Metab Gkuc

Regulación de otras rutas del metabolismo de la glucosa Gluconeogénesis La gluconeogénesis es la ruta por la cual los precursores no azúcares (lactato, piruvato, propionato, glicerol y aminoácidos) se convierten en glucosa. No debemos de confundirlo con la glucogenolisis, ya que se forma glucosa pero a partir del glucógeno o (glucosa)n y no es una síntesis de novo. Como sabemos, la glucosa ocupa un papel central en el metabolismo, tanto como fuel como precursor de otros carbohidratos y biomoléculas. El cerebro (una persona normal consume unos 160±20 g de glucosa por día, un 75% por el cerebro) y los eritrocitos por ejemplo dependen de la glucosa como fuente energética (otros son la lente, la córnea, los testículos, la médula del riñón). Sin embargo el hígado solamente puede almacenar glucosa en forma de glucógeno para proporcionar al cerebro glucosa durante solo medio día en condiciones de ayuno (entre 180 y 200 g de glucógeno se almacenan en un individuo normal y los fluidos corporales tienen unos 20 g de glucosa libre). Por lo tanto, durante condiciones de ayuno o metabólicamente parecidas la mayor parte de la glucosa se debe de formar por la gluconeogénesis (nueva síntesis de glucosa) a partir de precursores que no son carbohidratos. Mediante estudios de marcaje, la fuente de la glucosa en condiciones de ayuno por la gluconeogénesis es de cerca del 64% del total de la glucosa presente en sangre (durante las primeras 22 h) y prácticamente toda la glucosa a las 48 h. Por lo tanto, incluso durante unas horas sin alimentarse, la gluconeogénesis es la ruta por la cual la mayor parte de la glucosa se forma en los animales. Tiene lugar principalmente en el hígado (90%) y menos en el riñón (10%). Los precursores que se pueden convertir en glucosa son: lactato y piruvato, producidos en la glicolisis, intermediarios del ciclo de los ácidos tricarboxílicos y los esqueletos carbonados de la mayoría de los aminoácidos (glucogénicos, dan lugar a la síntesis neta de Pyr o OAA). En primer lugar todos estos precursores tienen que convertirse en OAA, que es la molécula que comienza la gluconeogénesis. Los únicos aminoácidos que no se pueden convertir en OAA son la Leu y la Lys (cetogénicos) ya que producen acetil-CoA y acetoacetato y los animales no tienen ninguna ruta que les permita convertir el acetilCoA en OAA (solo en plantas). Por la misma razón los ácidos grasos no pueden utilizare para la síntesis de glucosa en los animales ya que se degradan acetil-CoA. El glicerol, formado en la rotura de los triacilgliceroles, forma G3P con gasto de ATP (glicerol quinasa) y después DHAP (G3P deshidrogenasa). Los ácidos grasos con número impar n de átomos de carbono o ramificados (derivados de laclorofila, por ejemplo) dan lugar a propionato, (acido graso)n ® (n-3)/2 acetil-CoA + propionil-CoA El propionil-CoA se convierte en S-metilmalonil-CoA por la propionil-CoA carboxilasa (utiliza ATP), este en R-metilmalonil-CoA por una racemasa y este en succinil-CoA por una mutasa (con vitamina B12), que da lugar a OAA. La fructosa puede dar lugar a glucosa. La F se fosforila a F1P en el hígado y esta se rompe por una aldolasa específica en DHAP y gliceraldehido. El gliceraldehido se reduce a glicerol, este forma G3P con gasto de ATP (glicerol quinasa) y después DHAP

(G3P deshidrogenasa). Las dos moléculas de DHAP formadas pueden ser utilizadas en la formación de glucosa o bien en la glicolisis. En la glicolisis,la glucosa se convierte en piruvato; en la gluconeogénesis, el piruvato se convierte en glucosa. Pero una no es el inverso de la otra. La gluconeogénesis utiliza enzimas glicolíticas. Sin embargo, varias de las enzimas de la glicolisis tienen una _G bastante negativa (hexoquinasa, fosfofructoquinasa y piruvato quinasa) y por lo tanto estas reacciones se deben de reemplazar para que la biosíntesis de la glucosa sea favorable termodinámicamente. Esto es así (las rutas de degradación y biosíntesis deben de diferenciarse al menos en un enzima) para que en condiciones fisiológicas las rutas sean favorables termodinámicamente y al mismo tiempo puedan ser reguladas de manera independiente y coordinada, y si una ruta funciona la otra no.

Formación de PEP a partir de Pyr La formación de PEP a partir de Pyr necesita energía y esto se consigue convirtiendo el Pyr primero en OAA y después este en PEP. Este proceso requiere dos enzimas, la piruvato carboxilasa, que forma OAA a partir de Pyr, HCO3 - y ATP, y la PEP carboxiquinasa, que convierte el OAA en PEP utilizando GTP. La piruvato carboxilasa es una proteína tetramérica (4 x 120 kD), con 4 grupos prostéticos de biotina y localizada solamente en la mitocondria. La biotina funciona como un transportador de grupos CO2. La biotina está unida covalentemente al enzima por una unión amida entre su cadena lateral de valerato y un grupo e-amino de un resto de Lys, formando la biocitina o biotinillisina. La biotina está por tanto unida a la proteína por una cadena flexible de unos 14A, de manera parecida al grupo lipoil-lisilo del complejo de la piruvato deshidrogenasa. La biotina es un factor esencial en la dieta humana, pero su carencia es rara ya que es abundante en los alimentos y es sintetizado por la flora intestinal. Unicamente se produce en personas que se alimentan de muchos huevos crudos, ya que tienen una proteína, la avidina, que une a la biotina muy fuertemente (no ocurre en los cocinados por que la avidina está desnaturalizada). Parece ser que la avidina funciona como bactericida para inhibir el crecimiento de los microorganismos en el huevo. La reacción de la piruvato carboxilasa transcurre en dos partes. En la primera, la biotina se carboxila por el bicarbonato, con gasto de ATP, y en la cual se forma un intermediario carboxifosfato. Este intermediario tiene suficiente energía para carboxilar la biotina sin necesidad de más aporte de energía. A continuación, el carboxilo activado se transfiere al Pyr en una reacción de tres pasos para formar el OAA. Estos dos pasos ocurren en sitios diferentes del enzima; el brazo de la biocitina sirve para transferir el anillo de biotina entre ambos sitios. La síntesis del OAA es una reacción anaplerótica que aumenta la actividad del TCA. La acumulación del acetil-CoA señala la necesidad de más OAA para que el ciclo de los ácidos tricarboxílicos pueda funcionar; el acetil-CoA es un activador alostérico de la piruvato carboxilasa muy importante. El enzima está completamente inactivo si no tiene acetil-CoA unido. Si el ciclo de los ácidos tricarboxílicos está inhibido, por ejemplo por el ATP y el NADH, el OAA va hacia la gluconeogénesis. La PEP carboxiquinasa, una enzima monomérica de 74 kD, cataliza la descarboxilación del OAA (utilizando GTP) para formar PEP (y GDP). Nótese que el CO2 utilizado para

carboxilar al Pyr se elimina ahora al formar PEP. El OAA se podría pensar como un Pyr activado con CO2. La generación del OAA a partir del Pyr o de los intermediarios del ciclo de los ácidos tricarboxílicos ocurre en la mitocondria, mientras que los enzimas que convierten el PEP en glucosa son citosólicos. La PEP carboxiquinasa está en la mitocondria del hígado de paloma y conejo, en el citosol del hígado de ratón y rata, y en cobayas y humanos tanto en la mitocondria como en el citosol. Para que la gluconeogénesis continue o bien el OAA o bien el PEP deben de salir de la mitocondria. El PEP tiene transportadores específicos situados en la membrana mitocondrial, pero no así para el OAA. Se debe de convertir o bien en Asp o bien en malato para poder salir a través de transportadores específicos. La diferencia entre ambos tipos de transporte radica en la utilización de los equivalentes de reducción. La ruta de la malato deshidrogenasa da lugar al transporte de equivalentes de reducción del NADH desde la mitocondria hacia el citosol, mientras que la ruta de la aspartato aminotransferasa no. Como se necesita NADH para la gluconeogénesis en el citosol, la ruta del malato es más necesaria. En el caso de que el precursor de la glucosa fuera el lactato, como su oxidación para generar Pyr proporciona NADH, se puede utilizar cualquier ruta. Obviamente, ambas rutas se pueden utilizar en sentido inverso para transportar equivalentes de reducción en forma de NADH dentro de la mitocondria (lanzadera del malatoaspartato). Las rutas opuestas de la glicolisis y de la gluconeogénesis utilizan algunos enzimas de ambas rutas para ellas. Aparte de lo que ya hemos visto (reacción de la piruvato quinasa), en la glicolisis existen otros dos pasos desfavorables en la dirección gluconeogénica: la fosfofructoquinasa y la hexoquinasa. En estos pasos, en lugar de generar ATP simplemente cambiando el sentido de la reacción, la F1,6BP y la G6P son hidrolizadas, dando lugar a Pi, mediante las reacciones catalizadas por la fructosa-1,6bisfosfatasa y la glucosa-6-fosfatasa. La glucosa-6-fosfatasa existe solamente en hígado y en riñón, lo que les permite proporcionar glucosa a otros tejidos. La glucosa-6fosfatasa es una enzima de membrana y está localizado su centro activo dentro del retículo endoplásmico (RE). La G6P se transporta hacia el interior del RE por una proteína T1, allí es hidrolizada a G más Pi por la G6Pasa, y entonces el Pi y la G pasan de nuevo al citosol por las proteínas T2 y T3. La G6Pasa está estabilizada por una proteína asociada unida a Ca2+. Gracias a la existencia de estos pasos irreversibles, tanto la glicolisis y la gluconeogénesis son favorables termodinámicamente. Esto es así gracias a la energía libre liberada en la hidrólisis de una molécula de ATP y otra de GTP por molécula de glucosa además de la que se utilizaría si la gluconeogénesis fuese lo mismo que la glicolisis pero al revés. Los cuatro enlaces extra que se necesitan en la gluconeogénesis comparada con la glicolisis son necesarios para que su DGº´ sea negativa.

GLICOLISIS Glucosa + 2 NAD+ + 2 ADP + 2 Pi ® 2 Pyr + 2 NADH + 4 H+ + 2 ATP + 2 H2O DGº´= -20 kcal/mol

INVERSO DE LA GLICOLISIS 2 Pyr + 2 NADH + 4 H+ + 2 ATP + 2 H2O ® glucosa + 2 NAD+ + 2 ADP + 2 Pi DGº´= +20 kcal/mol GLUCONEOGENESIS 2 Pyr + 2 NADH + 4 H+ + 4 ATP + 2 GTP + 6 H2O ® glucosa + 2 NAD+ + 4 ADP + 2 GDP + 6 Pi DGº´= -20 kcal/mol Gluconeogénesis – Glicólisis 2 ATP + 2 GTP + 4 H2O ® 2 ADP + 2 GDP + 4 Pi Estas pérdidas en energía son imprescindibles y el precio a pagar para controlar y regular de manera independiente ambos tipos de procesos. Si recordamos que aproximadamente un ATP modifica la constante de equilibrio unas 108 veces, 4 ATPs, el consumo extra en la gluconeogénesis, modificaría la constante de equilibrio unas 1032 veces, favoreciendo por tanto la formación de glucosa a partir del piruvato La gluconeogénesis es costosa en términos de ATP (6 ATP se requieren para la síntesis de una molécula de glucosa a partir de 2 moléculas de lactato). El ATP necesario se obtiene en gran parte de la oxidación de los ácidos grasos. Por regla general, las condiciones que hacen que el hígado sintetice glucosa también hacen que la cantidad de ácidos grasos en la sangre aumente. En el hígado estos ácidos grasos se oxidan a cuerpos cetónicos.

Regulación de la gluconeogénesis Como es obvio, si tanto la glicolisis como la gluconeogénesis procedieran de una manera descontrolada, tendríamos un ciclo fútil donde se gastaría ATP y GTP. Esto no ocurre sino que ambas rutas están reguladas de manera recíproca de acuerdo a las necesidades del organismo. Cuando el organismo está alimentado, y la[glucosa] en sangre es alta, el hígado funciona para la conservación de energía, se sintetiza glucógeno y la glicolisis está activada, así como la piruvato deshidrogenasa para formar acetil-CoA, con la consiguiente formación de ácidos grasos y lípidos. Cuando el organismo está en ayuno, el hígado intenta mantener la [glucosa] en sangre estimulando la rotura del glucógeno y cambiando la ruta de la glicolisis por la de la gluconeogénesis, utilizando principalmente productos de degradación de proteínas mediante el ciclo de la glucosa-alanina. Como hemos comentado anteriormente, la velocidad y la dirección de la glicolisis y gluconeogénesis son controladas en los puntos de estas rutas donde la direcciones se pueden regular: reacciones de la hexoquinasa (HK)/glucosa-6-fosfatasa, fosfofructoquinasa (PFK)/fructosa-1,6- bisfosfatasa (FBPasa) y piruvato quinasa (PK) / piruvato caboxilasa-PEP carboxiquinasa (PEPCK).

Los mecanismos dominantes son las interacciones alostéricas y las modificaciones covalentes dependientes de AMPc (fosforilación/desfosforilación). Esta modificación covalente hace que el sistema sea sensible al control por el glucagón y otras hormonas que afectan los niveles de AMPc. El más importante de los efectores alostéricos es el F2,6-BP que activa la PFK e inhibe la FBPasa. El nivel de F2,6-BP está controlado por las velocidades de su síntesis y de rotura por la PFK-2 y la FBPasa-2 respectivamente. Aunque estas enzimas catalicen reacciones que no pertenecen estrictamente a las rutas de la glicolisis o de la gluconeogénesis, su control es muy importante. Las actividades de la PFK-2 y de la FBPasa-2 ocurren en dominios separados de la misma enzima (enzima bifuncional o enzima tándem), están sujetas a regulación alostérica y modificación covalente. La activación de la gluconeogénesis en el hígado implica también la inhibición de la glicolisis a nivel de la piruvato quinasa. La piruvato quinasa del hígado está inhibida por la Ala y por fosforilación. En contraste, la degradación del glucógeno está estimulada por fosforilación. Ambas rutas confluyen en la G6P, que se convierte en glucosa para ser exportada al cerebro y al músculo. La piruvato quinasa del músculo no está regulada; esto sería contraproducente en el músculo ya que este tejido no posee la habilidad de sintetizar glucosa por la gluconeogénesis. El glucagón aumenta el nivel de los ácidos grasos en la sangre promoviendo la lipolisis en el tejido adiposo, una acción opuesta por la insulina. La mayor cantidad de ácidos grasos que puede disponer el hígado hace que este los oxide a cuerpos cetónicos, promoviendo la síntesis de glucosa (proporciona el ATP necesario). También el glucagón y la insulina regulan la gluconeogénesis influyendo en la fosforilación de las enzimas susceptibles. El glucagón activa la adenilato ciclasa produciendo AMPc, el cual activa la proteína quinasa A, la cual a su vez inactiva fosforilando la piruvato quinasa. La inactivación de esta enzima glicolítica estimula el paso opuesto en la gluconeogénesis, bloqueando la conversión fútil de PEP en Pyr. El glucagón también estimula la gluconeogénesis disminuyendo la concentración de F-2,6-BP en el hígado (activador alostérico de la 6-fosfofructo-1-quinasa e inhibidor alostérico de la fructosa1,6-bisfosfatasa). El glucagón, mediante el AMPc, baja el nivel de F-2,6-BP estimulando la fosforilación del enzima bifuncional 6-fosfofructo-2-quinasa/fructosa2,6-bisfosfatasa. La fosforilación de este enzima inactiva la actividad quinasa que forman F-2,6-BP a partir de F6P pero activa la actividad fosfatasa que hidroliza el F2,6-BP en F6P. Esta disminución de F-2,6-BP disminuye la actividad de la 6fosfofructo-1-quinasa y aumenta la actividad fructosa-1,6-bisfosfatasa. En su conjunto,

aumenta la gluconeogénesis. El aumento en F6P puede favorecer la gluconeogénesis por la inhibición de la glucoquinasa gracias a una proteína inhibidora. La insulina tiene efectos contrarios al glucagón, pero me3diante un mecanismo no del todo establecido. El glucagón y la insulina tienen también efectos más duraderos en la glicolisis y en la gluconeogénesis del hígado mediante la inducción y la represión de la síntesis de enzimas de ambas rutas. Una relación glucagón/insulina alta en la sangre aumenta la capacidad gluconeogénica y disminuye la glicolítica. Una relación glucagón/insulina baja tiene efectos contrarios. El glucagón señala e induce una serie de enzimas: PEP carboxiquinasa, fructosa-1,6-bisfosfatasa, glucosa-6-fosfatasa y algunas aminotransferasas. Un modelo de cómo ocurre puede ser el siguiente: El glucagón se une a su receptor en la membrana plasmática, activa la adenilato ciclasa, aumenta el AMPc, y activa la proteína quinasa A. La proteína quinasa A fosforila un aproteína denominada proteína de unión activada por AMPc (CREB), que en su forma fosforilada se une a una proteína de respuesta al AMPc (CRE), proteína que promueve la transcripción de una serie de proteínas. Por un mecanismo similar, el glucagón reprime la transcripción de genes disminuyendo la síntesis de la glucoquinasa, 6-fosfofructo-1quinasa y piruvato quinasa. La insulina actúa de manera contraria al glucagón. Cuando la glicolisis no se necesita, los enzimas clave no se sintetizan, mientras que los de la gluconeogénesis sí, y viceversa. El etanol inhibe la gluconeogénesis por el hígado. El etanol se oxida principalmente en el hígado, produciendo gran cantidad de equivalentes de reducción, que se transportan a la mitocondria por la lanzadera del malato-aspartato. Este exceso de NADH crea problemas a la gluconeogénesis porque fuerza el equilibrio entre las reacciones catalizadas por la lactato deshidrogenasa y malato deshidrogenasa en las direcciones de formación del lactato y del malato. CH3CH2OH + NAD+ ® CH3CHO + NADH + H+ Pyr + NADH + H+ ® lactato + NAD+ CH3CH2OH + NAD+ ® CH3CHO + NADH + H+ OAA + NADH + H+ ® malato + NAD+ Forzando estas reacciones se inhibe la síntesis de glucosa porque limita las cantidades de Pyr y OAA presentes para las reacciones catalizadas por la piruvato carboxilasa y la PEP carboxiquinasa respectivamente.

Ciclo de Cori y ciclo de la alanina La contracción del músculo está sostenida por el consumo de ATP, que se regenera por la fosforilación oxidativa en las mitocondrias en las fibras musculares rojas y por la glicolisis, que da lugar a lactato, en las fibras musculares blancas. Las rojas también producen lactato cuando la demanda excede la capacidad de producción de ATP por la fosforilación oxidativa. El lactato se transfiere a través de la sangre, al hígado, donde se convierte en piruvato por la lactato deshidrogenasa y después en glucosa por la gluconeogénesis. Gracias al torrente sanguíneo, el hígado y el músculo participan de un ciclo metabólico conocido como el ciclo de Cori. Esto sería el ciclo fútil

glicolisis/gluconeogénesis pero ahora no ocurren en el mismo lugar (célula) sino en diferentes (tejidos). El ATP del hígado se utiliza para resintetizar glucosa a partir del lactato producido en el músculo, y la glucosa resintetizada vuelve de nuevo al músculo para ser utilizada o almacenada en forma de glucógeno. Este ciclo también tiene lugar de manera importante en los eritrocitos. La formación de lactato ahorra tiempo y desvía parte de la carga metabólica desde el músculo hasta el hígado. 6 ATP hígado + 2 (ADP + Pi) eritrocito ® 6 (ADP + Pi)hígado + 2 ATPeritrocito El ciclo de la alanina resulta del transporte de la alanina por la sangre relacionando el músculo y el hígado. En el músculo se forma alanina a partir del piruvato producido en la glicolisis. La Ala al llegar al hígado da lugar a piruvato y amonio. Este último por la ureogénesis da lugar a urea que se segrega en la sangre para ir al riñón, mientras que el Pyr da lugar a glucosa a través de la gluconeogénesis. En este caso el NADH generado en la formación de Pyr no se utilizan para formar lactato, sino que se pueden utilizar para la producción de ATP, en contraste con el ciclo de Cori, donde el NADH se gasta en formar lactato a partir de Pyr. El ciclo de la alanina es más eficiente que el ciclo de Cori, aunque hay que tener en cuenta que la formación de urea es bastante costosa energéticamente hablando. 10 ATPhígado + 6-8 (ADP + Pi)músculo + O2 músculo ® 10 (ADP + Pi)hígado + 6-8 ATPmúsculo Estos ciclos son funcionales solo entre el hígado y tejidos que no oxiden la glucosa completamente a CO2 y H2O. Existe una relación muy importante entre la gluconeogénesis y la ureogénesis, ya que la degradación de los aminoácidos no solo da lugar a intermediarios de la gluconeogénesis sino también a amonio.

La ruta del glioxilato Dado que los átomos de C de las molecúlas de acetato que entran en el ciclo de los ácidos tricarboxílicos aparecen ochos pasos más tarde en el OAA parecería que el ciclo de los ácidos tricarboxílicos es capaz de generar OAA a partir de acetato y por tanto capaz de formar PEP para la síntesis de glucosa. Sin embargo, un examen de la estequiometría revela que no hay conversión neta de acetato en OAA ya que por cada dos C que entran en forma de acetato dos salen en forma de CO2. En las plantas, en algunos invertebrados y en algunos microorganismos, como en E. coli, el acetato puede servir de combustible rico en energía y al mismo tiempo de proporcionar PEP para la síntesis de glucosa. La ruta del glioxilato es una ruta por la cual estos organismos convierten el acetil-CoA en glucosa gracias a la síntesis de OAA a partir del acetil-CoA. Esta ruta comparte enzimas de la mitocondria y del glioxisoma, y podría ser anterior evolutivamente hablando al TCA. El OAA de la mitocondria se condensa con acetilCoA para formar citrato y este isomerizado a isocitrato como en el TCA. La isocitrato liasa del glioxisoma rompe el isocitrato en succinato y en glioxilato. El succinato se transporta a la mitocondria donde entra en el ciclo de los ácidos tricarboxílicos para convertirse de nuevo en OAA. La ruta del glioxilato da lugar entonces a la conversión neta de glioxilato a partir de una molécula de acetil- CoA y no de dos moléculas de CO2, como en el TCA. El glioxilato se convierte en OAA gracias a dos enzimas: la

malato sintasa, enzima del glioxisoma, que condensa glioxilato y otra molécula de acetil-CoA para formar malato, y la malato deshidrogenasa, del citosol, que oxida el malato en OAA gracias al NAD+. La reacción conjunta es la formación de una molécula de OAA a partir de dos acetil CoA. 2 acetil-CoA + 2 NAD+ + FAD ® OAA + 2 CoA + 2 NADH + FADH2 + 2H+ Estas dos enzimas, la isocitrato liasa y la malato sintasa, enzimas del ciclo del glioxilato existentes solamente en plantas, permiten a las semillas convertir los triacilgliceroles en glucosa a través del acetil- CoA. Los enzimas que son comunes a ambos ciclos están presentes como isoenzimas, tanto en la mitocondria como en el glioxisoma (el glioxisoma no tiene la succinato deshidrogenasa, la fumarasa y la malato deshidrogenasa). Los glioxisomas no se encuentran en todos los tejidos de las plantas y en todo momento. Se desarrollan sobre todo en semillas en germinación, antes de que las plantas adquieran la capacidad de sintetizar glucosa a través de la fotosíntesis. En las semillas en germinación, las transformaciones enzimáticas de los ácidos dicarboxílicos y tricarboxílicos se producen en tres compartimentos celulares: mitocondria, glioxisoma y citosol, exisitiendo un intercambio continuo de intermedios entre todos ellos. El Asp transporta el esqueleto carbonado del OAA desde el ciclo de los ácidos tricarboxílicos hasta el glioxisoma, donde se condensa con el acetil-CoA procedente de los ácidos grasos. El citrato producido se convierte en isocitrato que a continuación se excinde para dar glioxilato y succinato. El succinato vuelve a la mitocondria, donde se incorpora al ciclo de los ácidos tricarboxílicos y es transformado en OAA entrando de nuevo en el ciclo al transformarse en Asp. El glioxilato formado se combina con otra molécula de acetil-CoA dando malato, que entra en el citosol y se oxida a OAA, precursor de la glucosa en la gluconeogénesis. En estas conversiones participan cuatro rutas: degradación de ácidos grasos a acetil-CoA, ciclo del glioxilato, ciclo del ciclo de los ácidos tricarboxílicos y la gluconeogénesis. El hecho de compartir intermedios comunes implica una coordinación conjunta entre todas estas rutas. El isocitrato es un intermedio crucial y la isocitrato deshidrogenasa se encuentra regulada por modificación covalente mediante una proteína quinasa específica, que la fosforila, inactivándola. Esta inactivación desvía el isocitrato al ciclo del glioxilato, donde inicia su ruta hacía la síntesis de glucosa. Una fosfatasa reactiva al enzima haciendo que el isocitrato entre en el TCA. Las actividades reguladoras proteína quinasa y proteína fosfatasa están separadas pero residen en el mismo enzima.

Algunas bacterias poseen todos los enzimas en el citosol. Por lo tanto, estas bacterias (E.coli) pueden crecer con acetato como única fuente de energía y de carbono. Los mismos intremedios que activan la isocitrato deshidrogenasa son inhibidores alostéricos de la isocitrato liasa.

Biosíntesis de oligosacáridos y glicoproteínas Los oligosacáridos consisten en unidades de monosacáridos unidos por enlaces glicosídicos (enlaces entre el carbono anomérico C1 de un monosacárido y el grupo OH de otro monosacárido). Se conocen cerca de 80 tipos de enlaces glicosídicos, la mayor parte de ellos entre unidades de manosa, Nacetilglucosamina, N-acetilmurámico, glucosa, fucosa o 6-desoxigalactosa, galactosa, Nacetilneuramínico o ácido siálico y Nacetilgalactosamina. Los enlaces glicosídicos también tienen lugar en lípidos (esfingomielinas) y proteínas (glicoproteínas). La formación de un enlace glicosídico requiere energía y esta es normalmente proporcionada uniendo al monosacárido con un nucleótido. Estos son el UDP, GDP o CMP. Algunos disacáridos se sintetizan para su uso futuro como molécula de reserva energética como la lactosa o b-galactosil-(1-4)-glucosa, que se sintetiza en la glándula mamaria por la lactosa sintetasa. El donante es el UDP-galactosa, formado por epimerización de la UDP-glucosa, siendo el aceptor la glucosa. La lactosa sintetasa consiste en dos unidades, la galactosil transferasa, la subunidad catalítica, que está presente también en numerosos tejidos donde cataliza la reacción entre la UDPgalactosa y la Nacetilglucosamina para dar N-acetillactosamina, presente en numerosos oligosacáridos, y la a- lactalbúmina, una proteína presente en la glándula mamaria, sin actividad catalítica, que cambia la especificidad de la transferasa para que utilice glucosa como aceptor en vez de N-acetilglucosamina. Las proteínas destinadas para la secreción, incorporación en membranas o localización dentro de orgánulos específicos, contienen carbohidratos y se clasifican como glicoproteínas. La glicosilación y el procesado de los oligosacáridos juegan un papel de

suma importancia en la distribución de estas proteínas a sus destinos determinados. Las proteínas se sintetizan en los ribosomas y los oligosacáridos se les unen posteriormente. Estos se pueden clasificar en tres grupos: 1. Oligosacáridos unidos a N, unidos a la cadena polipeptídica por un enlace b-Nglicosídico a un Asn dentro de la secuencia Asn-X-Ser o Asn-X-Thr, siendo X cualquier aminoácido menos Pro. Se forman en el retículo endoplásmico y se añaden a la cadena naciente y se añaden más unidades de monosacáridos en el aparato de Golgi. Para transportar los oligosacáridos se utiliza el dolicol.

2. Oligosacáridos unidos a O, unidos a la cadena polipeptídica por un enlace a-Nglicosídico a un resto de Ser o Thr o en colágeno 5-hidroxi-Lys. Las unidades de oligosacáridos se añaden a las proteínas en el aparato de Golgi. 3. Anclajes de membrana del tipo glicosil-fosfatidilinositol (GPI), unidos a la cadena polipeptídica por un enlace amida entre una manosa-6-fosfoetanolamina y el carboxilo C-terminal. Los grupos GPI se añaden a las proteína en el lumen del retículo endoplásmico.

La ruta de las pentosas fosfato El ATP es la moneda energética de la célula, su hidrólisis está acoplada a muchas reacciones endoergónicas. Pero las células tienen una segunda moneda, el poder reductor. Muchor procesos requieren NADPH además del ATP, como por ejemplo, la fotosíntesis, la biosíntesis de los ácidos grasos y del colesterol, etc. Aunque sean muy parecidos, el NADH y el NADPH no son intercambiables (difieren solo por el grupo fosfato unido en el grupo 2´-OH de la adenosina). Mientras que el NADH participa en la síntesis del ATP en la fosforilación oxidativa, el NADPH utiliza la energía disponible en la oxidación para biosíntesis endoergónicas de tipo reductor. Esta diferenciación es posible porque las deshidrogenasas que participan en la oxidación y en la reducción exhiben un alto grado de especificidad hacia sus coenzimas. En las células, la relación [NAD+]/[NADH] es de ~1000-800, lo que favorece la oxidación de metabolitos, mientras que la relación [NADP+]/[NADPH] es de ~0.015, lo que favorece la reducción de metabolitos. La ruta de las pentosas fosfato (ruta del fosfogluconato) es una ruta alternativa para la degradación de la glucosa, cuya función principal es la de producir NADPH, la fuente de equivalentes de reducción para las biosíntesis, y la ribosa-5-fosfato (R5P), el precursor de los ácidos nucléicos, a partir de G6P. Los tejidos que sintetizan ácidos grasos y colesterol activamente (hígado, glándula mamaria, tejido adiposo, testículos y corteza adrenal) tienen una gran cantidad de enzimas que participan en la ruta de las pentosas fosfato, así como en el eritrocito, para poder generar glutatión reducido, esencial para su estructura y viabilidad. Aproximadamente un 20-30% de la oxidación de la glucosa en hígado tiene lugar a través de esta vía. Otros tejidos no lo utilizan

prácticamente como el músculo esquelético. Los enzimas de la ruta se encuentran en el citosol, lugar donde se encuentran también los enzimas implicados en la síntesis de los ácidos grasos. También se podría pensar de esta vía como una forma de cortar azúcares de 6C un C cada vez. El proceso general se puede representar por 3 G6P + 6 NADP+ + 3 H2O ® 6 NADPH + 6 H+ + 3CO2 + 2 F6P + G3P Aunque el proceso se puede dividir en tres etapas: 1. Reacciones oxidativas que proporcionan NADPH y Ru5P (ribulosa-5-fosfato) 3 G6P + 6 NADP+ + 3 H2O ® 6 NADPH + 6 H+ + 3 CO2 + 3 Ru5P 2. Isomerización y epimerización, que transforman la Ru5P en R5P (ribosa-5-fosfato) o en Xu5P (xilulosa-5-fosfato) 3 Ru5P « R5P + 2 Xu5P 3. Una serie de reacciones que convierten dos Xu5P y un R5P en dos moléculas de F6P y una de G3P (gliceraldehido-3-fosfato) R5P + 2 Xu5P « 2 F6P + G3P Estas dos últimas son reversibles y por lo tanto los productos varían según las necesidades de la célula. Por ejemplo, cuando R5P se necesita para la síntesis de nucleótidos, se forman menos F6P y G3P. Si en cambio se forma más de R5P del necesario para lo que se necesita en la síntesis de nucleótidos, este se transforma en F6P y G3P, intermediarios de la glicolisis. REACCIONES INDIVIDUALES 1. La glucosa-6-fosfato deshidrogenasa (G6PD) cataliza la transferencia neta de un ión hidruro al NADP+ del C1 de la G6P formando 6-fosfoglucono-d-lactona. La reacción es irreversible, la enzima es específica para el NADP+ y es inhibida por el NADPH y también por ácidos grasos y CoA. 2. En el siguiente paso la 6-fosfogluconolactonasa aumenta el grado de hidrólisis de la 6-fosfoglucono-d-lactona a 6-fosfogluconato, aunque la hidrólisis no enzimática se realiza a una velocidad grande. 3. La 6-fosfogluconato deshidrogenasa cataliza la descarboxilación oxidativa del 6fosfogluconato, un b-hidroxiácido a Ru5P y CO2. La reacción es similar a la reacción de la isocitrato deshidrogenasa del TCA. 4. El Ru5P se convierte en R5P por la ribulosa-5-fosfato isomerasa y en Xu5P por la ribulosa-5-fosfato epimerasa.

5. La conversión de tres monosacáridos de 5C en dos de 6C y uno de 3C es realizada por una secuencia de reacciones muy interesante, en el cual participan dos enzimas, la transaldolasa y la transquetolasa. La transquetolasa, que tiene TPP y Mg2+, cataliza la transferencia de una unidad de 2C de la Xu5P a la R5P, dando lugar a G3P y a sedoheptulosa-7-fosfato (S7P). 6. La transaldolasa cataliza la transferencia de una unidad de 3C de la S7P a la G3P dando eritrosa-4-fosfato (E4P) y F6P. 7. En otra reacción, la transquetolasa transfiere una unidad de 2C de una segunda Xu5P a la E4P formando G3P y otra molécula de F6P. Los productos principales son el R5P y el NADPH. Las reacciones de la transaldolasa y la transquetolasa sirven para convertir el exceso de R5P en intermediarios glicolíticos cuando la necesidad de NADPH excede la de R5P o reciclados incluso por la gluconeogénesis para formar otra vez G6P. Por lo tanto, el G6P se puede utilizar como sustrato tanto en la glicolisis como en la ruta de las pentosas fosfato. La célula realzia la elección de acuerdo a sus necesidades biosintéticas y energéticas. Si la G6P se transfiere hacia la glicolisis se forma gran cantidad de ATP. Si lo que se necesita es NADPH y R5P, entonces se transfiere hacia la ruta de las pentosas fosfato. Esta decisión depende básicamente de la fosfoglucoisomerasa que transforma la G6P en F6P, que a su vez la fosfofructoquinasa, fuertemente regulada, la convierte en F(1-6)BP, o bien de la glucosa-6-fosfato deshidrogenasa, también fuertemente regulada, que convierte el G6P en gluconolactona. Por lo tanto, la G6P dependerá de las actividades relativas de estas dos enzimas. Dependiendo de las necesidades relativas de la célula, la glicolisis y la ruta de las pentosas fosfato se pueden combinar de varias maneras diferentes: 1. Tanto NADPH como R5P se necesitan en la célula. En este caso predominan las cuatro reacciones primeras de la ruta de las pentosas fosfato. G6P + 2 NADP+ + H2O ® R5P + CO2 + 2 NADPH + 2 H+ 2. Se necesita más R5P que NADPH. Se puede sintetizar R5P sin producir NADPH si las reacciones primeras de la ruta de las pentosas fosfato no se producen. En este caso, es el F6P y la G3P, pero no el G6P, los que se utilizan (provenientes de la glicolisis), y mediante las enzimas transquetolasa y transaldolasa convertidos en R5P. 5 G6P + ATP ® 6 R5P + ADP + H+ 3. Se necesita más NADPH que R5P. Esto se puede realizar si la G6P entra en la ruta de las pentosas fosfato para producir NADPH y el R5P producido se recicla a F6P y G3P que puede formar G6P mediante la gluconeogénesis. 6 G6P + 12 NADP+ + 6 H2O ® 5 G6P + 6 CO2 + 12 NADPH + 12 H+ + Pi (Notar que se han formado 6 de CO2 a partir de un G6P neto)

4. Se necesita ATP y NADPH pero no R5P. Esto se puede realizar si la G6P entra en la ruta de las pentosas fosfato para producir NADPH y el R5P producido se recicla a F6P y G3P que van a la glicólisis para generar ATP formando Pyr, que a su vez podría generar más ATP posteriormente mediante el TCA. 3 G6P + 5 NAD+ + 6 NADP+ + 8 ADP + 5 Pi ®5 Pyr + 3 CO2 + 5 NADH + 6 NADPH + 8ATP + 2 H2O + 8 H+

Regulación de la biosíntesis de carbohidratos en plantas La vía metabólica mediante la cual las plantas incorporan (fijan) el CO2 en los carbohidratos fue elucidada entre 1946 y 1953 por Calvin, Bassham y Benson, siguiendo el destino metabólico en algas de la marca radiactiva del 14CO 2 a través de una serie de intermediarios fotosintéticos. La vía global se conoce como ciclo de Calvin o ciclo reductor de las pentosas fosfato. El primer compuesto estable marcado radiactivamente que se formaba era el 3-fosfoglicerato (3PG), inicialmente marcado en su grupo carboxilo, mientras que el substrato para la carboxilación es la ribulosa-5fosfato (Ru5P). Recordar que los animales pueden captar el CO2 en la reacción de la piruvato carboxilasa pero la molécula incorporada en el OAA se pierde en una reacción posterior, de igual manera que la molécula de CO2 captado por la acetil-CoA carboxilasa durante la síntesis de ácidos grasos o por lña carbamoil fosfato sintetasa I durante la formación de la urea se pierde posteriormente. El ciclo de Calvin se puede considerar que tiene dos fases: 1. La fase de producción, en la que tres moléculas de Ru5P reaccionan con 3 CO2, produciendo 6 gliceraldehido-3-fosfato (G3P), a expensas de 9 ATP y 6 NADH. La naturaleza cíclica de esta vía hace que este proceso sea equivalente a la síntesis de un G3P a partir de tres moléculas de CO2. 2. La fase de recuperación, en las que los átomos de C de los cinco G3P restantes son mezclados en una serie de reacciones similares a las de la vía de las pentosas fosfato, formando las 3 Ru5P con las que se empezó el ciclo. Esta fase puede descomponerse conceptualmente en cuatro grupos de reacciones

Esta fase del ciclo de Calvin transcurre sin aporte adicional de energía libre en forma de ATP ni de poder reductor (NADPH).

La mayoría de las reacciones que comprende el ciclo de Calvin resultan familiares excepto la de carboxilación. La primera fase de este ciclo comienza con la carboxilación de la Ru5P por acción de una fosforribuloquinasa, formando ribulosa-1,5-bisfosfato (RuBP). A continuación se carboxila con CO2 por la ribulosa bisfosfato carboxilasa oxigenasa, RuBPcarboxilasa o RuBisCo, (tiene también actividad oxigenasa como veremos) dando lugar a dos moléculas de 3PG. El 3PG formado se convierte por la 3fosfoglicerato quinasa en 1,3-bisfosfoglicerato (1,3-BPG) y luego en G3P por la gliceraldehido-3-fosfato deshidrogenasa, que utiliza NADPH. Esta última secuencia es la inversa de dos reacciones glicolíticas consecutivas excepto que en esta reacción se utiliza NADPH en vez de NADH. La segunda fase del ciclo comienza con la inversa de una reacción glucolítica familar, la isomerización del G3P en DHAP por la triosa fosfato isomerasa. La condensación de una G3P y una DHAP forma F1,6BP por la aldolasa y a continuación forma F6P por la fosfatasa. La unión de la F6P con G3P forma eritrosa-4fosfato (E4P) y Xu5P, mientras que la unión de E4P con DHAP forma la sedoheptulosa1,7-bisfosfato (SBP) para dar sedoheptulosa-7-fosfato (S7P) mediante una fosfatasa. La unión de G3P con la S7P forma R5P y Xu5P. Mediante una isomerasa la R5P forma Ru5P y mediante una epimerasa la Xu5P forma Ru5P. De todos estos enzimas, la fosforribuloquinasa, la ribulosa bisfosfato carboxilasa y la SBPasa no tienen equivalente en los animales. La enzima que cataliza la fijación del CO2, la ribulosa bisfosfato carboxilasa (RuBisCo) se puede decir que es uno de los enzimas más importantes de la biosfera, ya que casi toda la vida en la tierra depende en última instancia de su acción. Esta proteína comprende alrededor del 15% de la proteína del cloroplasto y es por tanto la proteína más abundante en la biosfera (se estima que es sintetizada a la velocidad de 4x1013 g/año). La RuBisCo de las plantas superiores y de la mayoría de los microorganismos fotosintéticos consiste en ocho subunidades grandes (L) de 56 kD, con un sitio activo en cada una de ellas, codificadas por el DNA del cloroplasto y ocho subunidades pequeñas (S) de 14 kD, codificadas por un gen nuclear. En algunas bacterias fotosintéticas es un dímero L2, cuya subunidad L es idéntica en un 30% y tiene una estructura similar a la del enzima L8S8. La subunidad L tiene el sitio catalítico mientras que el papel de la pequeña se desconoce. La actividad enzimática requiere un ión metálico divalente unido, como el Mg2+, que estabiliza las cargas negativas durante la catálisis. La reacción global es muy exoergónica (DGº´= -35.1 kJ/mol), proporcionada por la rotura del intermediario b-oxoácido que produce el grupo carboxilato adicional estabilizado por resonancia. La estequiometría global del ciclo de Calvin es 3 CO 2 + 9 ATP + 6 NADPH ® G3P + 9 ADP + 8 Pi + 6 NADP+. El G3P, el principal producto de la fotosíntesis, se utiliza en diferentes vías biosintéticas, tanto en el interior como en el exterior del cloroplasto. Puede convertirse en F6P por la acción de las enzimas del ciclo de Calvin, y después da G1P por la fosfoglucosa isomerasa y la fosfoglucomutasa. La G1P es el precursor de los carbohidratos complejos característicos de las plantas. Entre estos se encuentra la sacarosa, el almidón y la celulosa. En todas estas síntsis la G1P es activada mediante la formación de ADP-, CDP-, GDP-, o UDP-glucosa, dependiendo de la especie o de la vía. En el caso de la síntesis de la sacarosa, el aceptor es el extremo reductor de la F6P. La sacarosa-6-fosfato resultante es hidrolizada a sacarosa por una fosfatasa. Los ácidos grasos y los aminoácidos se sintetizan a partir del G3P. La membrana interna del cloroplasto es impermeable a la mayoría de compuestos fosforilados, como la F6P, G6P y F16BP.

Existe un transportador de antiporte específico que cataliza el intercambio entre Pi hacia el estroma y triosas fosfato hacia el citosol, como la G3P o DHAP, donde se utilizan para la formación de sacarosa (el almidón se forma en el cloroplasto). Este sistema también cumple otra función, ya que realiza un transporte indirecto de ATP y NADH hacia el citosol. La DHAP forma G3P en el citosol y de este se forma 1,3-BPG y NADH por la gliceraldehido-3-fosfato deshidrogenasa. Del 1,3BPG formado se forma 3PG y ATP por la fosfoglicerato quinasa. El 3PG vuelve al estroma mediante el transportador de antiporte.

Regulación del ciclo de Calvin Durante el día, las plantas satisfacen sus necesidades energéticas a través de las reacciones de las fases luminosa y oscura de la fotosíntesis. Sin embargo, durante la noche, y al igual que otros organismos, deben usar sus reservas de nutrientes para generar ATP y NADPH necesarios, mediante la glicólisis, la fosforilación oxidativa y la vía de las pentosas fosfato. Dado que el estroma contiene los enzimas de la glicólisis y de la vía de las pentosas fosfato, además de los del ciclo de Calvin, las plantas deben de poseer un mecanismo de control, sensible a la luz, que impida que el ciclo de Calvin despilfarre en un ciclo fútil el ATP y el NADPH producidos catabólicamente. Los tres mejores candidatos para el control del ciclo de Calvin son las reacciones catalizadas por la RuBisCo, la FBPasa y la SBPasa. De hecho, las eficiencias catalíticas de estos tres enzimas varían todas in vivo con el grado de iluminación. La actividad de la RuBisCo responde a cuatro factores que dependen de la luz: 1. Varía con el pH. Tras la iluminación, el pH del estroma aumenta desde ~7.0 hasta ~8.0,. debido al bombeo de protones desde el estroma hasta el espacio tilacoidal. La RuBisCo tiene un pH óptimo con un pico muy estrecho cercano a 8.0. 2. Es estimulada por Mg2+. La entrada de protones inducida por la luz en el espacio tilacoidal está acompañada por la salida de Mg2+ hacia el estroma. Una molécula de CO2, diferente a la molécula de CO2 que se une a la RuBP, se une al grupo e-amino de una Lys formando un carbamato (-Lys-NHCOO-, forma más activa), y este se fija al Mg2+, esencial para la actividad de la enzima. Esta reacción puede hacerse de manera no enzimática, y enzimática, por la rubisco activasa, una reacción dependiente de ATP 3. Es activada alostéricamente por el NADPH que se produce al iluminar el PSI. 4. Es inhibida fuertemente por el 2-carboxiarabinitol-1-fosfato, el cual es sintetizado en la oscuridad únicamente por una gran mayoría de plantas (inhibidor nocturno). La Ru5P-quinasa, FBPasa y la SBPasa son también activadas por un aumento en el pH, Mg2+ y NADPH. La acción de estos factores está complementada por un segundo sistema de regulación que responde al potencial redox del estroma. La tiorredoxina, una proteína de 12 kD, que se encuentra en muchos tipos de células, contiene un grupo disulfuro que puede reducirse de forma reversible. La tiorredoxina reducida activa la FBPasa y la SBPasa mediante una reacción de intercambio de disulfuro. El nivel redox de la tiorredoxina se mantiene gracias a un segundo enzima, la ferredoxina-tiorredoxina reductasa, que responde directamente al estado redox de la ferredocina soluble del estroma. Este a su vez varía con el grado de iluminación. El sistema de la tiorredoxina

dfesactiva también la PFK, el principal enzima generador del flujo de la glicolisis. Así pues, la luz estimula el ciclo de Calvin y desactiva la glicólisis, mientras que la oscuridad tiene el efecto contrario. También la [F(2,6)BP] varía de forma inversa a la velocidad de la fotosíntesis en las plantas superiores, ya que el enzima fosfofructoquinasa-2 es inhibido por la DHAP y 3PG y estimulado por Pi. La F(2,6)BP es un activador de la glicólisis e inhibidor de la gluconeogénesis. Cuando cesa la fotosíntesis, aumenta la glicólisis, es decir, proporciona energía en la oscuridad (en combinación con la fosforilación oxidativa).

La fotorrespiración y el ciclo C4 Las plantas iluminadas consumen O2 y desprenden CO2 a través de una vía diferente a la fosforilación oxidativa. De hecho cuando los niveles de CO2 son bajos y los de O2 son altos, este proceso de fotorrespiración puede superar a la fijación fotosintética del CO2. La base de la fotorrespiración es inesperada: el O2 compite con el CO2 como sustrato de la RuBisCo (de ahí el nombre, carboxilasaoxigenasa). En la reacción oxigenasa, el O2 reacciona con el segundo sustrato de la proteína, RuBP, formando 3PG y 2fosfoglicolato. El 2-fosfoglicolato es hidrolizado a glicolato por la glicolato fosfatasa y este es oxidado posteriormente dando CO2 en los peroxisomas y en las mitocondrias. Así pués la fotorrespiración parece ser un proceso superfluo que deshace parte del trabajo de la fotosíntesis. El glicolato es exportado desde los cloroplastos a los peroxisomas (glioxisomas) donde es oxidado por acción de la glicolato oxidasa a glioxilato y H2O2. El H2O2 da lugar a H2O y O2 por la catalasa, que contiene un grupo hemo. Parte del glioxilato es oxidado por la glioxilato oxidasa a oxalato. El resto es convertido en Gly por una reacción de transaminación y exportado a la mitocondria. Allí 2 Gly se convierten en Ser y CO 2, con consumo de O2, siendo este el origen del CO2 que se genera durante la fotorrespiración. La Ser se transporta de nuevo a los peroxisomas donde se convierte en hidroxipiruvato mediante una reacción de transaminación. El hidroxipiruvato se reduce a glicerato y fosforilada en el citosol a 3PG el cual entra de nuevo en los cloroplastos donde se reconvierte en RuBP en el ciclo de Calvin. Se supone que la fotosíntesis apareció cuando la atmósfera terrestre contenía grandes cantidades de CO2 y poco O2, con lo que la fotorrespiración era poco importante. Otra posibilidad es que la fotorrespiración proteja al aparato fotosintético frente al daño por fotooxidación, siempre que no haya suficiente CO2, para disipar la energía de la luz absorbida. Cuando un organismo fotosintético es iluminado en un sistema cerrado, la concentración de CO2 que se alcanza en el estado estacionario se denomina el punto de compensación del CO2. Para las plantas sanas esta es la concentración de CO2 en la que las velocidades de fotosíntesis y de fotorrespiración son iguales. Para muchas especie s estos valores oscilan entre ~40 y ~70 ppm de CO2 (la concentración atmosférica normal es de 340 ppm), con lo que la fijación predomina sobre la liberación de CO 2 normalmente. El punto de compensación del CO2 aumenta con la temperatura porque la actividad oxigenasa de la RuBisCo aumenta más activamente que su actividad carboxilasa. Así pues, en un día caluroso y brillante, cuando la fotosíntesis ha hecho disminuir la [CO2] en los cloroplastos y aumentar la [O2], la velocidad de la fotorrespiración puede aproximarse a la de la fotorrespiración. De hecho, este factor es

un factor limitante para el crecimiento de muchas plantas. Por tanto, el control de la fotorrespiración constituye un importante problema agrícola sin resolver todavía. Las bacterias fotosintéticas, que tienden a vivir en ambientes anaeróbicos ricos en CO 2, en las cuales la fotorrespiración es de poca importancia, poseen una enzima con una composición en unidades L2, que tiene una eficiencia en la carboxilación baja. Por contraste, las plantas poseen enzimas con una composición L8S8 que tiene una eficiencia en la carboxilaciíon mayor. Pero hay especies de bacterias que poseen ambos tipos de enzimas dependiendo de la [CO2] como la Rh. Rubrum. Algunas especies de plantas como el azúcar de caña, el maíz y la mayor parte de las malas hierbas importantes, poseen un ciclo metabólico que concentra el CO2 en sus células fotosintéticas, impidiendo la fotorrespiración casi por completo (sus puntos de compensación se encuentran en el intervalo de 2 a 5 ppm). Las hojas que poseen este ciclo se denominan C4 y poseen una anatomía característica. Sus finas venas están rodeadas de forma concéntrica por una sola capa de las llamadas células de las vainas del haz, que a su vez están rodeadas por una capa de células mesófilas. Este ciclo comienza con la captura del CO2 atmosférico por parte de las células mesófilas, que al carecer de RuBisco en sus cloroplastos, lo hacen por condensación, en forma de HCO3 -, con el PEP, para forma OAA gracias a la fosfoenolpiruvato carboxilasa. El OAA es reducido por el NADPH a malato por la malato deshidrogenasa, el cual es exportado a la células de la vaina del haz (de ahí el nombre de C4). El malato allí sufre una descarboxilación oxidativa (enzima málico) por acción del NADP+ formándose CO2, Pyr y NADPH. El CO2, que ha sido concentrado durante el proceso, entra en el ciclo de Calvin. El Pyr regresa a las células mesófilas donde es fosforilado para dar PEP. La enzima que media esta reacción, la piruvato fosfato diquinasa, realiza la acción poco común de activar un grupo fosfato mediante la hidrólisis del ATP en AMP y PPi. Este PPi es hidrolizado posteriormente a 2 Pi, lo que equivale a un segundo ATP. Por lo tanto, el CO2 resulta concentrado en las células de la vaina del haz a expensas de dos ATP por CO2. En estas plantas la fotosíntesis consume un total de 5 ATPs por cada CO2 fijado frente a los 3 ATPs que requiere el ciclo de Calvin por si solo. Las plantas C4 crecen sobre todo en las regiones tropicales debido a que crecen más rápidamente en estos climas calurosos y soleados que las plantas C3 (denominadas así porque inicialmente fijan el CO2 en moléculas de 3C). En climas más fríos, donde la fotorrespiración no representa una carga tan pesada, las plantas C3 tienen ventaja, ya que requieren menos energía para fijar el CO2. Una variante del ciclo C4, que separa la incorporación del CO2 y el ciclo de Calvin en el tiempo, en lugar de hacerlo en el espacio, se encuentra en muchas plantas grasas. Si, como la mayoría de las plantas, abrieran sus estomas durante el día para captar el CO 2, transpirarían y perderían por evaporación de H2O, cantidades inaceptables de esta. Con el objeto de minimizar estas pérdidas, estas plantas solo absorben CO2 durante la noche, cuando la temperatura es relativamente fresca. Almacenan este CO2 en un proceso conocido como metabolismo del ácido crasuláceo, mediante la síntesis de malato a través de las reacciones de la vía C4. La gran cantidad de PEP necesario se obtiene de la degradación del almidón a través de la glicólisis. Durante el día, el malato es descompuesto en CO2, el cual entra en el ciclo de Calvin, y el piruvato se utiliza apara sintetizar almidón. Las plantas crasuláceas por tanto pueden llevar a cabo la fotosíntesis con pérdidas mínimas de H2O.