x Para esta práctica la pendiente, b es igual a rc o r calculada. Por consiguiente, la rc para este modelo de crecimiento es 0.524. Para cada simulación calcule r por medio de análisis de regresión lineal y compárela con la r teórica mediante una prueba de t con n - 2 grados de libertad, 0.5 t

= rc  rE Sr

(Ecuación 9)

Donde: rc = "r" calculada mediante regresión rE = "r" teórica esperada n = número de puntos de la regresión Sr = desviación standard de r

Sr = Donde, SCy

=

Y

Y 

2

-

SCy  SC ' y  SCx  n  2

 X 

2

n

  X  Y   XY  n  SC’y = 

S Cx =

X

2

-

2

n

2

SCx

38

b.

Simulación para el cálculo de la capacidad de carga ambiental (K)

1.

Procedimiento Coloque su tablero y haga las tiradas dejando caer los frijoles del vaso de precipitados en la parte central desde 30 cm de altura; procure que todas las tiradas sean semejantes. Considere un organismo que se reproduce por bipartición y que la población se inicia a partir de un individuo; hasta llegar a por lo menos 300 frijoles. 2. Las reglas de reproducción son las siguientes a) b) c)

Si cae un fríjol aislado en un cuadro, se reproduce como se señaló. (bipartición) Si caen dos frijoles en el mismo cuadro, no se reproducen, pero persisten en la siguiente generación. Si caen tres frijoles o más en el mismo cuadro, todos ellos mueren (no aparecen en la siguiente generación).

Registre sus datos en la Tabla de trabajo 5. Siga haciendo sus tiradas hasta que consecutivamente, en diez de ellas no haya un aumento consistente de Nt. Graficar los datos obtenidos por medio de Nt vrs. t 3. Cálculos y análisis de resultados Calcule K como la media geométrica de las diez últimas tiradas.

Efectúe la regresión de sus datos a partir de las formulas de la Tabla de trabajo 6, elimine los puntos que tengan N mayor que K. Sustituya sus parámetros a y r en la ecuación (recuerde que r tomada como valor absoluto), y prediga el tamaño poblacional para cada generación comparando con los datos empíricos. Grafique sobrepuestas las curvas obtenidas a partir del frijolero y de su modelo. Tabla de trabajo 5 T Nt M S A Nt+1

39

Donde: M = muertos (número de frijoles que quedaron en grupos de tres o más frijoles por cuadro) S = sobrevivientes (Nt – M) A = nuevos individuos agregados (número de frijoles que quedaron aislados en cuadros solos) Nt+1 = S+A Tabla de trabajo 6  K  Nt     K  Nt   K  Nt      Nt t (X) t2 (X)2   (ln )2 Nt Nt     t (X*Y) ln (Y) ln (Y)2

Nota: En su regresión no incluya a ninguna N t que sea mayor que K Nota: Baje la versión gratis de internet del programa Populus versión 5.4. Utilice los datos obtenidos de sus simulaciones y elabore las curvas de crecimiento poblacional exponencial y sigmoide. En su informe agregar las salidas obtenidas. Actividades para el reporte

a. Con base en los cálculos que realizó elabore y discuta las curvas de crecimiento explosivo, permanencia, extinción y sigmoidea. b. Utilizando los datos obtenidos, elabore las curvas de crecimiento por medio del programa Populus (puede bajarse en https://cbs.umn.edu/populus/download-populus). Es importante mencionar que para poder realizar la instalación del programa en el ordenador, es necesario instalar las versiones de Java para Windows o Mac, las cuales pueden ser descargadas en el siguiente enlace: https://www.java.com/en/download/manual.jsp b. Calcule y discuta r y K. c. Discuta con base en sus resultados y elabore sus conclusiones. d. Elabore un informe con todas las partes que debe tener. 40

5.6.

Cuestionario (agregarlo como parte del informe de la práctica)

a) ¿Qué aplicación práctica le encuentra el grupo al cálculo del parámetro r, en el manejo de poblaciones en una actividad agrícola o silvicultural? b) ¿Qué aplicación práctica le encuentra el grupo al cálculo del parámetro K, en el manejo de poblaciones en una actividad agrícola o silvicultural? c) ¿Qué opinión les merece el programa Populus, en cuanto a facilidad de cálculos y de interpretación de la información?

6. Practica 6: Determinación del valor de importancia en una comunidad vegetal 6.1.

Introducción

Una comunidad vegetal es un conjunto de poblaciones de diferentes especies que viven e interactúan entre sí y con su ambiente en área y tiempo determinado. En cualquier comunidad vegetal hay diferente número de especies (con abundancia variable desde comunes a raras), que caracterizan a la misma, pero cada una de ellas compite en luz, CO2, agua, nutrientes, espacio y otros. La(s) especie(s) que sea(n) más eficiente(s) en lograr aprovechar esta energía será(n) la(s) dominante(s), ya que tendrán bajo su control el sistema, teniendo a su disposición más luz, CO 2, agua, nutrientes y espacio y así aseguran su sobre vivencia. Entonces, las especies que conforma una comunidad, pueden clasificarse en una forma descendente, desde las más eficientes hasta las menos eficientes, en aprovechar la energía del sistema. La forma práctica de determinar este comportamiento ecológico, es por medio de la obtención de un valor de importancia (VI o IVI) de cada una de las especies que componen la comunidad. En esta práctica se aplicar el valor de importancia de Cottam, que es la suma de la frecuencia relativa, la densidad relativa y la cobertura o área basal relativa de cada especie (por lo que se llama una variable sintética). El valor obtenido representará la importancia ecológica relativa de cada especie mejor que cualquiera de sus componentes. Para determinar el Valor de Importancia (VI), se requiere realizar muestreos en parcelas. Para elegir el número de parcelas y el área de cada una se utiliza el método 41

de Relevé. Durante esta práctica se aprenderá a: a) determinar el área mínima de parcela; b) número de parcelas necesarias para poder calcular el VI de las especies de un área; y c) El Valor de Importancia de Cottam. 6.2.   

Objetivos

Determinar el área mínima de parcela en una comunidad vegetal. Determinar el número de parcelas necesarias para poder caracterizar una comunidad vegetal. Determinar el valor de importancia de una comunidad vegetal.

6.3. Materiales y métodos Materiales  Cinta métrica  Tabla para escribir acompañada por una bolsa transparente  Cordel o rafia  Calculadora  Hojas de papel milimetrado (mínimo Metodología  Machete 10 hojas) La práctica está compuesta por tres actividades, una seguida de la otra en un orden  Escalímetro y dos reglas grandes  Prensa para herborizar lógico, de manera que se empieza conociendo el área mínima optima de la comunidad,  Lápiz Papel periódico se sigue con la determinación del tamaño de muestra, y finalmente se calcula el valor Bolsas plásticas grandes de importancia de la comunidad. Favor de revisar su programa y tener en cuenta la lista de materiales que cada grupo tiene que tener el día de la práctica. 1. Área mínima de muestreo El método más usual para determinar el área mínima en el campo es el de las parcelas anidadas (método de Relevé). El procedimiento consiste en: a) Tomar una unidad muestrear inicial, para malezas se recomienda de 0.25*0.25m (0.0625m2) y para zonas de bosque (36m 2-40m2) y contar el número de especies presentes en esta área. b) Luego se hace otra parcela del mismo tamaño a la par de la primera como se muestra en la Figura 1 y se cuenta el número de especies nuevas presentes. c) Las siguientes parcelas se hace a la par de la anterior, duplicado el área y se continúa hasta que ya no aparezcan nuevas especies. Cada nueva unidad que se defina tiene que tener el mismo tamaño que el área acumulada de las unidades anteriores y la secuencia de las unidades debe ser en el sentido de las agujas del reloj (ver Figura 1). d) Para el registro de datos se utiliza la tabla que aparece a continuación. Nota: el tamaño de la parcela inicial puede variar, dependiendo de la comunidad a estudiar. En este caso es aplica a campos de cultivo, con el fin de conocer las malezas presentes. 42

Cuadro 1. Datos obtenidos para la estimación del área mínima de muestreo en un agroecosistema.

N.U M

1

2

3 4 5 6

Sp . a b c d e f g h i j k l m n o p Q Nin. Nsp *

Sp./ Sp. AC. n

m2

m2 AC

% sp.

% área

6

7

0.062 5

0.0625

41.17

1.56

4

11

0.062 5

0.125

64.17

3.12

3

14

0.125

0.25

82.35

6.25

2

16

0.25

0.5

94.11

12.5

1

17

0.5

1

100

25

0

17

1.0

2

100

100

Cuadro 2. Descripción de códigos de la tabla de registro. N.UM Sp. Sp/n Sp. AC m2 m2 AC % sp. % áea * NinNsp:

No. de unidad muestreal Nombre o código asignado a las especies que aparecen Número de especies nuevas Número de especies nuevas acumuladas Área de cada unidad muestreal en m2 Área acumulada en m2 Porcentaje de especies Porcentaje de área Ninguna nueva especie

43

6 A = 1.0

A = 0.0625

A = 0.125

2

3 A = 0.0625

5

1

A = 0.5

4 A = 0.25 Figura 1. Disposición espacial de las unidades por del método de relevé para determinar el área mínima de muestreo. e) Una vez completada la tabla, se grafica el área acumulada (X) contra el número de especies acumulado (Y). Para realizar adecuadamente la práctica se recomienda utilizar una escala similar a la presentada en la Figura 2.

20

15

número acumulado de especies

25

10 5

0.5

1

2

área en m2 acumulada

4

44

Figura 2. Área acumulada vrs. Especies acumuladas. f) Una vez hecha la gráfica, se traza una línea (1) del origen hasta donde termina la gráfica

Número de especies acumulado

25

20

15 10

Figura 3. Intersección de la grafica

(1) debe de tocar un g) Se dibuja una línea paralela (2) a la línea (1); esta nueva línea 5 punto de la gráfica. 0.5

1

2

4

Área acumulada (m2) Número acumulado de especies

(2)

25

20

15

(1)

Figura4. Realización de la línea paralela h. Se traza una línea (3) perpendicular al punto donde la (2) toca la gráfica 10

5

0.5

1

2

4

Número acumulado de especies

Área acumulada (m2)

(2))

20

20

15

(3) (1)

10

Figura 5. Trazo de línea perpendicular al punto donde la línea 2 toca la gráfica 5 i. Esta última línea indica el área mínima que debe de tener cada parcela para realizar el muestreo, sin embargo, con el fin de tener un área mayor y que se tenga la seguridad de realizar un muestro 0.5 representativo. 1 Se traza 2 una línea a 45 grados4 de la línea (3) Área acumulada (m2) 45

Número acumulado de especies

(2)

20

20

45

15

10

(1) (3)

Figura 6. Determinación final del área mínima de muestreo. 5 j) Esta corrección señala que el área por parcela será de 0.8 m 2. 2. Determinación del número de parcelas a muestrear 0.5 1 2 4 a). Realizar un reconocimiento del área de estudio. b). Determinar el tipo de0.8 muestreoÁrea conacumulada el cual(m2) se va a trabajar según el estado de la comunidad y su topografía (muestreo preferencial, aleatorio ó sistemático). c). En cada parcela tomar el número de especies presentes y anotar en el Cuadro 3. d). El número de parcelas se determinará por el método de fluctuación de la media de subconjuntos de unidades de muestreo. Ejemplo 1: Determinación del número de parcelas en una comunidad vegetal (malezas) Cuadro 3. Registro de datos para la determinación del tamaño de muestra. No. de unidades de muestreo 1 2 3 4 5 6 7 8 9 10 11 12

No. de especies o subconjuntos 10 8 15 12 16 8 9 10 11 8 10 10

No. acumulado de especies 10 18 33 45 51 59 68 79 89 97 107 117

Media de los subconjuntos 10 9 11 11.25 10.2 9.8 9.7 9.75 9.88 9.70 9.73 9.75

La media de los subconjuntos se obtiene dividiendo el número acumulado de especies entre el número de unidades de muestreo: Ejemplo (basado en la tabla anterior) 46

Cuadro 4. Ejemplo de la obtención de la media de los subconjuntos No. De unidades de No. de especies No. Acumulado muestreo o subconjuntos de especies 1 2 3

Con

10 18 33

10/1 = 10 18/2 = 9 33/3 = 11

los datos del Cuadro 3, se realiza una gráfica en papel milimetrado. En el eje “x” se coloca el número de unidades de muestreo, y el eje “y” por las medias acumuladas de los subconjuntos. En el punto donde empieza a estabilizarse la curva (ver la gráfica en la página siguiente), trazamos una línea paralela al eje "Y" y en el punto donde corte al eje "X", encontraremos el número de parcelas a muestrear en el área de estudio.

Media acumulada de los subconjuntos

Número de parcelas 12 10 8 6 4 2 0

1

2

3

4

5

6

7

8

9

10 11 12 13

Número de parcelas

47

Figura 6.

3.

Calculo del número de parcelas a muestrear, utilizando el método de medias acumuladas.

Valor de Importancia

a.

Muestreo Conociendo el área mínima para realizar el muestreo en la comunidad vegetal estudiada y con el número de muestras (tamaño de la muestra), se procede a ubicar y las parcelas de manera ALEATORARIA. El Muestreo Aleatorio consiste en ubicar las muestras o unidades muéstrales al azar. Un muestreo aleatorio se puede obtener de la siguiente forma: 1. En un mapa se sitúa los puntos al azar; 2. Luego se miden las distancias entre los puntos y se traza campo y se toma la muestra en cada punto secuencialmente (según Lambert). Queda descalificada por completo la técnica de ubicar unidades muéstrales arrojándolas con los ojos cerrados o por encima del hombro, ya que se ha comprobado que la muestra así obtenida no es aleatoria (Greig-Smith). b. Toma de Datos 1. En cada parcela o unidad muestral se tomará la densidad y cobertura en %, para cada especie, ordenando los datos de la siguiente forma: Cuadro 5. Boleta de recolección de datos en campo especi Parcela 1 Parcela 2 Parcela 3 D C% D C% D C% e A B 2. La frecuencia se calcula en Gabinete 3. Los VI en Gabinete

Para el cálculo de los valores de importancia se sigue el siguiente procedimiento a. La Dreal, C (%) real y frecuencia real se calculan de la siguiente forma: 

Dreal = (densidad 1 + densidad 2+ + densidad n) No. de unidades muestreales 48



Creal = (cobertura 1 + cobertura 2 +..... + cobertura n) No. de unidades muestreales

Freal = No. de unidades muestrales en que esta presente cada especie x 100 No. de unidades muestreales b. Para obtener los valores relativos de Densidad, Cobertura y Frecuencia sé calcula de la siguiente forma: 

Drelativa =

Dreal x 100 Σ Dreales



Crelativa =

C real Σ Creales

x 100



Frelativa =

F real Σ Freales

x 100

c. Al final tenemos que el valor de importancia (VI) está dado por: 

VI = D relativa + C relativa + F relativa

Ejemplo 2 Una comunidad agrícola de la "Finca Santa Paz", Chinautla, Guatemala, se vio en la necesidad de calcular la importancia de las malezas que afectaban a sus cultivos y así poder eliminarlas en una forma económica. Primero se determinó el área mínima por el método del "Relevé", obteniéndose 0.8 m 2 (unidad muestral) y se calculó haciendo un muestreo de calibración, por medio de la curva de medias acumuladas que se tenían que muestrear 5 parcelas donde se obtuvieron los siguientes resultados. Cuadro 6. Boleta de recolección de datos en campo P1

A B C D E

Especies encontradas Portulaca oleraceae Fragrostislugens Tithoniarotundifolia Cyperus rotundus Galinsogaurticaefolia

D 10 8 1 12 2

P2 C 20 10 5 6 4

D 15 6 2 7 0

P3 C 25 8 8 1 0

D 12 7 0 3 3

P4 C 20 10 0 1 5

D 15 5 2 5 2

P5 C D C 30 8 15 7 6 8 8 1 4 3 4 3 3 0 0

49

Usando las fórmulas obtenemos los siguientes datos para la especie A (Portulaca oleraceae) a. Densidad, Cobertura y Frecuencia Real  Dreal = (10 + 15 + 12 + 15 +8) = 12 5  Creal = (20 + 25 + 20 + 30 + 15) = 22 5  Freal = 5 * 100 5 b. Densidad, Cobertura y Frecuencia Relativo   

Drelativa =12 x 100 = 44.12 27.2 Crelativa = 22 x 100 = 53.9 40.8 Frelativa =100 x 100 = 22.73 440

c. Valor de importancia  VI = D relativa + C relativa + F relativa  VI = 44.12 + 53.9 + 22.73  VI = 120.75

A B C D E

6.4.

Cuadro 7. Valor de Importancia para las especies del Cuadro 6. Dreal Creal Freal Drel Crel Frel VI Portulaca 120.7 12 22 100 44.12 53.92 22.73 oleraceae 7 6.4 8.6 100 23.53 21.08 22.73 67.34 Fragrostis lugens Tithonia 1.2 5 80 4.41 12.25 18.18 34.85 rotundifolia 6.2 2.8 100 22.79 6.86 22.73 52.38 Cyperus rotundus Galinsoga 1.4 2.4 60 5.15 5.88 13.64 24.67 urticaefolia 100.0 100.0 100.0 300.0 TOTAL 27.2 40.8 440 0 0 0 0 Cuestionario

El cuestionario es parte del reporte de la práctica, favor de adjuntar sus respuestas. 50

1. Describa la forma de estimar la cobertura en árboles. ¿Por qué en el caso de árboles en lugar de utilizar la cobertura, se toma el diámetro a la altura del pecho (DAP)? 2. ¿Qué otras formas hay para estimar densidad de cada una de las especies vegetales de una comunidad?, favor de nombrarlas y describirlas. 3. En el caso de cobertura de plantas que crecen en forma de tapete sobre el suelo (por ejemplo, gramíneas) describa la forma de calcular su cobertura. 4. ¿Qué utilidad práctica tiene el cálculo de valor de importancia en agroecosistemas y en ecosistemas naturales (por ejemplo, bosques)? Argumente su repuesta con ejemplos de trabajos de tesis y proyectos de investigación (por lo menos tiene que citar un trabajo para cada caso).

7. Practica 7: Métodos para medir la Diversidad Biológica 7.1.

Introducción

El término biodiversidad se acuñó a finales de los 80 y significa diversidad o variedad biológica. La Diversidad Biológica o Biodiversidad de acuerdo con el Convenio de Diversidad Biológica CDB), se define como la variedad de ecosistemas, especies y 51

genes que hay sobre la Tierra, resultado de un proceso evolutivo de cuatro mil quinientos millones de años. La biodiversidad biológica en todas sus manifestaciones es importante para la vida y evolución del planeta y para el ser humano. La diversidad de ecosistemas proporciona a Guatemala de una variedad de ambientes y nichos ecológicos para el desarrollo de la diversidad de especies (plantas, animales, microorganismos) y la diversidad genética de cada una de ellas. Todo ello se representa ante el ser humano como parte de los servicios ecosistémicos que la naturaleza ofrece y que por lo tanto se debe conocer, estudiar, aprovechar racionalmente y conservar. Guatemala ha sido considerada una de las áreas mundiales de alta diversidad biológica y cultural. A partir de 2010, es reconocido como uno de los países megadiversos ya que en 108,889 km2 contiene una alta riqueza de organismos vivos. De acuerdo con el CONAP, la lista de fauna del país incluye más de 250 especies de mamíferos, más de 664 de aves, 231 especies de reptiles, 88 especies de anfibios y 220 especies de peces de agua dulce. La flora está considerada como una de las más ricas y variadas del mundo y se debe a su particular situación biogeográfica (entre la región Neoártica y Neotropical) e interoceánica (entre el océano Pacífico y el Atlántico). Está representada por más de 8,000 especies vegetales superiores. De algunos grupos importantes hay 23 especies de coníferas, 26 especies de robles y encinos (género Quercus), 5 especies de mangle y más de 500 especies latifoliadas arbóreas. Guatemala es centro de origen de especies vegetales como aguacate, yuca, tomate, maíz, camote, ayote, frijol, güisquiles, por mencionar algunos, de las cuales ha aportado al mundo su variedad genética para la alimentación, pero también debe reconocerse que la actual diversidad de plantas útiles del país además de las especies nativas también está compuesta de especies introducidas que han sido adaptadas y muchas de ellas incorporadas en la cultura de los pueblos indígenas. A pesar de las acciones que se llevan a cabo para su conservación y aprovechamiento racional, la diversidad biológica mundial cada día está en peligro o se pierde. El estudio de la diversidad biológica, es uno de los primeros pasos para conocerla y valorarla. El cálculo de la diversidad biológica es un parámetro que sirve para conocer cómo se comporta está dentro y entre ecosistemas.

7.2. Objetivos General Conocer y aplicar los métodos para medir la biodiversidad dentro y entre ecosistemas y comprender su importancia. Específicos Realizar mediciones de la biodiversidad alfa e interpretar los resultados Realizar mediciones de la biodiversidad beta e interpretar los resultados 52

7.3. Métodos de medición de la biodivesidad Métodos de medición a escala genética La diversidad genética de una especie es producto de su historia evolutiva y no puede ser reemplazada. Para su identificación se puede utilizar secuencias de ADN, proteínas, formas de cromosomas; a la vez entre las formas de medir esta variación, se pueden mencionan: El nivel promedio de heterocigocidad: determinando la relación de los loci polimórficos y el total o promedio del número de alelos por locus. El nivel de poliformismo: es decir dos o más formas de un mismo gen, dentro de los individuos de una especie. Existen técnicas para su determinación como: -Polimorfismo de restricción de longitud de fragmentos, (RFLP): que mide los cambios de segmentos continuos en las cadenas de ADN. -Polimorfismo ampliado aleatoriamente, (RAP): que se refiere a segmentos únicos de ADN que luego se replican en una reacción de polimerasa para evaluar las diferencias éntrelos individuos. La hibridación de ADNa/ADNb: que consiste en unir el ADN de un taxón del individuo “a” con “b”. Esto permite medir (suma) las diferencias que han ocurrido entre los taxa que divergieron de un ancestro común. Métodos de medición a nivel de especies Los estudios sobre medición de biodiversidad se han centrado en la búsqueda de parámetros para caracterizarla como una propiedad emergente de las comunidades ecológicas. Sin embargo, las comunidades no están aisladas en un entorno neutro. En cada unidad geográfica, en cada paisaje, se encuentra un número variable de comunidades. Debido a lo anterior, es posible estudiar los cambios en la diversidad mediante la separación de la variabilidad en tres categorías: alfa, beta y gamma; de esta forma es posible cuantificar por ejemplo, el efecto de la intervención humana en una comunidad biótica, tomar acciones para el manejo y conservación del área estudiada. Diversidad alfa (α): es la diversidad dentro de una comunidad, por ejemplo la diversidad de plantas que hay en un huerto familiar, la diversidad de especies en un bosque natural. Básicamente permite medir cambios en comunidades naturales y modificadas. Diversidad beta (β): representa el grado de cambio o reemplazo en la composición de especies entre las diferentes comunidades del paisaje. Es decir, puede medir la tasa de cambio de biodiversidad entre distintas comunidades. Por ejemplo comparar la diversidad de un área de pastizal y una de bosque. Diversidad gamma (γ): representa la riqueza de las especies del conjunto de comunidades que integran el paisaje. Es el resultado de las dos anteriores; mide la contribución de la diversidad a nivel regional. ¿Cómo medir la diversidad alfa (α)? 53

La diversidad alfa mide básicamente la diversidad dentro de las comunidades. Existen dos formas para medirlas: a) Métodos que se basan en la medición de la riqueza específica: que puede ser a través del cálculo de índices, funciones de acumulación y métodos no paramétricos. Para esta práctica, solo se consideran los índices de riqueza e índice de diversidad de Margalef.

Figura 1. Índices de riqueza específica, según Moreno (2001). a.1) Riqueza de especies: Corresponde al número de especies que se encuentra al realizar un censo en una comunidad biótica. a.2) Índice de diversidad de Margalef (D mg):

Donde: S=número total de especies N=número total de individuos Este índice trasforma el número de especies por muestra a una proporción a la cual las especies son añadidas por expansión de la muestra. Supone que hay una relación funcional entre el número de especies y el número total de individuos. Se consideran índices bajos con valores menores a 2 e índices altos con valores mayores a 5, mientras más alto es el valor, más diverso es la muestra analizada. El valor máximo se encuentra por medio de (N-1)/lnN. Su desventaja es que es insensible a la igualdad de individuos por especies (Moreno, 2001). b) Métodos basados la estructura (relación entre la riqueza y equidad de la comunidad). Se subdivide en modelos no paramétricos e índices de abundancia proporcional. La abundancia proporcional a su vez se separa en índices de dominancia e índices de equidad. Se indican para esta práctica los índices de Chao 1, índice de Simpson, índice de Berger-Parker e índice de Shannon-Wiener

54

Figura 2. Algunos de los métodos para medir diversidad alfa por métodos basados en la estructura, según Moreno (2001). b.1) Modelos no paramétricos • Chao1: Chao 1= S + a2/2b Donde: S=número de especies en la muestra a= número de especies que están presentes solamente por un único individuo en esa muestra (“singleton”) b=número de especies representadas por exactamente dos individuos en la muestra (“doubleton”) Este índice hace un ajuste de las especies que se pueden esperar en el sitio de muestreo, dada la cantidad de especies raras presentes en el la comunidad censada, haciendo una relación entre el número de especies encontradas y el número de especies representadas por uno o dos individuos (“singleton” y doubleton”). Moreno (2001). b.2) Índices de abundancia proporcional • Índice de Simpson λ: 2 λ = Σ(pi) donde: pi= abundancia proporcional de la especie i, es decir, el número de individuos de la especie i dividido entre N=el número total de individuos de la muestra es decir de todas las especies (pi=∑número ind. especie i/N.) El índice de Simpson, es un índice de dominancia, ya que el valor máximo 1, se obtiene cuando solamente hay una especie y valores que se aproximan a cero se obtienen cuando hay numerosas especies, cada una es una fracción pequeña del total (Odum y Barret, 2006). Para hacer una interpretación más fácil de la biodiversidad, se calcula el reciproco de este valor, el cual está en un rango de 0 a 1, mientras más grande es hay mayor diversidad. 55

D=1- λ • Índice de Berger-Parker: d = Nmax /N donde: Nmax= número de individuos en la especie más abundante. N = número total de individuos en la muestra. Este índice hace una proporción para obtener información sobre la existencia de una especie dominante dentro del sistema, y con esta proporción dar una idea sobre la diversidad general. Es un índice de abundancia inverso, es decir, que mientras menor sea el resultado, más diverso será el bosque (Moreno, 2001). b.3) Índices de equidad • Índice de Shannon-Wiener: H´= -Σ pi lnpi donde: pi= abundancia proporcional de la especie i, es decir, el número de individuos de la especie i dividido entre el número total de individuos de la muestra. Expresa la uniformidad de los valores de importancia a través de todas las especies de la muestra. Mide el grado promedio de incertidumbre en predecir a qué especie pertenecerá un individuo escogido al azar de una colección. El máximo valor del índice de Shannon-Wiener, que su pone que todas las especies analizadas tienen el mismo número de individuos, se puede calcular de la siguiente manera: H’max= ln S Donde ln=logaritmo natural (neperiano) S= Número de especies de muestra El valor de equitatividad (J) de la muestra estudiada, se calcula de la siguiente manera: J=H´/Hmax Este valor toma valores entre 0 y 1 mientras más alto sea hay mayor equitatividad en la comunidad estudiada. ¿Cómo se mide la diversidad beta (β)? La diversidad beta o diversidad entre hábitats es el grado de reemplazamiento de especies o cambio biótico a través de gradientes ambientales. A diferencia de las diversidades alfa y gamma que pueden ser medidas fácilmente en función del número de especies, la medición de la diversidad beta es de una dimensión diferente porque está basada en proporciones o diferencias. Estas proporciones pueden evaluarse con base en índices o coeficientes de similitud, de disimilitud o de distancia entre las 56

muestras a partir de datos cualitativos (presencia-ausencia de especies) o cuantitativos (abundancia proporcional de cada especie medida como número de individuos, biomasa, densidad, cobertura, etc.), o bien con índices de diversidad beta propiamente dichos. También es posible clasificar las medidas de diversidad beta, según se basen en la disimilitud entre muestras o en el reemplazo propiamente dicho (Moreno, 2001). Los índices de la diversidad beta se subdividen en Índices de Similitud/Disimilitud, que pueden ser cuantitativos y cualitativos; Índices de Reemplazo de especies y Complementariedad. Para esta práctica se seleccionaron el Coeficiente de Similitud de Jaccard, el índice de Sokal y Sneath, el índice de Wilson y Schmida y Complementariedad.

Figura 3. Algunos métodos para el cálculo de la diversidad beta, con base en Moreno (2001). a) Índices de similitud/disimilitud Índices con datos cualitativos • Coeficiente de similitud de Jaccard Ij: Ij = c/a+b-c Donde: a= número de especies presentes en el sitio A. b= número de especies presentes en el sitio B. c= número de especies presentes en ambos sitios A y B. 1. 2. Se obtiene un porcentaje de la similitud de los sitios, viendo que tan parecidos son en términos de especies, proporcionando información sobre las diferencias entre ambos utilizando todas las especies encontradas en los lugares muestreados. Mientras más cercano a 1, más parecidos serán los sitios. Cuando son más de dos sitios, para representa mejor esto, se elabora una matriz que indique en las columnas y filas los sitios y el contenido son los valores de comparación entre los sitios. • Índice de Sokal y Sneath Iss= c/2(a+b+c) – c donde: 57

a= número de especies presentes solamente en el sitio A (exclusivas). b= número de especies presentes sólo en el sitio B. c= número de especies presentes en ambos sitios A y B. Es similar al coeficiente de Jaccard, pero considera solamente las especies exclusivas de cada sitio, con lo que da una proporción de lo que representan para el total las especies, las especies comunes encontradas. b) Índices de reemplazo de especies • Índice de Wilson y Schmida β = g(H) + p (H) 2α donde: g(H)= número de especies ganadas a través de un gradiente de comunidades. p(H)= número de especies perdidas a través del mismo gradiente. α= valor promedio de la riqueza de las muestras. Da una idea del movimiento de especies entre los sitios a medida que nos trasladamos de una comunidad a la otra, refiriéndose implícitamente a la similitud/disimilitud entre ellos. c) Complementariedad CAB = UAB SAB donde: UAB= a + b – 2c SAB= a + b - c a = número de especies del sitio A. b = número de especies del sitio B. c = número de especies en común entre los sitios A y B. Este índice permite conocer la complementariedad entre los sitios, y está íntimamente relacionado con su similitud/disimilitud, pues mientras más distintos sean, también serán más complementarios. Es un parámetro importante para la conservación de sitios, al dar una idea de su aporte al total de especies de un país o una región y el esfuerzo de conservar la mayor cantidad de especies posibles. ¿Cómo se mide la diversidad Gamma (γ)? Es la riqueza en especies de un grupo de hábitats (un paisaje, un área geográfica, una isla) que resulta como consecuencia de la diversidad alfa de las comunidades individuales y del grado de diferenciación entre ellas (diversidad beta). Gamma= Dαm x Dβ x D muestra 58

Donde: Gamma = Diversidad gamma D αm = Diversidad alfa promedio, dada por el número promedio de especies de una comunidad D β = Diversidad beta, dada por el inverso de la dimensión específica, es decir 1/número promedio de comunidades ocupadas por una especie. D muestra = número total de comunidades Actividades Empleando la información obtenida en la práctica de “Determinación del valor de importancia en una comunidad vegetal” y/o “Fauna del suelo y tipo de distribución”, realizar en grupo el cálculo de los índices indicados en este manual.

7.4.

Cuestionario Este cuestionario es parte del reporte de la práctica.

1. Buscar y exponer un ejemplo publicado de cómo se mide la biodiversidad a nivel genético. Explicarlo y establecer su utilidad para la diversidad biológica. 2. En Guatemala, ¿quién administra a nivel de estado el tema de la biodiversidad?, explicar y describir como se realiza esa función. 3. Investigar sobre los principales objetivos de la Estrategia Nacional de Biodiversidad y cómo se plantea el uso, estudio y conservación de la diversidad alfa, beta y gamma. 4. ¿Qué aplicación práctica considera el grupo que tiene el poder calcular la diversidad alfa, beta y gamma para el manejo de agroecosistemas y de bosques? 5. Utilizando el programa Past® (lo pueden descargar de forma libre del internet), realice el cálculo de los índices de diversidad que trabajo el grupo. Haga una comparación con sus datos y . Comente acerca de la utilidad del programa Past.

7.5.

Bibliografía

AZURDIA, C.; GARCÍA, F. y RÍOS, M. (Eds.) 2008. Guatemala y su Biodiversidad: un enfoque histórico, cultural, biológico y económico. Documento Técnico 67, Consejo Nacional de Áreas Protegidas. Guatemala. 646 p. MORENO, C. E. 2001. Métodos para medir la biodiversidad. M&T–Manuales y Tesis SEA, vol. 1. Zaragoza, 84 pp. ODUM, E. y BARRETT, G. 2006. Fundamentos de Ecología. Quinta edición. Thomson. México. 598 p.

59

8. Practica 8 evaluación de la energía en los ecosistemas 8.1.

Introducción

Tanto los ecosistemas como los agroecosistemas dependen principalmente de la energía del sol para su funcionamiento, en el agroecosistema además de la energía del sol, se utilizan insumos agrícolas, como los fertilizantes, pesticidas, combustible, etc. que son llamados subsidios energéticos. La energía solar al entrar al ecosistema es transformada en el proceso de fotosíntesis y de esta manera sirve de alimento a los siguientes componentes de las cadenas tróficas. La transformación inicial se conoce como productividad primaria bruta o asimilación total, a esta hay que restarle el gasto energético de las plantas, para obtener la productividad primaria neta, que es una medida de la eficiencia vegetal dentro del ecosistema. Es importante cuantificar la energía, para conocer la eficiencia de los ecosistemas naturales y los agroecosistemas. 8.2. Objetivo General  Comprender como la energía lumínica se transforma en energía química y cuantificarla. Específicos  Cuantificar la energía que entra y se transforma en las plantas de un ecosistema y/o agroecosistema y describir las principales formas de materia que se da en las plantas.  Determinar la productividad primaria bruta, neta, respiración y eficiencia fotosintética en el proceso de transformación de energía lumínica a energía química en las plantas. 8.3.

Metodología

60

a. Cosecha del ecosistema

Hacer una parcela de pasto de un área 1m2 y cosechar todas las especies Calcular: a. Peso de Materia Fresca de cada especie b. Peso de Materia Seca del total de especies (tomar solo una muestra para introducir a la estufa, está puede ser de 10 a 100 g, dependiendo de la especie). c. Hacer una muestra de 0.5 g de materia seca con todas las especies del ecosistema. Molerla y reducirla a cenizas. Para esto usar crisoles e introducirlos a la Mufla.

b. Cosecha del agroecosistema 1. Seleccionar un área de cultivo de 25 m2 2. Arrancar la totalidad de las plantas de la subparcela de cultivo. 3. Calcular:  Peso bruto total (materia fresca) del cultivo obtenido  Peso bruto (materia fresca) de la parte aprovechable (fruto, hojas flores etc.).  Calcule el índice de cosecha:

IC=   





 

peso. fresco. aprovechable ∗100 peso. fresco .total

Peso de materia seca de ambas partes (aprovechable y no aprovechable) tomando una muestra del 10% del peso fresco total. Moler 0.5 g de materia seca total y reducirlo a cenizas. Pesar las cenizas

c. Procedimiento para ingreso de energía y materiales Es necesario tener los registros climáticos diarios del INSIVUMEH desde el día de la siembra hasta el día de la cosecha, (principalmente temperatura mínima, máxima y media, calorías /g/cm 2/min, horas luz, precipitación y dirección y velocidad del viento. En el caso del ecosistema, calcular la fecha desde que se hizo limpia. Calcular la tasa acumulada de calorías durante el periodo del cultivo, expresada en kcal/área cultivada o del ecosistema; temperatura media acumulada; y precipitación pluvial acumulada. (lámina de agua acumulada por el riego en época seca). Total de minerales extraídos por el cultivo y malezas (cenizas obtenidas). O total extraído por todas las especies del ecosistema. Total de minerales que ingresan al agroecosistema. O al ecosistema 61



Tomar en cuenta que a la temperatura acumulada se le debe restar el 0ºC germinativo acumulado (para plantas nativas del trópico el 0ºC = 10ºC en promedio y para plantas nativas de zonas templadas el 0ºC = 5ºC).

d. Fórmulas  1 g de M.O. = 5kcal de energía  M.O. = (Peso seco)- (10% peso seco + peso total de cenizas) e. Resultados a obtener 1. 2. 3. 4. 5.

Productividad primaria bruta Respiración Productividad primaria neta Eficiencia fotosintética Comparación de energía entre ecosistema y agroecosistema.

8.4.

Producto final

Informe que contenga todas las partes de un documento científico (introducción, objetivos, metodología, resultados, discusión, conclusiones, recomendaciones, bibliografía y cuestionario). 8.5.

Materiales:

Bolsas, pita, tijera, machete, piocha, maskin tape, marcador, horno, mufla. 8.6.

Ejemplo del cálculo de productividad primaria neta

Hay un ejemplo clásico que se presenta en Colinvaux (1999) del cálculo de energía en el cultivo de maíz (Zea mays). Se medió la eficiencia para fijar la energía solar las plantas cultivadas, con el objetivo de desarrollar nuevo combustible. El área cultivada fue de 4000 m2, que contenía 10,000 plantas con un ciclo de 100 días. Además se contaba con la información de radiación solar de cada uno de los días de cultivo. a. Calculo de la productividad primaria neta (PPN) 62

Peso seco total de las 10,000 plantas de maíz (raíces, tallos, hojas y frutos)= 6,000kg. Cenizas totales de las 10,000 plantas (minerales procedentes del suelo que quedan después de ponerlas en la mufla) = 332 kg. (6,000-332) kg= 5,678 kg de contenido orgánico. La materia orgánica contiene en promedio 44.58% de carbono, por lo que el carbono en el área estudiada fue de (5678kg*0.4458)= 2,531.25 kg. 1kg de carbono= 2.5 kg de glucosa, por lo que 2,531.25*2.5= 6,328.13 kg de glucosa. De esta primera parte se puede concluir que 10,000 plantas de maíz en un área de 0.4 ha representa 6328.13 kg de glucosa fijada por la fotosíntesis. Esta cifra representa la Productividad Primaria Neta (PPN) en términos de glucosa. b. Cálculo de la respiración (R) El peso seco promedio del cultivo en la temporada (asumiendo la partes activas cultivo) es de = 3,000kg Respiración promedio (asumiendo 1%/día) = 30 kg, por lo que le CO 2 liberado en 100 días es 30*100=3000kg. En un kg de CO2 hay 0.27272727 kg de C, por lo que el carbono equivalente a 3000kg de CO2 es 3000kg*0.27272727= 818kg. La glucosa equivalente a 818 kg de carbono es 818*2.5= 2045 kg Por lo tanto el gasto en respiración es de 2045 kg de glucosa. c. Calculo de Productividad primaria bruta (PPB) Productividad primaria bruta (PPB) =PPN+R PPB=6,328.13+2,045= 8,373.13kg. d. Calculo de eficiencia fotosintética La energía necesaria para producir 1kg de glucosa es 3,760 Kcal (dato promedio). La energía total consumida en la fotosíntesis es de 8,373.13kg*3760 Kcal/kg=31,482,968 Kcal. De acuerdo con los datos de radiación recibida se obtuvo 2,043,000,000 Kcal Eficiencia = Energía consumida en la fotosíntesis/Energía total recibida por el ecosistema= 31.48 x 106/2043 x106= 1.5% El resultado de 1.5% está en el rango normal para la agricultura. 8.7.

Cuestionario (este es parte del informe)

1. Cuáles son las principales formas en que puede expresarse la energía en ecología. Hacer un cuadro con las principales conversiones entre esas medidas. 2. Analizar el artículo científico: “Análisis beneficio-costo y cuantificación de la energía invertida en sistemas de caficultura campesina en Puriscal, Costa Rica” y responder: a) Cómo interpretan los datos del Cuadro 2, expresar las cantidades en Kcal y Joules. Hacer el cálculo de esas conversiones para las necesidades de una hectárea. 63

b) Discutir en cuál de los tres modelos se requiere más energía y porque, cuál es el más eficiente. ¿En qué rubro es el que más se gasta energía en los tres modelos y por qué? 3. En el campo (en el área donde se tomó la muestra de materia fresca), identifique dos cadenas tróficas, dibuje el esquema de cada una y proponga la hipótesis (utilizando números) de cómo se mueve la energía a través de cada una de ellas. 8.8.

Bibliografía

Colinvaux, P.A. 1999. Introducción a la Ecología. Limusa, México. Pp. 175-198.

9. Tablas de vida 64

9.1.

Introducción

Las poblaciones animales o vegetales varían en su composición de edades, en sus proporciones de individuos jóvenes y adultos. Las unidades de tiempo como días, semanas, meses, años, pueden describir las edades. De esta manera, los individuos pueden ser clasificados en rangos de edades como plántulas, cachorros, juveniles, adultos jóvenes, adultos maduros, huevos, larvas, pupas, adultos, etc. La forma de cómo se encuentren conformadas las proporciones de cada grupo de individuos se le denomina estructura de distribución de edades de la población. En el desarrollo de la práctica, se trabajarán dos formas de aproximación para la obtención de la estructura de edades de una población La aproximación vertical es una de ellas; se basa en la utilización de un cohorte 1. Un cohorte es un grupo de individuos que nacieron en el mismo intervalo de tiempo (es decir una generación en específico). A partir de éste cohorte, se le puede dar seguimiento a la población, registrando la cantidad de individuos que mueren hasta registrar la muerte del último individuo. La otra forma es la aproximación horizontal; que es como una fotografía que muestra los cambios para un determinado espacio temporal, cuántos individuos han muerto, cuántos han nacido, cuántos se encuentran en x, y, z, k, l y n rangos de edad según cómo convenga agruparlos. Conocer la estructura de la edad de una población es importante, ya que se encuentra afectada por la dinámica de crecimiento. Para conocer la estructura de edades de una población, se hace uso de una tabla de edades o tabla de vida donde se puede observar la tasa específica de mortalidad, sobrevivencia y esperanza de vida. La determinación de la edad de los individuos de una población constituye un parámetro fundamental para cualquier estudio ecológico. Ello es de particular importancia en los estudios demográficos, en los cuales resulta indispensable establecer el número de individuos de la población que se encuentra en alguna clase de edad específica; por ejemplo la cantidad de individuos que se encuentran en edad de reproducción, la cantidad de individuos que se espera mueran antes de x edad, etc 9.2.

Objetivos

General 

Familiarizar al estudiante con la utilización de tablas de vida para el desarrollo de estudios demográficos en el ámbito de la ecología de poblaciones.

Específicos

1 Cohorte: grupo de individuos que pertenecen a la misma clase de edad. 65

   9.3.

Determinar los parámetros de tablas de vida y sobrevivencia vertical y horizontal. Discutir sobre la interpretación y utilización de las tasas de sobrevivencia, mortalidad, esperanza de vida y pirámide de edades para una población en específico. Construir e interpretar curvas de sobrevivencia de una población. Fundamentos teóricos

Tablas de vida Una de las formas más sencillas de mostrar los datos de la tabla de supervivencia y la fecundidad es utilizar una tabla de vida. Una tabla de vida detalla la tasa de supervivencia y la fecundidad de cada una de las clases establecidas en una población estructurada. Las tablas de vida se desarrollaron primeramente por investigadores de poblaciones humanas y son ampliamente utilizadas por las compañías de seguros de vida. Se define como un mecanismo que registra de manera sistemática aquellos hechos básicos en la distribución de la mortalidad con respecto a la edad, siendo un punto de partida para establecer parámetros poblacionales y así evaluar las características de la población en estudio. Una proyección exacta del cambio en el tamaño de la población requiere el conocimiento del número de individuos en cada clase etaria (de edad), sus probabilidades de supervivencia y sus tasas de fecundidad. La tabla de vida es una técnica demográfica que describe los patrones de mortalidad de una población, de un modo relativamente sencillo. Permite responder a preguntas como: a) ¿existe una alta mortalidad entre jóvenes?; b) ¿Presentan los adultos mayor mortalidad que los jóvenes? Proporciona un resumen específico para cada edad (cohorte), de las tasas de mortalidad que ocurren en una población. Métodos para la obtención de tablas de vida

a. La aproximación vertical (por cohortes específicos) Se obtiene información a lo largo del tiempo, el destino de un grupo de individuos que han nacido en la misma época (cohorte). De esta manera, se puede estar monitoreando simultáneamente distintas cohortes (por localidad por ejemplo) y se obtienen datos bastante precisos, lo que implica mayores costos debido a mano de obra, equipo y tiempo de seguimiento. 66

b. La aproximación horizontal (Fotografía instantánea) Se obtiene a partir de la estructura de edades de una población observada en un momento dado. Bajo la suposición de que la población se encuentra en estado estacionario entre la menor y mayor edad observada, se considera que la muestra recogida constituye el destino de una cohorte imaginaria. Es la forma más sencilla para obtener información demográfica de la población, sin embargo posee la desventaja que es menos precisa que la aproximación vertical. La recopilación de edades debe realizarse de manera aleatoria, muestreando en campo o poblaciones de laboratorio o bien de una población preservada (pero aleatoriamente colectada). Los métodos pueden variar para calcular la edad de animales vertebrados por ejemplo, contando el número de anillos en los cuernos de algunos mamíferos (gacelas), desarrollo dental (por ejemplo caballos), desarrollo de pelaje o cambios de plumaje. En árboles por ejemplo, se puede realizar mediante la obtención de tarugos o varillas del tronco a 1.30 metros de altura sobre el suelo, etc. Es necesario considerar que muchas variables ambientales pueden afectar dichas mediciones, por lo tanto es necesario estandarizarlos para conocer las edades para un momento y lugar dados. Por ejemplo, la edad de los insectos se puede determinar según la etapa de desarrollo o por mudas entre una y otra metamorfosis. Para recopilar la cantidad de individuos que existen, es necesario establecer rangos o intervalos de edad. La amplitud de los rangos, estará en función del organismo a estudiar, por ejemplo, tratándose de insectos del orden de los Dípteros y algunos Homópteros, sería factible estudiarlos en rangos de 24 horas, en tanto que árboles de pino pudieran estudiarse en rangos de 2 a 5 años. Todo se encuentra en función del tipo de estudio, tipo de organismo y recursos disponibles. c. Pirámide de edades El número de individuos en cada clase de edad puede ser ploteado en un histograma horizontal, formando una pirámide. La edad se grafica en el eje “Y” y la proporción del número de individuos en el eje “X” de tal manera que se forma una pirámide más o menos simétrica. Generalmente se compara la proporción de machos y hembras, la población total un año respecto a otro. La estructura de edades depende de muchos factores, como longevidad, tasa de crecimiento, mortalidad e influencias ambientales. En general, una población en crecimiento, mostrará una gran proporción de individuos jóvenes en una primera fase, posteriormente se observará una fase de estabilización (no hay incremento o decremento) y finalmente se observará una declinación en las proporciones a una determinada edad avanzada.

67

Figura 1. Ejemplo de una pirámide edades comparando el sexo de los individuos. 9.4. Actividades en clase a. Construcción de una tabla de vida La mejor manera de comprender como se construye una tabla de vida es elaborándola. Se proporciona un ejemplo de tabla de vida horizontal que presenta en Smith y Smith (2001). Cuadro 1. Tabla de vida de la ardilla gris. x nx lx dx qx 0-1 530 1 0.747 0.747 1-2 134 0.253 0.147 0.581 2-3 56 0.106 0.032 0.302 3-4 39 0.074 0.031 0.418 4-5 23 0.043 0.021 0.488 5-6 12 0.022 0.013 0.591 6-7 5 0.009 0.006 0.666 7-8 2 0.003 0.003 1.000

Lx 0.626 0.179 0.090 0.058 0.033 0.015 0.006 0.001

Tx 1.008 0.382 0.203 0.113 0.055 0.022 0.007 0.001

ex 1.008 1.509 1.915 1.527 1.279 1.000 1.285 0.333

x=Edad (horas, días, años, etc.); nx= representa la cantidad de individuos de las cohortes originales que están vivos a la edad especificada (x); lx= representa la probabilidad que tiene el individuo al nacer de sobrevivir hasta alguna edad concreta.; dx=probabilidad de la cantidad de individuos que murieron durante el intervalo de tiempo; qx= tasa de mortalidad específica de la eda; Lx=vida promedio de todos los individuos en determinada edad; Tx=unidades de tiempo que les quedan por vivir a todos los individuos desde la edad x en adelante; esperanza de vida posterior (tiempo). Como se generan las columnas: 68

La columna x es la clase de edades que el investigador coloca de acuerdo con la longevidad del organismo de estudio. La lx es la proporción de organismos que sobrevive hasta la edad x, x+1. Se genera al dividir n (530) entre cada nx. Así n/n=530/530=1.000; 134/530=0.253; y así sucesivamente. La columna dx, se obtiene restando el número de supervivientes en la edad x+1 al número de supervivientes que había en la edad previa x: 1.000-0.253=0.747, que es la edad de mortandad en la edad 0-1; 0.253-0.106=0.147, que es la mortandad en la edad 1-2; y así sucesivamente. La columna qx se obtiene al dividir la mortalidad (dx) para la edad x entre el valor de lx para ese mismo intervalo de edad: 0.747/1.000=0.747. Para la clase de edad 0-1; 0.147/0.253=0.581, para la clase de edad 1-2; y así sucesivamente. Los valores de laLx se obtienen sumando la supervivencia (lx) de x y de x+1 y dividiendo por 2. Para la clase de edad 0-1, (1.000+0.253)/2=0.626; para la clase de edad 2-3, (0.106+0.074)/2=0.090; y así sucesivamente. Los valores de la columna Tx se calculan sumando los valores de la columna Lx desde abajo hasta arriba: para la clase 6-7, 0.001+0.006=0.007; para la clase de edad 2-3: 0.001+0.006+0.015+0.033+0.058+0.090=0.203. La esperanza de vida ex, para clase de edad se obtiene dividiendo el valor de Tx por el valor de lx. Para la clase de edad 0-1, la esperanza de vida es 1.008/1.000=1.008; para la clase de edad 4-5, la esperanza de vida es 0.055/0.043=1.279. b. Curvas de sobrevivencia Varios tipos de gráficas pueden ser construidos a partir de una tabla de vida, por ejemplo, curvas de tasas de mortalidad, supervivencia y esperanza de vida. La más utilizada en el ramo de la ecología es la curva de sobrevivencia, ploteando el logaritmo natural del número de sobrevivientes de las cohortes. De esta representación gráfica se pueden obtener tres tipos de comportamientos de curvas:

69

Figura 2. Tipos de comportamientos de la curva de sobrevivencia. La primera (Tipo I) en rojo, describe a las especies con estrategia K, correspondiente a especies de ciclos largos en donde existe una gran cantidad de sobrevivientes en las primeras cohortes y a una edad avanzada dada, decae la población. La tercera (Tipo III) en verde, describe las especies con estrategia R, correspondiente a especies de ciclos cortos en donde hay una gran cantidad de decesos en las primeras cohortes y pocos individuos llegan a las últimas. Finalmente el último tipo de comportamiento, (Tipo II) en azul describe un comportamiento con una tasa constante de mortalidad en todas las edades; éste último comportamiento es poco frecuente en la naturaleza. La gran mayoría de especies describen comportamientos que se asemejan al tipo III o bien al tipo I. A continuación se muestran algunas de las gráficas que se trabajan en base a las tablas de vida, para el ejemplo desarrollado: c. Tabla de fecundidad Se elabora con los datos de probabilidad de sobrevivencia, la tasa de natalidad, y una tercera columna que es la multiplicación de las dos anteriores. La sumatoria de lxmx es la tasa reproductiva neta Ro, el cual definida como la cantidad promedio de hembras que quedarán durante una vida de una hembra recién nacida Si el valor de R0 es inferior a 1, las hembras no se están reemplazando. Esta tabla Si el valor es superior a 1, las hembras se están más que reemplazando así mismas (Smith & Smith 2007) Cuadro 2. Tabla de fecundidad para la ardilla gris. x lx mx lxmx 0-1 1 0.00 0.000 1-2 0.253 1.28 0.324 2-3 0.106 2.28 0.242 3-4 0.074 3.24 0.240 4-5 0.043 3.24 0.139 70

5-6 6-7 7-8

0.022 0.009 0.003

2.48 2.48 2.28

0.055 0.021 0.007 Ro=1.02 7

La tasa reproductiva neta se interpreta como la cantidad de descendencia dejada por cada hembra de la población; Si Ro : si es menor a 1, significa que la población está en decadencia ya que no se están aportando nuevos individuos a la población. Si R o es igual a 1 o cercano a este, la población está en equilibrio y si R o es mayor a 1 significa que la población está creciendo.

9.5.

Bibliografía

Brower, J; Zar, J; Von Ende, C. 1990. Field and laboratory methods for general ecology. W. C. Brown Publishers, 1990. Universidad de Michigan, USA. Mc Graw Hill.237 p. Lima, R. 2012. Ecología de poblaciones. Universidad de San Carlos de Guatemala, Facultad de Ciencias Químicas y Farmacia. 120 p. Smith, R.L. y Smith, T.M. 2001. Ecología.4a. edición. Madrid, España. Pearson Educación.664 p.

71

9.6.

Tarea en clase

A continuación se le proporciona información parcial de una tabla de vida. Complete los campos, realice las gráficas, realice inferencias sobre cada una y concluya sobre la estrategia de reproducción de dicha especie y comportamiento ecológico.

Edad Número de (años) vivos al x inicio nx 0–9 160 9-20 152 20-29 145 30-39 132 40-49 123 50-59 110 60-69 89 70-79 66 80-89 27 90-99 5 100-109 1 > 109 0

Proporción de sobrevivientes lx

Número de muertos durante x dx

Proporción de muerte durante el periodo x qx

Promedio de vida de los individuos en el periodo x Lx

T x

Esperanza de vida ex

72

9.7. Actividades para elaborar informe 1. Calcule los datos de la tabla de vida asignada y haga una interpretación de los resultados. 2. Elabore una pirámide de edades con los datos de su población. 3. De los datos de su tabla de vida hacer las siguientes graficas: a) probabilidad de sobrevivencia y probabilidad de muerte vrs. las diferentes edades; b) La esperanza de vida a través de las edades; y c) La curva de sobrevivencia. Discutirlas e interpretarlas. 3. Con base en esta información haga su discusión y conclusiones. 9.8.

Cuestionario

Analice el artículo científico Biología y tabla de vida de Tamarixia radiata Waterston bajo condiciones controladas y responda a lo siguiente: a) ¿Quién es el organismo bajo estudio y cuál es el interés de realizar el estudio? b) En los resultados de las tablas de vida, cuáles fueron los valores encontrados para los parámetros estudiados de T. radiata, ¿cómo interpretan estos resultados los autores? c) De la discusión del artículo, ¿cuál es la principal conclusión que se puede sacar de este estudio? Analice el artículo científico Parámetros poblacionales de Zulia carbonaria (Hemíptera: Cercopidae) sobre Brachiariaruziziensis y responda lo siguiente: a) ¿Cuál es la importancia de Zulia carbonaria y de haber realizado este estudio? b) ¿Cuáles fueron los valores de los parámetros poblacionales estudiados, y como los interpretan los autores? c) Haga un resumen de las conclusiones del estudio.

10.

Zonas de Vida

10.1. Introducción El sistema de clasificación de Zonas de Vida fue propuesto por Leslie Holdridge en 1947 y actualizado en 1967. Consiste en un conjunto natural de asociaciones, sin importar que cada grupo incluya una cadena de diferentes unidades de paisaje o de medios ambientales, que pueden variar desde tierras bajas hasta cimas de volcanes, así también comprenden divisiones igualmente balanceadas de los tres factores climáticos principales: temperatura, precipitación y humedad. El sistema supone que a partir de la caracterización del clima es posible definir el suelo y la vegetación, de aquí que debe comprenderse que se trata de una clasificación climática y que con base en esta se puede determinar la vegetación representativa del área. Para el mundo se reconocen 38 zonas de vida (Cuadro 1) y para Guatemala (De La Cruz, 1977) 14 (Cuadro 2), de estas se ha generado un mapa que muestra la ubicación a través de los departamentos en escala 1:1 000,000 (Figura 4). Las zonas de vida se señalan mediante un color y el uso de siglas, formadas por dos grupos de letras separadas por un guión: el primer grupo, en minúsculas, corresponde a las iniciales del nombre dado a la humedad, el segundo, en mayúsculas, a la inicial de la biotemperatura; por ejemplo: bosque húmedo Tropical, se rotula como bh-T. En el documento se presenta una descripción de cada zona de vida y las especies indicadoras para cada una. La zona de vida como se indicó está formada por asociaciones, una asociación se define como una unidad natural en la cual la vegetación, la actividad animal, el clima, la fisiografía, la formación geológica y el suelo, están todos interrelacionados en una combinación reconocida y única, que tiene aspecto o fisonomía típica. La vegetación comprende un cierto número de formas biológicas o de especies, pero no es necesario que sean las mismas especies en toda la extensión de la asociación. Al igual que las especies animales y vegetales, ciertas asociaciones pueden exhibir un amplio ámbito de variación y otras pueden ser bastante uniformes en toda su extensión. Los principales tipos de asociaciones que hay son climáticas, edáficas, atmosféricas e hídricas. 10.2. Objetivos 

Que los estudiantes conozcan y se familiaricen con el sistema de clasificación de zonas de vida propuesta por Holdridge.



Aplicar el cálculo de determinación de zonas de vida de Holdridge para Guatemala.



Reconocer en campo la zona de vida y asociaciones 74

10.3. Descripción Los tres niveles de la clasificación de Holdridge son: zona de vida, asociación y sucesión y uso de la tierra. a. Zonas de vida Los principales factores que se tienen en cuenta para la clasificación de una región por medio de zonas de vida son la biotemperatura y la precipitación: los límites de las zonas de vida están definidos por los valores medios anuales de dichos componentes. A partir de esto el sistema define la fisonomía o apariencia de la vegetación dominante. En la Figura 1 se presenta el triángulo de clasificación de zonas de vida, que está basado en los siguientes 3 parámetros: a) La biotemperatura media anual (en escala logarítmica). En general, se estima que el crecimiento vegetativo de las plantas sucede en un rango de temperaturas entre los 0 °C y los 30 °C, de modo que la biotemperatura es una temperatura corregida que depende de la propia temperatura y de la duración de la estación de crecimiento, y en el que las temperaturas por debajo de la de congelación se toman como 0 °C, ya que las plantas en condiciones naturales pueden no desarrollar a esas temperaturas. b) La precipitación anual en mm (en escala logarítmica), que es la suma de la precipitación durante el año; y c) La evapotranspiración (evaporación más transpiración) real es la cantidad de agua transpirada por las plantas más el agua evaporada de la comunidad vegetal y el suelo. La evapotranspiración potencial (ETP) es la cantidad teórica de agua que podría ser cedida a la atmósfera por la cobertura vegetal natural del área y el suelo, en un clima zonal y en suelo zonal, si existiera agua suficiente, pero no excesiva, durante toda la estación de crecimiento (Holdridge, 1979). Representa la cantidad de agua que, potencialmente, podría utilizar la vegetación madura normal en un sitio de una asociación climática. La relación de la evapotranspiración potencial (REPT), es la relación entre la evapotranspiración y la precipitación media anual. Este índice de humedad determina las provincias de humedad. Las principales innovaciones del sistema Holdridge son el análisis de los efectos del calor mediante la biotemperatura; el uso de progresiones logarítmicas para obtener cambios significativos en las unidades de vegetación natural; y la determinación de la relación directa entre la biotemperatura y la evapotranspiración potencial (humedad) y la relación entre la humedad y la evapotranspiración real (y en definitiva, entre la evapotranspiración real y la productividad biológica). 75

Adicional a la información mencionada en la Figura 1 para determinar la zona de vida se debe tener la altitud para definir las fajas altitudinales. Así mismo en la Figura 2 con los datos de latitud y altitud se pueden definir las fajas altitudinal que luego se aplican en la Figura 1.

La Figura 1 es un triángulo que puede describirse de la siguiente manera

a. Los pisos altitudinales Las bandas de hexágonos ubicadas entre dos líneas guía de biotemperatura conforman las fajas (o pisos) altitudinales, cuando se está en una misma región latitudinal. Los nombres de los pisos están al lado derecho del diagrama de la Figura 1. El piso basal no lleva nombre en el diagrama, pero se le puede denominar de esa misma manera (es decir, faja o piso basal). Los pisos son, del nivel del mar hacia las montarlas son los siguientes: Basal, Premontano, Montano Bajo, Montano, Subalpino, Alpino y Nival. La línea de escarcha o de temperatura crítica divide el segundo piso de hexágonos. En condiciones de clima seco, la biotemperatura para esa línea puede estar entre 16 y 18 grados centígrados, pero el promedio varía en distintas localidades. En condiciones húmedas no se produce escarcha a 1618 °C pero hay una temperatura que ejerce el mismo papel de la escarcha (por ejemplo, el café no prospera encima de esta línea); esta es la llamada temperatura crítica.

b. Las provincias de humedad Las bandas de hexágonos ubicadas entre dos líneas guía de relación de evapotranspiración potencial conforman las provincias de humedad, y los nombres de ellas están en la base del diagrama de la Figura 1. A la derecha de la línea cuyo valor es la unidad están las provincias "húmedas"; a la izquierda están las provincias "secas", es decir, aquéllas en las que hay déficit de agua; por ejemplo, la relación 4.0 indica que la evapotranspiración real es cuatro veces superior a la precipitación.

c. Las regiones latitudinales Las mismas bandas de hexágonos ubicadas entre dos líneas guía de biotemperatura corresponden a las fajas básales de las regiones latitudinales. Los nombres de las regiones latitudinales se encuentran al lado izquierdo del diagrama.

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d. La Asociación La segunda categoría es la asociación y en ella se incluyen factores como suelos, drenaje, topografía, vientos fuertes, nieblas y los variados patrones de distribución de la precipitación. Una asociación natural no perturbada puede definirse como un ámbito de condiciones naturales dentro de una zona de vida, junto con sus seres vivientes, cuyo complejo total de fisionomía de las plantas y de actividad de los animales es único. La misma asociación (así como la misma zona de vida) puede darse en diferentes partes del mundo, y estar compuestas de grupos de especies totalmente diferentes. Cada una de las zonas de vida implica un juego de asociaciones. Es posible establecer muchas combinaciones pero pueden indicarse cuatro clases básicas: climáticas, edáficas, atmosféricas e hídricas. 







La asociación climática o zonal implica un suelo zonal y un clima zonal. Es decir, en la asociación climática ningún factor ambiental complica los factores climáticos principales que determinan la zona de vida y, por lo tanto, es obvio que sólo una asociación climática puede existir en cada zona de vida. Como esta asociación es la más representativa de cada zona de vida, en la Figura 1 se ha colocado el nombre de la comunidad madura que, en condiciones naturales, ocuparía las áreas correspondientes a cada hexágono (o zona de vida). Ese nombre sirve para denominar la zona de vida correspondiente. Las asociaciones edáficas ocurren en áreas con suelos azonales o intrazonales. La mayoría de las variaciones edáficas tienden a influir sobre el balance del agua o de la humedad; por lo tanto, dan lugar a asociaciones más secas o más húmedas que la asociación climática correspondiente. La asociación atmosférica es el área ocupada por una comunidad en un clima azonal, por ejemplo climas mediterráneos, monzónicos, áreas boscosas nubladas y áreas de vientos fuertes. Da como resultado condiciones más secas o más húmedas en comparación con una asociación climática. La asociación hídrica es un área ocupada por una comunidad donde el suelo está cubierto de agua durante todo o casi todo el año.

Las asociaciones pueden ser una combinación de las cuatro mencionadas considerando su estado de calor y de humedad. Los nombres de las asociaciones deben incluir tan brevemente como sea posible las características, edáficas, atmosféricas e hídricas, que sean esenciales para distinguir la asociación de las demás dentro de una misma zona de vida.

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Los métodos de descripción de las asociaciones son muy discutibles, puede ser desde una descripción escrita, por medio de fotografías, utilizando el espectro fisonómico de formas de vida de Raunkiaer, sistemas numéricos basados en densidad, cobertura, consistencias etc. y diagramas fisonómicos y perfiles de vegetación. Holdridge propone el índice de complejidad y el perfil idealizado para describir las asociaciones. El índice de complejidad se calcula por la siguiente fórmula: I.C. = 10-3hbds En donde: h = altura del rodal (árboles) en metros. En rodales con dosel superior irregular, se promedian las alturas de los tres árboles dominantes. b = área basal en metros cuadrados, calculada del diámetro a la altura del pecho (1.37 m) de los árboles con diámetros de 10 cm o mayores, por un décimo de hectárea. d = densidad o número de troncos de árboles de 10 cm de diámetro o mayores por un décimo de hectárea. s= número de especies de árboles de 10 cm de diámetro o mayores, por un décimo de hectárea. El producto se divide por 1000.

e. La sucesión y el uso de la tierra

El tercer nivel del sistema es el correspondiente al uso real de la tierra y a la etapa de sucesión de la comunidad natural que ocupa el sitio en un momento determinado. Es decir, un determinado sitio puede estar cubierto por un cafetal, una plantación de maíz, un lago artificial, una ciudad, o una comunidad natural. Cuando se trata de una comunidad en estado sucesional se indica la etapa correspondiente. De esta manera, indicando la cobertura actual del área, la asociación y la zona de vida, se tienen todos los datos necesarios para describir un sitio determinado en tal forma que es posible hacer comparaciones con cualquier otro lugar de la Tierra.

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10.4. Metodología. Parte a) Descripción y reconocimiento del mapa de zonas de vida y de las Figuras 1 y 2 1) En grupo, se analizará el mapa de zonas de vida escala 1: 1000,000 (cada grupo el día de la práctica deberá tener impreso o en computadora el mapa) notar los colores de cada zona, indicar cuales son las zonas de vida más abundantes. Escoger una zona de vida del mapa, luego hacer su descripción con base en el documento de De La Cruz (1982)

2) Observar la Figura 1 y notar el tipo de escala y los nombres que hay, identificar la línea de escarcha y en grupo interpretarla. Observar la Figura 2 y discutir cuál es su relación con la Figura 1. Esto se hará por escrito y se entregará al final de la práctica. (Valor 15% de la práctica) Parte b) Determinación de zona de vida 11. En el INSIVUMEH se deberá obtener la siguiente información: 12. Temperatura (Tº) promedio anual 13. Precipitación (pp.) promedio anual 14. Evapotranspiración 15. Datos de altura, latitud y longitud de la estación de donde se obtuvieron los datos. Esta información se deberá tener por grupos el día de la práctica. Parte C) Fórmulas o  Biotemperatura = Tº promedio anual(3– X latitud) 100

(TXo promedio anual)2 24

La biotemperatura en ºC aparece en forma vertical al lado derecho e izquierdo de la Figura 1 en escala logarítmica.

 Evapotranspiración potencial media ETP= Biotemperatura x 58.93 Los valores de ETP se pueden encontrar en la Figura 1 en el lado derecho, expresado por año en milímetros.



Biotempera tura X 58.93 pp. promedio anual RETP (relación evapotranspiración potencial) =

Los valores de RETP se pueden encontrar en la Figura 1 en el lado izquierdo del triángulo, mientras mayor es el valor menor la humedad efectiva. 79

Definido los parámetros, se plotearan en el triángulo de zonas de vida de la siguiente manera:

Las escalas logarítmicas de la biotemperatura aparecen en dos columnas verticales en los extremos derecho e izquierdo del diagrama de la Figura 1. La línea de biotemperatura correspondiente a un sitio dado, se visualiza colocando una regla recta entre las dos escalas descritas. Las escalas logarítmicas de precipitación están en la base y a la derecha del triángulo (bloque de hexágonos), para encontrar la precipitación de un sitio dado, se coloca una regla siguiendo la diagonal indicada.

Como complemento se puede utilizar el valor de relación de evapotranspiración potencial utilizando la escala de este valor ubicada en la base y a la derecha del triángulo y trazando la línea con una regla.

El punto donde se cortan las líneas de precipitación, biotemperatura y relación de evapotranspiración potencial, determina la localización del sitio que se está buscando. En cada hexágono están inscritos los nombres de la vegetación primaria que existe, o que debería existir si el medio no hubiese sido alterado, de modo que los nombres se refieren a la vegetación natural clímax que hay o que podría haber en el lugar determinado. Después de localizar el punto dentro de uno de los hexágonos, debe definirse la región latitudinal y el piso altitudinal, que complementa el nombre de la Zona de Vida, para esto se utiliza como auxiliar la Figura 2 con los datos de altitud y latitud del lugar. En la Figura 2 en las regiones latitudinales se leen en la parte basal y se siguen en forma diagonal de izquierda a derecha, el piso altitudinal se encuentra en el lado derecho y se leen en forma horizontal; estos datos se ubican el diagrama de la Figura 1.

Las líneas más gruesas de los hexágonos son los límites de cada zona de vida. Como se nota en el diagrama, las líneas de biotemperatura, precipitación y relación de evapotranspiración potencial, forman seis triángulos en cada hexágono. Estos triángulos son zonas de transición (Figura 3). Dentro de cada triángulo, dos de los tres factores climáticos principales corresponden a la misma región o faja, la misma provincia de humedad o a la misma región o faja, la misma provincia de humedad o a la misma banda de precipitación a que corresponde el cuerpo principal del hexágono. El tercer factor climático corresponde a la región o faja, provincia o régimen de precipitación del hexágono vecino. Esto lo que indica es que hay 80

una transición entre las asociaciones que caen dentro de los triángulos (Jiménez, 1993).

Cuando se representan en un mapa, las zonas de vida se señalan mediante un color y el uso de siglas, formadas por dos grupos de letras separadas por un guion: el primer grupo, en minúsculas, corresponde a las iniciales del nombre dado a la humedad, el segundo, en mayúsculas, a la inicial de la biotemperatura; por ejemplo: bosque húmedo Tropical, se rotularía como bhT. (Valor de la parte b) 25% de la práctica).

Parte d) fase de campo 1) El profesor de laboratorio asignará por grupos, áreas para que se reconozcan las zonas de vida y con base en esto hagan una verificación de campo para comprobar si coincide con la zona de vida propuesta en el mapa. 2) Definir y describir las asociaciones presentes. Estimar el índice de complejidad de una asociación y elaborar un perfil de vegetación, para esto seguir la metodología de Holdridge (1979) p.43-48. Determinar la sucesión y el uso actual de la tierra. (Valor 35% de la práctica).

10.5. Cuestionario Este cuestionario tienen un valor del 25% del informe y se tiene que presentar con el reporte. 1. Argumentar porqué el sistema de clasificación de zonas de vida es climático, pero tiene un valor significativo en el estudio de la vegetación.

2. Qué otros sistemas climáticos a nivel mundial hay? Describirlos e indicar sus principales aplicaciones en ecología. Describir las diferencias y similitudes entre estas clasificaciones.

3. Analice el mapa de zonas de vida de Guatemala, e indique cuál o cuáles departamentos tienen más de una zona de vida, describa cada una. ¿ Qué significado ecológico tiene esto?

4. Indique cuales son las especies indicadoras del bosque espinoso y del bosque subtropical cálido. ¿Qué adaptaciones han desarrollado a través de la evolución para que sean ahora representativas de esas áreas. 81

5. Explique y describa las principales asociaciones encontradas en la zona de vida que estudio el grupo.

6. Investigue en el Perfil Ambiental 2010-2012, cual es la propuesta de las zonas de vida para Guatemala de acuerdo con los escenarios del cambio climático. ¿Qué diferencias hay con el presentado en esta práctica?

Figura 1. Triangulo de Zonas de vida de Holdridge.

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Figura 2. Posiciones aproximadas de las líneas guía de las regiones latitudinales y las fajas altitudinales del sistema mundial de zonas de vida de Holdridge.

Tomada de Jiménez, 1993. Figura 3. Nomenclatura de las áreas de transición de los hexágonos de que se presentan en la Figura 1.

10.6. Bibliografía a) De La Cruz S., J.R. 1982. Clasificación de zonas de vida de Guatemala a nivel de reconocimiento. Ministerio de Agricultura, Ganadería y Alimentación, Instituto Nacional de Bosques (INAFOR). Guatemala. 41 p. b) Jiménez S., H. 1993. Anatomía del sistema de ecología basada en zonas de vida de Holdridge. Centro Científico Tropical, San José Costa Rica. 23 p. c) Holdridge, L.R. 1979. Ecología basada en zonas de vida. Instituto Interamericano de Cooperación para la Agricultura. San José Costa Rica. 216 p. 10.7. Anexos Cuadro 1. Zonas de vida para el mundo. Clases de zonas de vida del sistema de Holdridge Denominación Denominación 01, Desierto polar 20 Bosque seco templado cálido 02, Tundra subpolar seca 21 Bosque húmedo templado cálido 03, Tundra subpolar húmeda 22 Bosque mojado templado cálido 83

04, Tundra subpolar mojada 05, Tundra subpolar lluviosa 06, Desierto boreal 07, Arbustal boreal seco 08, Bosque boreal húmedo 09, Bosque boreal mojado 10, Bosque boreal lluvioso 11, Desierto fresco templado 12, Arbustal templado fresco 13, Estepa templada fresca 14, Bosque húmedo templado fresco 15, Bosque mojado templado fresco 16, Bosque lluvioso templado fresco 17, Desierto templado cálido 18, Arbustal desértico templado cálido 19, Arbustal espinoso templado cálido

23 24 25 26 27 28 29 30 31 32 33 34 35 36 37 38

Bosque lluvioso templado cálido Desierto subtropical Monte desértico subtropical Floresta espinosa subtropical Bosque seco subtropical Bosque húmedo subtropical Bosque mojado subtropical Bosque lluvioso subtropical Desierto tropical Monte desértico tropical Floresta espinosa tropical Selva muy seca tropical Selva seca tropical Selva húmeda tropical Selva húmeda tropical Selva lluviosa tropical

Fuente: De La Cruz (1982).

Figura 4. Mapa de zonas de vida de Guatemala 84

11. Practica 11. Estudio de impacto ambiental. Cuidado del ambiente de los plásticos: Ecoladrillos 11.1. Introducción

La contaminación ambiental actualmente se ve en muchos aspectos, uno muy notorio es en los desechos sólidos, que cada uno de nosotros producimos, para Guatemala con datos del INE 2011 la cantidad es de 1176059 toneladas. Dentro los desechos sólidos, una basura social muy expandida son los plásticos. Estos los podemos ver en ciudades pueblos, carretera, ríos, lagos y océanos. La mayoría de productos de uso diario están relacionados a empaques de platicos, el problema es la composición química de estos, ya que su degradación en condiciones naturales es de largo plazo, de 150 a más de 700 años, una de las razones, se carece de los microorganismos que están involucrados con este proceso sobre la corteza terrestre. De estos plásticos, las bolsas de comida chatarra y bolsas para llevar o almacenar otras cosas, son las que más abundan. En el aspecto de su daño a las especies de las áreas marino costeras es evidente, muchos animales ingieren los plásticos sin identificarlos y puede producir intoxicaciones, otros quedan atrapados dentro de ellas o bien con partes de estos plásticos sobre su organismo. Además, se ha mostrado la presencia de islas de plástico en el océano que implican cambios en la evolución de los organismos acuáticos. Dentro de las soluciones podemos mencionar la educación en el uso de plástico, que no ha tenido el efecto deseado, la disminución y/o prohibición del uso de plásticos, lo cual es una tendencia a largo plazo, reciclado que está aumentando cada vez más, captura del plástico (reutilización) y dejarlo almacenado en lugares seguros, en lugar de que lleguen a ser contaminantes. En esta última opción está dirigida la presente práctica, que consistirá en elaborar ecoladrillos y utilizarlos para la construcción de muros y/o paredes. 11.2. Objetivo general Crear conciencia de la necesidad contaminantes como los plásticos.

de

reutilización

de

materiales

11.3. Objetivos específicos Aprender la elaboración de ecoladrillos de envases plásticos y rellenados con materiales de plástico y afines. Sistematizar información la elaboración y reutilización de ecoladrillos. Revisar literatura respecto al impacto ambiental de los plásticos a nivel mundial y nacional.

85

11.4. Revisión de literatura Plásticos Los plásticos son polímeros de alto peso molecular de composición orgánica, generalmente se sintetizan a partir de derivados químicos del petróleo. En la Tabla 1 se muestra una clasificación general Tabla 1. Clasificación internacional de los plásticos

Ecoladrillos En la búsqueda de soluciones para evitar el exceso de contaminación por plásticos que ha proliferado últimamente, más o menos a partir del 2010, nace la idea de reutilizar los envases de plástico, rellenados con materiales plásticos. Así nacen los ecololadrillos, que es una tecnología adecuada y de elaboración artesanal. En la Figura 1 se muestra los contenidos principales que puede contener un ecoldadrillo y en la Figura 2 se muestra de forma general su elaboración. En la parte de metodología se proporcionan link de videos de su elaboración. En la Figura 3 se muestra una de las formas en que estos se pueden utilizar en construcción. Dependiendo del uso posterior que se vaya hacer de ellos, se puede utilizar recipientes de varios tamaños, en la Figura 3 se muestra los tamaños comúnmente utilizados.

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Qué puede contener un Ecoladrillo, Residuos de plásticos, papel de aluminio y papeles altamente plastificados como: 1. Envolturas de spagueti u otras pastas.

2. Envoltura de arroz.

3. Envoltura de chocolates.

4. Tapas de yoghurt.

5. Bolsas de plástico.

6. Envases de Yakult.

7. Empaques tetrapack.

8. Bolsas de frituras.

9. Paquetitos de mermeladas

Figura 1. Materiales que pueden utilizarse para la elaboración de ecoladrillo.

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https://www.dondereciclo.org.ar/blog/ecoladrillos-una-nueva-opcion-parareutilizar-residuos-plasticos/ Figura 2. Esquema que muestra la elaboración de los ecoladrillos

Figura 3. Una de las maneras de utilizar los ecoladrillos en construcciones. https://www.dondereciclo.org.ar/blog/ecoladrillos-una-nueva-opcion-parareutilizar-residuos-plasticos/

Fuente: Zuñiga, 2012. Figura 4. Tamaños comunes utilizados como ecoladrillos

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11.5. Metodología Al inicio de laboratorio se mostrarán los siguientes videos que están relacionados con el tema. 1. https://www.youtube.com/watch?v=sdy7_e4_HE0 2. https://www.youtube.com/watch?v=YDEg2NwHf-A 3. https://www.youtube.com/watch?v=zE-bvvp_XfQ Desarrollo de la práctica El primer día de laboratorio, se dará la explicación para la realización de esta práctica. La cual corresponde al laboratorio 11, pero que necesita que empiece desde el inicio de laboratorios para que sea desarrollada a lo largo del semestre. 11.6.De manera individual 1. Cada estudiante elaborará 10 ecololadrillos, utilizando envases plásticos de 0.6 o 0.5 litros) siguiendo las recomendaciones del video 1. Los primeros tres ecoladrillos se tiene que entregar en la tercera semana de iniciado el laboratorio, tres en la sexta, dos en novena y dos en la onceava semana. Cada recipiente debe ir identificado con marcador permanente, colocando nombre, carné y día de laboratorio. El auxiliar de cátedra evaluará si es aceptable, en caso contrario se debe corregir. 2. Llenar la información siguiente para cada uno Instrumento 1. Fuente por porcentaje de materiales no reciclables utilizados Cas a Calle Carreteras Botaderos Universidad

Ecoladrill o 1 2 3 4 Si hay otras fuentes incluirlas. Instrumento 2.

Porcentajes de tipos de materiales utilizados Ecoladrill o 1 2 3 4

Peso g

en A

B

C

D

….

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Cada estudiante hará una clasificación de los materiales no reciclables utilizados, de acuerdo, con el vídeo 1, Figura 1 y a la Tabla 1 de este instructivo. En caso utilicen algún otro que no está, agregarlo y utilizar un nombre reconocido. No utilizar materiales orgánicos, mojados ni papel. El cálculo de cada porcentaje será de manera cualitativa, es decir con base en los materiales utilizados se hará una estimación de que porcentaje utilizaron de cada uno. 3. Antes de entregarlo, hacer una prueba de compactación (ver video 1). 11.7. En grupo 1. Toda la información generada individualmente será integrada en un informe. El día de la práctica hará una presentación parcial de sus resultados y entregará un informe final el día de la prueba final del laboratorio. Este informe debe seguir las instrucciones de un documento de investigación completo: introducción, planteamiento del problema, justificación, objetivos, revisión de literatura, metodología, resultados, discusión, conclusiones, recomendaciones y bibliografía. Como anexo el cuestionario y otra información que el grupo considere importante. En el caso de la revisión de literatura elaborarla de acuerdo a los siguientes puntos: a) revisión sobre los plásticos, su composición química y durabilidad, usos, producción mundial y nacional, necesidades de su uso; b) problemas ambientales del uso de plásticos en ecosistemas terrestres, ríos, lagos y océano, poner ejemplos internacionales y nacionales; c) reciclaje y reutilización, ventajas, desventajas; d) Elaboración de ecoladrillos y sus usos más comunes.

2. Los ecoladrillos serán utilizados de una vez, en el año 2018 serán para elaborar muros bajos de contención en el área de la Colección de Plantas Medicinales del CEDA. Cada grupo se pondrá de acuerdo con su auxiliar para almacenar los ecoladrillos entregados. Tomar en cuenta que cada grupo será responsable de sus ecolodrillos hasta su colocación en el campo en donde en conjunto con los otros grupos de su día construirán una estructura de baja altura, como protección de suelo dentro del área indicada. Para esto en cada uno de los días de laboratorio, se tendrán que poner de acuerdo en la compra de malla (tipo gallinero), arena de río y cemento. Los estudiantes se coordinaran con su auxiliar para tener estos materiales en la tercera semana de laboratorio. El trabajo de albañilería, será coordinado con la secretaria adjunta de la Facultad (esto será por medio del responsable del curso de Ecología General). La colocación en su lugar debe realizarse a más tardar el último día de prácticas de Ecología General, para que pueda ser evaluado por el auxiliar de cátedra.

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La responsabilidad de cada grupo en esta fase del trabajo es dirigir la elaboración del muro, tomar la información para elaborar su informe y elaborar un video que sirva de ayuda para futuros trabajos. Evaluación (La práctica tiene un valor de 3 puntos) Elaboración y entrega de ecoladrillos 1 punto Elaboración, entrega y presentación de informe 1 punto Construcción de la estructura en el CEDA 1 punto 11.8. Cuestionario 1. En un esquema de ecosistema utilizando la simbología de Odum, explicar en qué partes de este están afectando los plásticos con la contaminación actual. 2. De acuerdo con el programa de teoría del Curso de Ecología General, ¿en qué temas se relaciona, lo realizado en esta práctica y que aplicaciones encuentra el grupo al respecto? 3. Hacer una proyección, utilizando las estimaciones realizadas en esta práctica, ¿de cuánto plástico se podría reutilizar con esta tecnología.

11.9. Bibliografía

Leiva, D. y Reyes J. (2017). Ladrillos ecológicos: una estrategia didáctica. X Congreso internacional sobre investigación en didáctica de las ciencias. Sevilla, España. 993-998. Zuñiga de Paz, J.A. (2012). Lineamientos básicos para la elaboración de eco ladrillos con desechos reciclables, dirigidos al personal docente del Instituto Normal “Rafael Landívar” del municipio de Mazatenango, departamento de Suchitepéquez. Tesis Licenciatura, Pedagogía, Facultad de Humanidades. 82 p. Albano, L. (2014). Reutilización de residuos plásticos para la fabricación de ecoladrillos. Tesis Licenciatura, Universidad de Carabobo, Venezuela. 74 p.

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12. CARACTERIZACIÓN DE ECOSISTEMAS

12.1. Objetivo General Explicar de manera cuantitativa un ecosistema y/o agroecosistema, aplicando los conceptos aprendidos durante las prácticas y teoría de ecología general. 12.2. Objetivos específicos 1.- Observar y describir las características de los ecosistemas y agroecosistemas. 2.- Observar y clasificar los componentes bióticos y abióticos de un ecosistema y agroecosistema. 3. Describir el flujo de la energía a través del ecosistema. 4.- Explicar las interacciones básicas entre los organismos vivos y su ambiente. 12.3. Metodología

a. Caracterización del agroecosistema Medir una parcela de 100 m 2 de área de cultivo (de preferencia utilizar la misma, que se utilizó para el cálculo de energía.  Caracterizar cada subsistema (cultivo, malezas, plagas, enfermedades, etc.).  Interaccionar los diferentes subsistemas para elaborar un modelo de los elementos que integra el agroecosistema caracterizado, indicando las entradas, interacciones (energía fijada) y salidas, utilizando la simbología propuesta por Odum (1985).  Establecer conclusiones del trabajo realizado, con base en los resultados obtenidos y tomando en consideración los objetivos propuestos.  Plantear recomendaciones con base en las ventajas y desventajas que se pudieran observa de la metodología utilizada. Documentos de apoyo: Sarandon (2004). El agroecosistema un sistema natural modificado. Curso de Agroecología y Agricultura sustentable. La Plata, Argentina. http://aulavirtual.agro.unlp.edu.ar/pluginfile.php/32913/mod_resource/content/ 0/2012/Cap4-Agroecosistemas-_Sarandon_1_1_.pdf Hart, R. 1985. Conceptos básicos sobre agroecosistemas, Catie, Turrialba, Costa Rica. 160 p. Odum y Barret, G. 2006. Fundamentos de Ecología. Quinta edición. Thomson. México. 598 p. b. Caracterización del ecosistema Los componentes de un ecosistema son: 

Componentes abióticos

1.- Los elementos nutritivos de la planta (macro y microelementos). 92

2.- El clima (luz, temperatura, humedad relativa, precipitación pluvial, vientos y Nubosidad). 3.- El suelo (propiedades físicas y químicas). 4.- Las rocas (componente geológico). 5.- Ríos y lagos (componente hidrológico). 6.- Relieve (componente geomórfico). 

Componentes bióticos

1.- Productores o autótrofos (organismos como las plantas que son capaces de elaborar sus propios alimentos). 2.- Consumidores o heterótrofos (herbívoros; carnívoros primarios, secundarios y terciarios; el hombre; los parásitos, etc.). 3.- Los organismos descomponedores (hongos, bacterias y algunos protozoos) que liberan energía y se alimentan de los residuos muertos de animales, vegetales y microorganismos). c. El funcionamiento de los ecosistemas descansa fundamentalmente en los siguientes aspectos: 1.- La cadena trófica o alimenticia de los organismos. 2.- Los ciclos biogeoquímicos de los materiales (nitrógeno, fósforo, carbono, azufre, etc.) 3.- El flujo de energía. El sol es captado por las plantas fluyendo hacia los organismos consumidores, proceso en el cual hay una pérdida paulatina del flujo de energía hasta escapar íntegramente del ecosistema en forma de calor. 4.- Cualquier ecosistema tiende hacia la mayor diversidad posible de especies. 5.- La evolución de los ecosistemas se da a través de la sucesión ecológica mediante interacciones complejas entre las diferentes poblaciones que las componen. 6.- Los ecosistemas tienden al equilibrio o a la madurez, fase también conocida como clímax. En esta etapa hay un equilibrio entre el ingreso y el consumo de energía. Por lo tanto, el ecosistema, tiene una existencia dinámica y cambiante, muy sensible a la acción del hombre en su búsqueda de satisfacción de necesidades. Una de las preocupaciones fundamentales de la sociedad actual, es cómo evitar el deterioro de los ecosistemas, cómo realizar una explotación racional y sustentable. La caracterización del ecosistema se hará mediante la descripción de las comunidades vegetales y del medio ambiente (suelo, rocas, clima, relieve, hidrología) y la energía calculada en la práctica correspondiente. En el bosque establecer una parcela de 100 m2. d. En cada sitio registrar. 1. La composición florística que consiste en un inventario de las especies. 93

2. La composición de formas biológicas que se refiere a las distintas formas adaptativas de las plantas (perennes, caducifolios, suculentos, etc.). 3. Estructura de la vegetación. Se define como el arreglo espacial de las especies (tanto horizontal como vertical) y por la abundancia de cada una de ellas. 4. Enumerar las especies de la fauna silvestre que habitan dentro de las comunidades vegetales y también la fauna del suelo; ordenar las especies de acuerdo al tamaño de su población. 5. Descripción del suelo. De preferencia describir un perfil del suelo, destacando las siguientes características físico-químicas:  Textura al tacto Arenas. Al friccionarlas cerca del oído, hacen ruido. Limos. Son partículas que al tacto se sienten suaves, jabonosas y ligeramente pegajosas. Arcillas. Son partículas que al tacto se sienten pegajosas o chiclosas. Cuando 94el suelo está seco los materiales están duros.  Estructura Se clasificarán de acuerdo a su forma: Laminar, prismática, columnar, Granular, bloque angular y bloque subangular. 

Medición de la profundidad del suelo.

 Determinación del pH del suelo. En una cápsula de porcelana múltiple se coloca una pequeña muestra de suelo, se le agrega agua destilada, se agita y se deja reposar unos cinco minutos. Después se introduce un papel indicador de pH en la solución del suelo durante un minuto; en ese tiempo, adquiere un color característico que se compara con la tabla de colores, dándonos el valor del pH.  Determinación de la Materia orgánica Se toma una muestra de suelo y se pone en la cápsula de porcelana, se le agregan 2-3 gotas de peróxido de hidrógeno al 3% (agua oxigenada). A mayor efervescencia, mayor el contenido de materia orgánica.  Determinación de carbonatos A la muestra de suelo se le agregan algunas gotas de Ácido clorhídrico al 10%, si hay gran efervescencia hay alto contenido de carbonatos. 

Tipo de relieve:

valle, lomeríos, montaña y % de pendiente.  Usos del suelo.  Es importante destacar, la relación de las características del suelo con los organismos vivos que se desarrollan en él.

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12.4. Cuestionario 1.- ¿Qué eslabones de la cadena trófica se observaron en el ecosistema 2.- Describir el flujo de energía en el ecosistema trabajado. 3.- ¿En qué etapa de desarrollo (sucesión vegetal, clímax o degradación) se encuentra el ecosistema? 4.- ¿Qué utilidad tiene la descripción de un ecosistema? 12.5. Bibliografía Arana, Federico. 1982. Ecología para principiantes. Ed. Trillas. 138 p. Franco López, J. et al. 2001. Manual de ecología. 2ª edición. Ed. Trillas, 266 p.

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12.6. Anexos

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13. Requisitos de los informes de laboratorio ecología general No .

Descripción

Ponderación

1.

Encabezado: (De no tomarse en Información general del curso, logo FAUSAC, día, cuenta los jornada, Auxiliar encargado, nombre completo y carné. requisitos se restaran 5 pts del total de informe)

2.

Introducción (una página como máximo)

5pts

3.

Objetivos (1 General, específicos)

5 pts

4.

Marco Teórico y Referencial, debidamente citado (APA 6ed.)

10pts

5.

Materiales y Metodología (La metodología debe incluir los 5 pts modelos o formulas utilizadas para la obtención de los resultados)

6.

Resultados: (EJEMPLO: EN LA PRACTICA NO. 1 LOS 25 pts RESULTADOS SON LOS REQUERIDOS EN LOS INCISOS DE LA METODOLOGÍA) Pueden ser Imágenes, Cuadros, Graficas, etc. Debidamente citados (en caso de utilizar modelos estadísticos deberá incluir la formula general del cálculo realizado)

7.

Discusión de resultados por cada uno de ellos y una discusión 25 pts general (si la práctica lo requiere)

8.

Conclusión: Estos deben responder de forma clara los objetivos 10 pts planteados, fundamentados en sus resultados y la literatura consultada.

9.

Bibliografía: APA 6ta. Edición

5pts

10.

Cuestionario: El cual se encuentra al final de cada práctica

5pts

11.

Anexo: En este podrá incluir cuadros e imágenes de referencia que crea conveniente, además de manera obligatoria y debidamente descritas, fotografías de los integrantes del grupo a evaluar, esto será indispensable para tener derecho a la ponderación correspondiente. TOTAL 100 pts

El total de netos de cada informe se describe por práctica de laboratorio en el programa del mismo, cualquier modificación será dada únicamente por el auxiliar encargado. 100