Fisiologiaanimalvcz.pdf

UNIVERSIDAD NACIONAL JORGE BASADRE GROHMANN

FACULTAD DE CIENCIAS ESCUELA DE BIOLOGIA MICROBIOLOGIA

MANUAL PRACTICO DE FISIOLOGIA ANIMAL

Blgo. Víctor Carbajal Zegarra

Tacna – Perú

1

Manual Práctico de Fisiología Animal

Blgo. Víctor Carbajal Z

PREFACIO La presente publicación ha sido corregida con respecto a las primeras ediciones. Esto ha sido necesario debido al desarrollo alcanzado por la Fisiología en los últimos años. Nuevos acontecimientos en el mundo biológico han ilustrado de mejor forma nuestros conocimientos, modificaciones de conceptos y tecnicas mantenidos durante más de 30 años, descripción de nuevos contenidos, etc. Han sido el producto de la incorporación de nuevas técnicas experimentales que han permitido llegar a los límites insospechados dentro del conocimiento de los mecanismos moleculares a nivel intracelular. La biología celular y molecular, la ingeniería genética y la genómica, la inmunología y el radioinmunoensayo, entre otras disciplinas, han contribuido en gran parte a este desarrollo. La experiencia docente muestra que el éxito en la transmisión del saber depende en gran medida del estilo con que se intenta, estilo que es propio de cada docente. Las Universidades notables del mundo lograron prestigio por sus aportes al conocimiento y complementariamente, no por enseñar una fisiología, o biología diferentes, sino por transmitir los mismos contenidos “de una manera diferente”. La pretensión del autor consiste en plasmar en el manual su preocupación por aproximarse a la mejor docencia. Sin duda un manual prolonga y hace permanente la cátedra universitaria. Por añadidura, constituye un instrumento que permite y exige su superación. En este sentido la tarea para nosotros apenas se ha iniciado.

Blgo. Víctor Carbajal Z.

INDICE

3

Preparaciones Fisiológicas

..........................................................04

Fisiología de Membrana

..........................................................10

Potencial nervioso de acción

..........................................................13

Contracción muscular

..........................................................16

Gusto y Olfato

..........................................................21

Psicofísica de sensaciones

..........................................................30

Funciones reflejas

..........................................................35

Actividad refleja

..........................................................41

Sistema Digestivo

..........................................................53

Fisiología Digestiva

..........................................................61

Ventilación Pulmonar

..........................................................65

Miocardio

..........................................................73

Presión Arterial

..........................................................80

Electrocardiograma

..........................................................83

Elementos Formes de la Sangre

..........................................................87

Valor Hematocrito

..........................................................91

Velocidad de Sedimentación Globular

..........................................................96

Coagulación Sanguínea

........................................................102

Riñón y Medio Interno

........................................................107

Regulación pH y Líquidos corporales

........................................................118

Fisiología de Órganos Excretores

........................................................120

Sistema Endocrino en Insectos Electroencefalograma

…………………………………….122 ........................................................124

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PREPARACIONES FISIOLÓGICAS 1. INTRODUCCIÓN. Anestésicos: Son drogas (fármacos) que provocan la neuro-depresión, que se caracterizada por pérdida de la sensibilidad y de la conciencia, así como la actividad refleja y la motilidad. En su mayoría son gases o líquidos volátiles, pero algunos no son volátiles y se administran por vía intra venosa. Los anestésicos generales, conforme aumentan su concentración en el organismo produce depresión irregular descendente del sistema nervioso central, las funciones deprimidas primero son aquella que fueron formadas últimamente durante el desarrollo embriológico y filogenético. El orden de depresión es, corteza cerebral, ganglios basales, cerebelo, medula espinal y finalmente con dosis tóxicas, los centros respiratorios y el bulbo vasomotor. Las descripciones desarrolladas para cada una de las etapas, varían para los diferentes anestésicos y también son modificadas cuando se utilizan medicamentos auxiliares, sin embargo, es un plan de organización útil. Las etapas de la anestesia son: • Etapa 1: Analgesia.- En esta etapa se produce un estado de analgesia o movimiento voluntario, debido a que se inicia de desinhibición de los centros nerviosos, su duración es desde la administración inicial del anestésico hasta la pérdida de la conciencia aunque la sensación dolorosa persiste. Se experimenta analgesia, debido a que se comienza la desinhibición. No se altera la respiración. Los músculos se encuentran bajo el control voluntario usual. • Etapa 2: Excitación.- Se produce una desinhibición marcada de los centros nerviosos, con lo cual se pierde la conciencia. La respiración es frecuentemente irregular y cambia rápidamente. Se produce un aumento de la descarga simpático adrenal. • Etapa 3: Anestesia Quirúrgica.- La entrada a la etapa 3 está marcada por el comienzo de un patrón respiratorio regular. Esta etapa se divide además en 4 planos: Plano I: Reconocido por el retorno de respiraciones regulares, amplias y rítmicas, asociadas con movimientos vagos del globo ocular y pérdida del reflejo palpebral. Plano II: Reconocido cuando las respiraciones regulares se hacen menos amplias y los globos oculares permanecen fijos. Plano III: Reconocido por el aumento de las respiraciones abdominales, estando disminuidas las respiraciones torácicas (comienzo de la parálisis de los músculos intercostales). Plano IV: Reconocido por una completa parálisis intercostal. La respiración es abdominal, es rápida y superficial.

5

•

Etapa 4: Parálisis Bulbar.- Debido a la depresión del bulbo y de la médula cervical, no hay movimientos respiratorios y termina con el paro cardiaco.

2. MATERIAL 2.1.Reactivos: - Ketalar y / o Alatal - Diazepan 2.2.Equipo: - Agujas hipodérmicas - Jeringas hipodérmicas - Balanza 2.3.Material Biológico: - Rattus rattus - Thelmatobius arequipensis - Columba livia

-

Xilocaina 2 % Cloroformo

-

Campana de vidrio Algodón

3. METODOLOGÍA 3.1.Anestésicos Generales. ( vía intraperitoneal ) Pesar una rata y determinar el volumen de anestésico: Dosis a inocular: * Sólido (polvo) 35 mg / Kg de peso corporal * Líquido

1 ml / 2.5 Kg de peso corporal

-

Se sujeta la rata rodeando su cabeza con el pulgar y el índice de la mano izquierda, acostando el cuerpo en la palma de la mano y apretando ligeramente el cuerpo con los otros dedos, impedir el movimiento de las patas traseras del animal y poner tensa la piel del abdomen.

-

Con un movimiento rápido, se introduce en la cavidad peritoneal la aguja hipodérmica unida a la jeringa introduciendo el anestésico.

-

Determine el tiempo que se requiere para evidenciar el efecto de la anestesia hasta que aparezca una respiración lenta y superficial; registre el tiempo necesario para que pase a una respiración rápida y profunda.

-

Establecer las características de cada uno de los planos de anestesia.

Resultados: Registre sus observaciones en las siguientes tablas:

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Depresión SNC

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Color de Mucosa

Tamaño Pupilar

Actividad globo Ocular

Tono Muscular

Datos basales I Inducción P. analgesia P. delirio II Anestesia Quirúrgica Plano 1 Plano 2 Plano 3 Plano 4 III Parálisis Bulbar

Respiración Torácica Abdominal

Reflejos Párpado Pie Pulso

Datos basales I Inducción P. analgesia P. delirio II Anestesia Quirúrgica Plano 1 Plano 2

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Plano 3 Plano 4 III Parálisis Bulbar

3.2.Anestésicos locales: (vía sub cutánea) Para la aplicación del anestésico local, elija a uno de sus compañeros y proceda de la siguiente manera: -

Coloque en una jeringa con aguja de tuberculina calibre 26, 0,2 ml de xilocaina 2 %. Proceda a limpiar con un algodón humedecido con alcohol yodado la zona a inyectar aproximadamente el tercio medio del antebrazo.

-

Con el pulgar y el índice de la mano derecha levante un pliegue de la piel, introduzca la aguja rápidamente a través de la piel levantada, hasta el espacio sub cutáneo, coincidiendo el bisel de la aguja con el punto a aplicar.

-

Inyecte lentamente el líquido contenido en la jeringa.

-

Retire la aguja y frote de inmediato el lugar de inyección, para cerrar el orificio hecho por la aguja. Proceda como en los experimentos anteriores, a registrar los signos vitales del paciente.

-

-

Determine el radio de acción del anestésico.

Resultados: Registre sus observaciones:

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3.3.Anestésicos Inhalados Los anestésicos por inhalación son divididos en líquidos volátiles (cloroformo, éter etílico, halotano, etc ) y gases (etileno, oxido nitroso, ciclo propano, etc ) esto es de acuerdo con su estado físico, son administrados por sistemas semi cerrados o insuflación. Coloque en la cámara narcótica al espécimen de estudio e introduzca algodón con éter etílico o cloroformo. Resultados: Registre sus observaciones en las siguientes tablas:

Depresión SNC

Datos basales I Inducción P. analgesia P. delirio II Anestesia Quirúrgica Plano 1 Plano 2 Plano 3 Plano 4 III Parálisis Bulbar

Color de Mucosa

Tamaño Pupilar

Actividad globo Ocular

Tono Muscular

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Respiración Torácica

Reflejos

Abdominal

Párpado

Pie

Pulso Datos basales I Inducción P. analgesia P. delirio II Anestesia Quirúrgica Plano 1 Plano 2 Plano 3 Plano 4 III Parálisis Bulbar

3.4.Preparación Espinal El sapo es inmovilizado por destrucción del sistema nervioso central; el espécimen no muere por que su respiración cutánea es suficiente para mantener la oxigenación de la sangre y consecuentemente de los tejidos a un nivel satisfactorio: el corazón mantiene su automatismo por tiempo más prolongado. Se realiza de la siguiente manera: -

Asegure el sapo con la mano izquierda, deprimiendo la cabeza con el pulgar. En seguida localice la línea media de articulación atlo – occipital insinuando la uña del dedo índice. Luego introduzca un estilete en ese punto, haciendo movimientos para seccionar la médula; dirija el estilete hacia el extremo cefálico y con movimientos laterales destruya la médula.

Resultados:

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Registre sus observaciones:

FISIOLOGIA DE LA MEMBRANA

1.0

INTRODUCCION:

La vida celular depende de un continuo intercambio con el medio externo, ya que la célula debe tomar de este, los nutrientes y expulsar hacia él, los productos de su metabolismo. El intercambio se establece a través de la membrana celular, la cual se comporta como una estructura semipermeable que permite el paso de determinadas sustancias e impide el de otras. La membrana está constituida por una bicapa de moléculas lipídicas anfipáticas, orientadas de forma tal que sus grupos polares quedan expuestos hacia las interfaces interna y externa, mientras los grupos apolares se disponen hacia el interior, alejados del agua. La bicapa lipídica se ve interrumpida en determinados puntos por la presencia de moléculas proteicas. De acuerdo con la estructura molecular de las sustancias que atraviesan la membrana, el paso se efectúa a través de la parte lipídica o de la proteica. Las sustancias apolares se solubilizan en los lípidos de membrana y la atraviesan fácilmente; las sustancias polares pequeñas atraviesan los polos proteicos. En ambos casos la sustancia se mueve siguiendo su potencial químico y el mecanismo se conoce como permeabilidad simple. Las sustancias polares, cuyo diámetro molecular sobrepasa el diámetro máximo de los poros, requieren de un mecanismo especial de paso a través de la membrana, en el cual están involucradas las proteínas de membrana; este mecanismo se conoce como transporte mediado o facilitado. El transporte de sustancias a través de los compartimentos del organismo generalmente va seguido de transporte de agua mediante el proceso conocido como ósmosis. Cuando entre dos compartimentos separados por una membrana semipermeable existe una diferencia de concentración de solutos, lo cual constituye un desequilibrio, el sistema restablece el equilibrio moviendo el soluto y / o el solvente. En la práctica se utilizan eritrocitos humanos y organismos unicelulares, que al lizarse liberan al exterior la hemoglobina y algunas sustancias, en el primer caso, la solución se colorea de rojo. Al medir el porcentaje de hemólisis provocado por una serie de soluciones cada vez más diluidas, puede constituirse la curva de fragilidad de los eritrocitos, lo mismo ocurre con los organismos unicelulares. 2.0

MATERIAL:

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• • •

2.1.Reactivos: ClNa 0,17 M Sacarosa 0,3 M Urea 0,3 M

2.2 Equipo: * Centrífuga * Espectofotómetro * Baño termostático

• • • •

Glicerol 0,3 M * Equipo de disección Solución Locke Solución Locke glucosa Pentobarbital sódico, Ketalar o Alatal 2.3.Material Biológico: * Sangre humana fresca * Rattus rattus, Cavia stchudii, Cavia porcelus, Canis familiaris, Felis domesticus

3.0

METODOLOGIA: 3.1.Determinación de la curva de fragilidad en eritrocitos: Preparar una batería de tubos, de acuerdo a la siguiente tabla:

T1 NaCl 0.0 Agua 5.0 Sangre 3 g

-

T2 0.5 4.5 3g

T3 1.0 4.0 3g

T4 1.5 3.5 3g

T5 2.0 3.0 3g

T6 2.5 2.5 3g

T7 3.0 2.0 3g

T8 3.5 1.5 3g

T9 4.0 1.0 3g

T10 4.5 0.5 3g

T11 5.0 0.0 3g

Mezclar u homogenizar. Medir el porcentaje de hemolisis o crenacion. Graficar la curva de fragilidad, considerando los valores de hemolisis o crenacion obtenidos frente a la os molaridad o concentración.

Grafique e Interprete sus Resultados:

3.2.Determinación de solutos penetrantes y no penetrantes: Preparar una batería de tubos, de acuerdo a la siguiente tabla:

NaCl 0,17M Urea 0,3M

T1 10 ml

T2

T3

T4

10 ml

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Glicerol 0,3M Sacarosa0,3M Sangre

-

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10 ml 3g

3g

3g

10 ml 3g

Agitar y dejar en reposo por 1 min, (en todas las soluciones el proceso debe durar el mismo tiempo).

-

Tomar 5 ml de cada tubo.

-

Medir el porcentaje de crenacion o hemolisis.

-

Determinar la velocidad de penetración de las diferentes sustancias.

Grafique e Interprete sus Resultados: 3.3. Transporte Activo: -

-

-

Pesar una rata, cuy, conejo, perro o gato, en ayunas (24 h) y anestesiarlo, con un anestésico general. Situar al animal en posición dorsal en una tabla de disección y fijarla con esparadrapo. Hacer una incisión media abdominal y localizar la región pilórica duodenal. Perforar el mesenterio en esa zona y pasar por debajo del intestino un pedazo de seda de aproximadamente 10 cm. Hacer sobre el intestino una pequeña incisión en forma de V. Medir a partir de esta zona 10 - 15 cm, de asa duodenal y repetir lo anterior. Introducir una jeringa con solución Locke a 38 C por la incisión en V superior y lavar la porción del intestino. Ligar el intestino con la seda por encima de la incisión en V inferior. Introducir por la incisión superior una jeringa con solución Locke glucosa a 38 C y tratar de que el segmento se llene de forma homogénea y que sus paredes no queden demasiado distendidas por un exceso de volumen de solución patrón. Cerrar la ligadura superior por debajo de la incisión. Colocar las vísceras de nuevo en el interior del animal y bañarle frecuentemente con solución Locke a 38 C durante 30 min. Repetir las operaciones con la segunda rata agregando a la solución Locke que va a introducir en el intestino 1 ml de solución de cianuro de potasio. Extraer el segmento intestinal, secarlo en un papel filtro y vaciar su contenido en un tubo de centrífuga. Determinar la concentración de glucosa en el sobrenadante y en la solución Locke original mediante una técnica bioquimica:

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Grafique e Interprete sus Resultados:

POTENCIAL NERVIOSO DE ACCION: EXCITABILIDAD 1. INTRODUCCION: La materia viva se caracteriza por ser capaz de responder ante los cambios en el medio interno o externo con una variación de su actividad. Esta propiedad se conoce como irritabilidad. Cuando la variación de la actividad celular frente al estímulo es de naturaleza eléctrica, el fenómeno se denomina excitabilidad y está muy desarrollado en las células nerviosas y musculares. Estas células especializadas tienen una gran sensibilidad a los estímulos, su respuesta a ellos es una variación del valor del potencial de membrana (PMR). Las fibras nerviosas son electro excitables, por lo cual el estudio de la excitabilidad se ha hecho básicamente aplicando a un axón un estímulo adecuado. La estimulación eléctrica resulta ventajosa, ya que es fácil de producir, no causa daño a los tejidos y todos sus parámetros son fáciles de controlar. Cuando sobre un axón se aplica un estímulo eléctrico de intensidad, duración y velocidad de crecimiento adecuados, el potencial de membrana va disminuyendo su magnitud y se hace menos negativo el interior celular (despolarización), primero lentamente y una vez alcanzado un cierto valor crítico, de forma brusca. Este valor del potencial de membrana se conoce como umbral. El resultado de la despolarización brusca es invertir la polaridad de la membrana, haciendo el interior positivo. Esta fase es seguida por una rápida repolarización que tiende a llevar de nuevo el potencial de membrana al valor de reposo. Este tipo de cambio eléctrico es lo que se conoce como potencial de acción (PA) y es capaz de propagarse a lo largo del axón. En el desarrollo de PA se suceden eventos eléctricos e iónicos. 2.

MATERIALES: 2.1. Reactivos: - Solución Looke - Suero fisiológico - Solución Ringer rana 2.2. Equipo: - Estimulador eléctrico - Quimógrafo

2.3. Material Biológico: Bufo spinulosus Columba livia 3.

METODOLOGIA:

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3.1. Comprobación de la ley "del todo o nada": Preparar un nervio y el músculo inervado por éste, usando una de las técnicas de preparación neuromuscular. Poner el control de intensidad del estimulador en posición cero. Oprima el interruptor que cierra el circuito. Observar si hay respuesta. Aumentar ligeramente la intensidad, oprimir el interruptor. Observar. -

-

Repetir sucesivamente la operación aumentando en forma ligera la intensidad del estímulo en cada paso, hasta observar la contracción de algunas fibras musculares. Continuar aumentando la intensidad hasta obtener la respuesta máxima. Esquematizar y explicar éste fenómeno.

3.2. Sumación latente: -

Estimular repetitivamente el nervio con estímulos subumbrales y frecuencias mayores de 5 / s. Observar si alcanza la respuesta. Si la frecuencia de repetición utilizada no es efectiva, aumentar este parámetro. Observar. Esquematizar y explicar éste fenómeno.

3.3. Curva de Excitabilidad: -

Fijar una velocidad de crecimiento de la respuesta. Variar la duración de los estímulos y determinar la intensidad necesaria para provocar excitación en cada caso.

-

Construir un gráfico de intensidad duración. Comprobar la exactitud de sus determinaciones utilizando diferentes valores de intensidad y determinando el tiempo mínimo necesario para que el estímulo sea afectivo. Determinar la cronaxia y la reobase.

-

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CONTRACCION MUSCULAR 1. INTRODUCCION Las respuestas conductuales de los animales involucran casi sin excepción una u otra forma de contracción muscular. La habilidad de moverse rápidamente es una de las características fundamentales de la vida animal y es posible, gracias a la acción combinada de los músculos. Bajo el término de contracción muscular se definen los eventos mecanoquímicos que tienen lugar en el músculo y que producen en él acortamiento, tensión o ambas cosas, y le permiten hacer un trabajo. En el proceso de contracción muscular se vinculan las propiedades contráctiles de la célula muscular con las propiedades excitables de sus membranas. Aunque las membranas de las células musculares son electroexitables, en condiciones fisiológicas normales la información de contracción les llega por vía química, a través de la sinapsis neuromuscular. Como resultado de la excitación de la membrana muscular aparece un cambio eléctrico semejante al impulso nervioso, que se conoce como potencial de acción muscular. El potencial de acción (PA) se propaga por la membrana sarcoplasmática incluyendo los elementos del retículo sarcoplásmico y provoca la liberación de iones Ca+ almacenados en las vesículas terminales. La liberación de estos iones desencadena una serie de interacciones químicas dependientes de ATP, cuyo resultado es la contracción muscular. Los músculos estriados están formados por miofibrillas y estas por miofilamentos gruesos y finos dispuestos en un patrón estructural característico, donde aparece como unidad que se repite a lo largo de la célula muscular, el sarcómero. Durante la contracción muscular ocurre un desplazamiento de los filamentos finos respecto a los gruesos, gracias a la sucesiva formación y ruptura de puentes transversales entre las moléculas proteicas que componen estos filamentos. Los filamentos gruesos están formados por miosina y los finos por actina, troponina y tropiomisina. En estado de reposo la concentración de iones Ca+ en el sarcoplasma es baja y las proteínas contráctiles de los filamentos finos están en posición poco favorable a la unión con la miosina. Con la excitación, los iones Ca+ concentrados en las cisternas terminales del retículo sarcoplásmico son liberados. Las moléculas de troponina fijan iones Ca+ y esto provoca un cambio conformacional que favorece la formación de un puente transversal entre la actina y la cabeza globular de la miosina. Los iones Ca+, además, activan la ATP-asa miosínica, de manera que el ATP es hidrolizado. La energía liberada en la hidrólisis es utilizada en un giro de la cabeza globular de la miosina unida a la actina, desde una posición en que el ángulo entre ellas es de 90 a otra en que este cambia a 45 . Con este giro se tira del filamento fino hacia en centro del sarcómero y así se van deslizando estos filamentos uno con respecto a otros. 2. MATERIAL Reactivos:

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Solución Ringer Rana Solución con glicerina Solución de ATP Solución saturada de ClK Solución de cafeína

Equipo: - Estimulador eléctrico - Quimógrafo - Microscopio - Portaobjetos - Tabla de disección - oteros Material Biológico - Bffo spinulosus

Equipo de disección Varillas de vidrio Seda quirúrgica Soporte Universal con pinzas Agujas

3. METODOLOGIA Se utilizará una preparación ciático - gastrocnemio de anfibio. Se procederá a desmedular y descerebrar, posteriormente corte la piel detrás de la cadera y retire la de los miembros inferiores como quien invierte un guante. Se separan las dos patas cortando la pelvis exactamente en la línea media. Con una varilla de vidrio separe el gastrocnemio de los tejidos vecinos, busque el tendón de Aquiles, sujételo con un hilo y jale el talón. El extremo inferior del músculo se levanta, y se separa el gastrocnemio del hueso y del tejido muscular de la parte baja de la pierna, cortando la articulación de la rodilla con tijeras. Se disecan los músculos de la cara dorsal del muslo hasta exponer el nervio ciático, cerca del fémur. Con mucho cuidado, se diseca el nervio. Se separan el nervio y el gastrocnemio, de los demás tejidos cortando el fémur y el tejido muscular por encima de la rodilla, y por debajo de su unión con la pelvis. Las preparaciones neuromusculares de ambas patas se colocaran en placas Petri de solución ringer anfibio. Sumación Multifibrilar. Aplicar estímulos aislados de intensidad creciente con el tambor estacionario del estimulador de Harvard. Entre contracción y contracción se mueve el tambor a mano aproximadamente a un cm de distancia. Dejar pasar 10 seg. entre cada estímulo. Se va aumentando la intensidad del estímulo. Determinar el estímulo umbral, la intensidad de las respuestas y la intensidad capaz de producir una contracción máxima. Resultados:

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Sumación del Estímulo Subumbral. Poner el estimulador en una intensidad subumbral, escasamente por debajo de la intensidad umbral. Estimular varias veces hasta lograr respuesta. Observar Resultados

Contracción Tetánica. Aplique estímulos sucesivos cuya intensidad (subtetanizante) se suficiente para provocar sacudidas simples de máxima amplitud. Dejar descanzar 20 seg entre estimulación. Producir tetanizaciones frecuentes y observar los efectos de la fatiga. Resultados:

Contractura. Mantenga el quimógrafo encendido y la palanca inscribiendo. Bañe externamente el músculo con una solución saturada de ClK. Observar. Lave la preparación con solución fisiológica. Aplíquele un estímulo eléctrico para comprobar que se ha recuperado. Repita el procedimiento anterior con solución de cafeína. Observe los resultados. Resultados:

Efecto de la Carga Sobre la Contracción Muscular. Fije el plato para las pesas sobre la palanca del músculo. Aplique estímulos máximos al músculo. Coloque pesas de 10, 20, 30, 40, 50 y 60 g en el plato y estimule el músculo. Determine la fuerza de la contracción en relación con cada peso, Elabore una gráfica de relación entre trabajo (peso x intensidad) y peso. Resultados:

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Comprobación de la Intervención del ATP en la Contracción. Con la ayuda de una aguja hipodérmica y unas pinzas finas, separes fibras del músculo glicerinado, colóquelas sobre un portaobjetos con una gota de solución fría de glicerina al 15 %. Examine la preparación al microscopio y mida la longitud de la fibra muscular. Añada una gota de solución de ATP y observe atentamente. Mida de nuevo la longitud de la fibra. Explique los resultados.

GUSTO Y OLFATO 1. INTRODUCCION: El gusto y el olfato constituyen un grupo de sentidos caracterizados por su capacidad para responder, de manera específica, al efecto directo de diversos tipos de compuestos químicos. Tanto desde el punto de vista de su disposición estructural como de su especialización funcional y su significado biológico, el gusto y el olfato presentan numerosos puntos en común. Ambos son sensibles a estímulos de tipo químico (pertenecen al grupo de los quimiorreceptores) y poseen, por tanto, la capacidad de detectar la presencia de sustancias disueltas (iones o moléculas) en el medio ambiente. La detección de compuestos químicos en fase gaseosa se lleva a cabo por medio de la olfación (olfato), mientras que la presencia de las sustancias químicas en un medio líquido se pone de manifiesto a través de la degustación (gusto). La olfación o el olfato posee una gran importancia funcional, dado que permite la detección de moléculas que, procedentes de puntos situados a distancias relativamente grandes, son vehiculadas hasta el perceptor a través de corrientes aéreas o líquidas. La quimiopercepción constituye la base de numerosas actividades del comportamiento, incluida de manera particular en los animales, la comunicación interindividual. La función más importante de la quimiopercepción está en relación con la búsqueda y captura de los alimentos, así como los procesos que regulan su adecuada digestión. Al propio tiempo, los sentidos químicos desempeñan un papel muy importante en la evitación de sustancias o ambientes nocivos. En muchos animales, la detección de las sustancias químicas segregadas por un individuo determinado forma parte del mecanismo de atracción sexual; para otra parte, la secreción de sustancias químicas puede ser realizada tanto para atraer a una potencial víctima como para alejar o rechazar a los posibles depredadores. SENTIDO DEL GUSTO En los mamíferos, la sensibilidad gustativa depende de la adecuada estimulación de receptores ubicados en formaciones especializadas, los botones gustativos, particularmente

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adaptados para la detección de sustancias en disolución. Los receptores gustativos están, habitualmente localizados en determinadas áreas de la superficie dorsal de la lengua y no en el paladar, como podría deducirse de la expresión popular "tener un buen paladar" (en los peces se hallan distribuidos por toda la superficie corporal). Un botón gustativo está constituido por un conjunto de células de tipo epitelial ordenadas o estructuradas en forma de cáliz o de copa (unas 30 a 40 por botón o paila caliciforme). Dichas células muestran, a nivel de polo apical, numerosas microvellosidades que se proyectan sobre los pequeños poros o aberturas de los botones gustativos y sirven de elementos de conexión con el líquido presente en la superficie de la lengua. De esta manera, en el botón gustativo, las sustancias sápidas, en disolución, se ponen en contacto con las células sensoriales. Las señales emitidas por los receptores gustativos son transmitidas al sistema nervioso central a través de las numerosas fibras nerviosas que los enervan. En el hombre existen alrededor de unos 12.000 botones gustativos sobre la superficie de la lengua, distribuidos no de manera uniforme, sino concentrados en determinadas áreas, que se extienden desde la punta de la lengua hasta los borde laterales y sobre una pequeña zona que cruza transversalmente el órgano, a nivel de la base de la lengua. De esta forma, la superficie de la lengua presenta unas áreas con una gran densidad de terminaciones sensoriales para los receptores gustativos, dotados de una elevada sensibilidad para la quimiopercepción y otras, relativamente mucho más extensas, desprovistas totalmente de quimiorreceptores y que muestran una insensibilidad absoluta a la mayor parte de las sustancias químicas. La capacidad que posee una especie molecular definida para estimular un determinado tipo de receptor gustativo está acondicionada por diversos tipos de factores físicos y químicos. Para que una sustancia tenga sabor, es necesario que se disuelva en la saliva, ya que los botones gustativos solamente son excitados por sustancias en disolución. Las sustancias insolubles, como el oro, el platino, la vaselina, etc., carecen de todo sabor. Por otra parte, paradójicamente, sustancias relativamente solubles en el agua, como el nitrógeno o el oxígeno, no originan tampoco ninguna sensación gustativa. Las hexosas (monosacáridos) poseen todas ellas sabor dulce, siendo la sensibilidad máxima para la fructosa, intermedia para la glucosa y mínima para la manosa. Las moscas son atraídas por las hexosas y disacáridos, pero no sienten ningún atractivo por las triosas y tetrosas. En otros casos, a pesar de la completa identidad química, existen diferencias en la calidad del gusto en función de la disposición espacial de determinados grupos funcionales; así la d-fenilalanina tiene sabor amargo. Curiosamente, sustancias cuya composición química es totalmente distinta puede poseer un sabor casi idéntico; éste es el caso de la sacarosa, la sacarina y los ciclamatos, las cuales a pesar de corresponder a estructuras químicas completamente distintas, poseen sabor dulce todas ellas. La cualidad de un sabor viene determinada por un conjunto de sensaciones originadas en distintos tipos de receptores. Dejando aparte el olfato, que contribuye en gran manera a configurar el "sabor" de los alimentos (en casos de resfriado o al bloquear las aberturas de las fosas nasales no podemos "saborear" la comida), las sensaciones gustativas dependen de la estimulación de receptores térmicos, mecánicos, etc., además de los propiamente químicos. El sabor acre (áspero y picante) de algunas sustancias es debido a la estimulación simultánea de las fibras de la sensibilidad dolorosa. La sensación de astringencia es debida, probablemente, a una ligera lesión de los mecanorreceptores por los iones hidrógeno libres. Entre las sustancias sápidas que estimulan, a la vez, la sensibilidad térmica, tenemos como ejemplos característicos el del mentol, que da lugar a una sensación de frío o frescor, y el alcohol, que favorece la sensación de calor. La gran variedad de sabores que apreciamos en

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las comidas o manjares es, por tanto, el resultado de sensaciones complejas, en las que participan no sólo los estímulos de tipo gustativo, sino los táctiles, térmicos, olfatorios, etc. Las cualidades propiamente típicas del sentido del gusto corresponden a los cuatro sabores fundamentales: dulce, salado, ácido y amargo. Estas distintas cualidades o modalidades no son percibidas de igual manera en todas las áreas o regiones gustativas, sino que ofrecen diferencias de localización características. Así, la máxima sensibilidad para el dulce se localiza en la punta de la lengua; para el ácido en la parte posterior del reborde lingual; para el salado en la parte anterior del reborde lingual y, en menor proporción en la punta de la lengua, y para el amargo en la base de la lengua. La intensidad de la excitación depende de la extensión de la zona afectada o estimulada por el excitante, razón por la cual "paladeamos" cuando deseamos percibir mejor un gusto débil. Distribución de los receptores gustativos Los receptores gustativos son el punto de partida de una serie de reflejos importantes. La secreción de los jugos digestivos depende, en gran medida, del sabor de la sustancia ingerida. La secreción de saliva y de jugo gástrico es mucho más intensa cuando el alimento despierta una sensación agradable que cuando éste es recibido con desagrado. La máxima capacidad para estimular la producción de saliva posee las sustancias de carácter ácido, las cuales dan lugar a una profusa secreción cuyo objetivo principal es el de reducir la concentración de hidrogeniones y con ello evitar la lesión de la mucosa bucal, faríngea y esofágica. Las sustancias de sabor dulce dan lugar a una secreción salival moderada, mientras que las de sabor amargo inducen una secreción mínima. Curiosamente, esta últimas poseen la capacidad de estimular de manera notable la secreción de jugo gástrico, lo que explica su efecto favorable sobre la digestión. SENTIDO DEL OLFATO El sentido del olfato comprende un conjunto de fenómenos mucho más complicados que en el caso del gusto. Los receptores olfatorios están constituidos por terminaciones nerviosas localizadas en la parte superior y posterior de las fosas nasales. En el hombre existen unos 20 millones de receptores olfatorios, cada uno de los cuales presenta alrededor de 20 prolongaciones o filamentos de tipo ciliar. Estos receptores son, de hecho, células sensoriales primarias que envían o proyectan sus axones directamente al cerebro. El epitelio nasal contiene también terminaciones nerviosas libres, pertenecientes a la rama nasal del trigémino, las cuales responden a la presencia de sustancias químicas a menudo distintas a las que excitan habitualmente los receptores olfatorios. El mecanismo por medio del cual se consigue la estimulación de los receptores olfatorios dista de estar completamente aclarado y presenta numerosos problemas e interrogantes. Moléculas de tamaño o estructura muy diferente pueden oler de manera parecida, mientras que, por el contrario, moléculas muy similares pueden dar lugar a sensaciones olorosas totalmente distintas. El número de cualidades o modalidades de sensaciones olfatorias es inmenso, estimándose que el olfato humano puede llegar a detectar unos 10.000 tipos distintos de olores. A pesar de la gran variedad de olores que podemos percibir, no existe un criterio aceptable y aceptado por todos los autores para clasificar las distintas sensaciones olfatorias de manera satisfactoria.

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A título de orientación y con un criterio totalmente arbitrario, podemos distinguir las siguientes variedades: 1. Aromático (pimienta, jengibre) 2. Fragante (jazmín) 3. Etéreo ("éter" de manzanas) 4. Resinoso (sahumerio) 5. Pútrido (ácido sulfhídrico) 6. Empirreumático (alquitrán) De hecho, existe un número relativamente pequeño de sustancias, unas 50, que dan lugar a sensaciones olfatorias puras; la mayoría de las sustancias o compuestos odoríferos originan estimulaciones mixtas, en las que participa también el sentido del gusto, así como la estimulación de las terminaciones libres del nervio trigémino de la mucosa nasal. Cuando el individuo realiza movimientos respiratorios tranquilos, poco profundos, el aire que está en contacto más inmediato con la región olfatoria está casi en reposo, por lo que tan sólo una pequeña fracción de la sustancia odorífera inhalada llega a ponerse en contacto con los receptores olfatorios. Para "oler" mejor llevamos a cabo inspiraciones intensas, profundas, con objeto de movilizar una mayor cantidad de aire y, con ello, incrementar el número de moléculas que entran en contacto con las células neurosensoriales. La sensación odorífera no es igual para cualquier concentración de la sustancia que haya que detectar. Cuando aumenta la concentración de una sustancia odorífera, se percibe, al comienzo, una sensación olorosa indefinida ("se huele algo") para, a medida que se alcanzan valores o concentraciones superiores, detectar la sensación olfatoria específica. En el primer caso se alcanza el "umbral de sensibilidad" y en el segundo el "umbral de especificidad". A continuación se indican los umbrales específicos para una serie de sustancias. Sustancia Naftalina Acido acético Vainilla Acido butírico Escatol Mercaptano

Concentración (g/l de aire) 4 x 10-9 1 x 10-10 5 x 10-12 1 x 10-12 3.5 x 10-13 4.5 x 10-14

El perro posee una sensibilidad olfatoria muy superior a la del hombre, presentando unos umbrales olfatorios que son de 6 a 8 órdenes de magnitud inferiores a los de la especie humana. El perro puede detectar concentraciones de compuestos odorífero del orden de 10.000 moléculas por centímetro cúbico de aire; teniendo en cuenta que esta masa se distribuye entre unas 108 células o receptores olfatorios, se deduce fácilmente que debe bastar, probablemente, una sola molécula para estimular un receptor olfatorio. Los receptores olfatorios se adaptan con suma rapidez, lo que explica que, al entrar en una habitación, se perciba claramente un olor determinado, mientras que al cabo de un cierto tiempo no se note ya dicha sensación. 2. MATERIAL • Terrones de azúcar o azúcar cristalizado

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Disolución de sacarosa al 5% Disolución de ácido acético al 1% Disolución de cloruro sódico al 5% Disolución de quinina al 0.05% Disoluciones de ácido acético al 0.14, 0.16, 0.18, 0.20, 0.25 y 0.35 % Disolución de feniltiocarbamida al 1.3 % a partir de la cual se preparan, por disoluciones sucesivas, disoluciones de concentración inferior. Botellas o botellines de cristal, color ámbar, para guardar las disoluciones de feniltiocarbamida. Trozos de cebolla, patata, manzana. Miel Frasco con agua de colonia Frascos de boca ancha Vasos de vidrio para enjuagues con agua Vasitos de vidrio o de cerámica (desechar el material de plástico para evitar la contaminación de las disoluciones que haya que degustar con productos aromáticos). Gasas estériles Cronómetro Electrodos no polarizables Batería de 6 V Pinzas finas Botella de agua

3. PROCEDIMIENTO Aspectos generales de la estimulación gustativa Con una gasa estéril, secar la superficie dorsal de la lengua de uno de los compañeros de prácticas. A continuación, colocar un pequeño cristal o terrón de azúcar sobre la punta de la lengua y comprobar el tiempo que transcurre desde este momento hasta aquel en que es percibido el sabor del azucar. Enjuagar abundantemente la boca con agua y secar de nuevo la lengua por medio de una gasa estéril. Depositar una gota de una disolución de azúcar al 5% en la punta de la lengua y, de nuevo, verificar el tiempo que transcurre hasta el momento de percibir la sensación. Anotar los resultados correspondientes a cada prueba. Resultados: Terrón de azúcar:

Disolución de sacarosa:

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Localización de los receptores gustativos Con una gasa estéril, secar la superficie de la lengua y, a continuación, depositar una gota de una disolución de azúcar al 5% sobre la parte posterior o base de la lengua, sobre los lados o rebordes linguales y, finalmente, sobre la punta de la lengua. En la tabla y por medio de sendas cruces, anotar la intensidad con que es percibido el sabor en cada una de las distintas áreas. Enjuagar bien la boca con agua y repetir la experiencia depositando, por medio del cuentagotas, pequeñas cantidades de una disolución de ácido acético al 1%; a continuación, de una disolución de cloruro sódico al 5% y, finalmente de una disolución de quinina al 0.05%. A lo largo de estas experiencias hay que evitar que el compañero "receptor" vea o conozca el tipo de disolución que se le está aplicando cada vez. Por otra parte, es necesario insistir en la necesidad de enjuagar profusamente la boca con agua al pasar de una disolución a otra.

Cuáles son las partes de la lengua más sensibles a cada una de las distintas disoluciones ensayadas?

Area

Sacarosa Acido acético Cloruro sódico

Quinina

Punta de la lengua Parte anterior del borde lingual Parte posterior del borde lingual Base de la lengua

Umbral de sensibilidad Sobre la mesa de prácticas ordenar una bacteria de frascos que contenga disoluciones de sacarosa, de concentración progresivamente creciente, que comprendan las siguientes disoluciones: 1, 1.25, 1.5, 2, 2.25 y 3 %. Depositar una gota de cada una de las disoluciones sobre la punta de la lengua, empezando por la concentración inferior y seguir, en sentido ascendente, con las de concentración progresivamente superior. Después de cada momento o dilución se percibe el sabor dulce del azúcar. Repetir la experiencia con sendas disoluciones de ácido acético, ordenadas en orden creciente, de concentración de acuerdo con el siguiente esquema: 0, 14, 0, 16, 0, 18, 0.2, 0.25 y 0,3%.

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En este caso, depositar la gota de disolución sobre la mitad posterior del reborde lingual. Registrar el momento en que se detecta el sabor ácido del acético. En la tabla, anotar los resultados obtenidos en estas dos experiencias y compararlas con los umbrales de sensibilidad para estas mismas sustancias que presentan los compañeros fumadores (o no fumadores, según sea el caso) del grupo de prácticas.

Sacarosa Concentración (%) 1 1.25 1.5 2 2.5 3

No Fumadores fumadores

Acido acético Concentración (%)

No fumadores

Fumadores

0.14 0.16 0.18 0.2 0.25 0.3

Prueba de la feniltiocarbamida El objetivo de esta prueba es el de identificar la disolución de feniltiocarbamida más débil que es capaz de detectar cada individuo o participante. Con esta finalidad se ofrece a cada alumno un pequeño volumen de una serie de disoluciones de feniltiocarbamida, de concentración progresivamente creciente, hasta el punto en que es capaz de percibir el sabor amargo de la disolución, perfectamente diferenciable del propio agua corriente. Las disoluciones de feniltiocarbamida se preparan a partir de una disolución madre que contiene 1.3 g de sustancia por litro de agua potable y de la cual por diluciones sucesivas, se preparan los siguientes tipos de disoluciones: 1 1,300 mg/l 2 325 mg/l 3 162,5 mg/l 4 81,25 mg/l 5 40,63 mg/l 6 20,31 mg/l 7 5,08 mg/l 8 1,27 mg/l Si bien en el momento de su preparación la disolución madre y las correspondientes diluciones se realizan empleando agua caliente, en el momento del ensayo todas las disoluciones que hay que experimentar deben estar a temperatura ambiente, puesto que el organismo puede detectar diferencias de temperatura inferiores a 1 C.

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Por otra parte, el agua empleada para preparar las distintas diluciones, agua pura o potable, debe ser la misma para preparar toda la batería o serie de disoluciones utilizadas en una prueba determinada. La prueba se inicia degustando un pequeño volumen, 5 ml aproximadamente de la disolución nº7 e indicando el sabor correspondiente, el cual puede oscilar entre el francamente amarga hasta el totalmente insípido, como el del agua. En el caso en que se detecte como "amarga" la disolución ensayada, se admite que la persona es sensible a la acción estimulante de la feniltiocarbamida y se la califica como de "degustador". Para determinar el grado de sensibilidad de dicha sensación se repite la prueba, después de enjuagar profusamente la boca con agua, utilizando un pequeño volumen de la disolución nº8; si nota todavía el sabor amargo, hay que repetir la prueba con una disolución cuya concentración es la mitad de la anterior, y así sucesivamente. En el caso de que la primera disolución (nº7) no sea percibida como de carácter amargo, se dan a probar al sujeto disoluciones de concentración progresivamente creciente. La mayoría de las personas percibe el sabor amargo a partir de alguna disolución cuya concentración supere unos valores mínimos; sin embargo, algunos individuos no notan el sabor amargo en ninguna de las disoluciones. Los resultados del grupo de prácticas en conjunto, y en su día, los de la totalidad de la clase se acumulan y tabulan conjuntamente en forma de histograma de distribución de frecuencias; si el número de participantes es lo suficientemente amplio, es probable que se observe una distribución bimodal. Al analizar las gráficas de las figuras es posible determinar el umbral de sensibilidad (antimodo) a partir del cual la muestra de población estudiada puede ser dividida en "degustadores" y "no degustadores". Conviene tener en cuenta que el umbral de sensibilidad para la feniltiocarbamida es mayor en las mujeres que en los hombres, por lo que los resultados deben ser calculados por separado para cada sexo. (Teóricamente el 70% del grupo debería percibir el sabor, mientras que el 30% restante sería insensible a él) El carácter, o capacidad, gustativo parece ser dominante sobre el no gustativo, siendo los individuos no sensibles o poco sensibles a la feniltiocarbamida homocigotos de tipo recesivo. Los compuestos del tipo de la feniltiocarbamida, derivados de la tiourea, son sustancias con acción antitiroidea, habiéndose sugerido que el polimorfismo que se observa en la capacidad para degustar este compuesto podría estar, de alguna forma, en relación con la actividad de la glándula tiroides, así como con variaciones en la tasa de crecimiento y maduración del sistema óseo. De hecho, se ha demostrado cierta correlación entre los niveles del yodo proteico en el plasma y la capacidad gustativa para la feniltiocarbamida. Interprete sus Resultados:

Estimulación eléctrica de los botones gustativos Por medio de electrodos no polarizables (Ag. AgCl) y una pila o batería de 6 V, estimular las distintas áreas de la lengua y describir las diferentes sensaciones percibidas en cada zona. Resultados:

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Confusión olor-sabor Antes de empezar la práctica, colocar en un frasco de boca ancha, bien tapado, unos trocitos de cebolla. Solicitar a uno de los compañeros de mesa que cierre los ojos y se tape la entrada de las fosas nasales; en estas condiciones, introducir por medio de unas pinzas, un trozo de cebolla en la boca del compañero y preguntarle qué tipo de sabor experimenta. Habitualmente, juzgando sólo por la consistencia del alimento, se interpreta que el fragmento corresponde a un trozo de patata o de manzana. Al destapar las aberturas nasales y respirar por la nariz se permite la llegada de los vapores de la cebolla a la región olfatoria y, en este momento, se percibe claramente la sensación mixta olor-sabor de la cebolla. (La experiencia puede realizarse utilizando trozos de patata o de manzana como elementos de prueba) Introducir un poco de miel o un fragmento de plátano en la boca de un compañero, mientras éste mantiene cerrada la entrada de las fosas nasales. Preguntarle acerca de la sensación que percibe; nos indicará que tan sólo nota un ligero sabor dulce. Pedirle ahora que destape la nariz y realice un movimiento espiratorio a través de ésta; como por encanto percibirá en estas condiciones el agradable "sabor" de estos alimentos. Resultados:

Ubicación de los receptores olfatorios Cerrar la boca y, con los dedos pulgar e índice de una mano, comprimir la entrada de las fosas nasales. Colocar delante de la nariz un frasco abierto de agua de colonia. Destapar la nariz, pero mantener la boca cerrada y sin hacer movimiento respiratorio alguno. Notar la sensación que se percibe; no se detectará la sensación olfatoria que cabría esperar. Retirar el frasco y realizar una inspiración profunda; se percibe claramente el olor del perfume. Los vapores desprendidos del frasco de colonia penetran en las fosas nasales y quedan en la región anteroinferior en contacto con la mucosa nasal o pituitaria roja, insensible a los olores. Al realizar la inspiración, las moléculas odoríferas son desplazadas hacia la partes superior de las fosas, excitando los receptores sensoriales localizados en la región olfatoria o pituitaria amarilla. Resultados: PSICOFISICA DE LAS SENSACIONES

1.

INTRODUCCIÓN:

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Las sensaciones son la reproducción subjetiva del mundo objetivo. El primer paso en este proceso es la detección por medio de los receptores de una parte o aspecto de esa realidad objetiva, ya sea luz, temperatura, tacto, sustancias químicas, etc. La detección de los diferentes tipos de energía del medio externo la realizan receptores especializados. La información captada por estos receptores y traducida en impulsos nerviosos se propaga a través de los nervios periféricos y llega al sistema nervioso central, donde es elaborada mediante una serie sucesiva de estaciones de relevo hasta llegar a los niveles superiores donde se producen las sensaciones. Para cada modalidad de sensaciones existe una vía específica de transmisión. De acuerdo con la vía que haya sido activada la sensación que se produce será táctil, térmica, auditiva, visual, química, etc. 2. 2.2.

2.3. 3. 3.1.

MATERIAL: Equipo: Baño María Termómetros Material Biológico: Homo sapiens. (ambos sexos) METODOLOGIA: Sensaciones mecánicas:

Para la sensibilidad táctil superficial: - Tomar como sujeto de experimentación a un compañero y pedirle que mantenga los ojos cerrados mientras se le explora su sensibilidad táctil, pasando suavemente un fino pincel por las zonas vellosas y no vellosas del dorso de la mano, cuello y espalda - Determinar las diferencias y explicar sus causas. Resultados:

Para la discriminación de dos puntos: - Aplicar sobre la superficie de la punta de los dedos de un sujeto de experimentación que mantenga los ojos cerrados, las dos puntas de un compás y pedirle con cuántos puntos diga que se le está estimulando. Cuidar de que ambas puntas sean aplicadas simultáneamente y con la misma fuerza. Estimular indistintamente con una o dos puntas para asegurarse de que el sujeto no mienta. - Variar la distancia entre las dos puntas del compás y determinar la mínima distancia entre ellas, que permite discriminarlas como dos puntos de estimulación separados, - Repetir la experiencia aplicando los estímulos sobre el antebrazo el cuello y la espalda. - Determinar la zona de mayor poder de discriminación y explicar las causas de esta diferencia. Resultados:

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3.3.

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Sensaciones Térmicas:

Para la sensibilidad térmica superficial: - Utilizar varillas de cristal enfriadas hasta 15 C unas y calentadas hasta 45 C otras, y localizar las áreas de sensibilidad de frío y calor sobre la superficie del antebrazo de un sujeto de experimentación que debe desconocer la temperatura de la varilla. - Determinar si todas las áreas de la piel son iguales en cuanto a termosensibilidad. Resultados:

Para el contraste de temperatura: -

Introducir los dedos índice de cada mano en un recipiente con agua a 30 C. Como siente el agua, fría o caliente. - Introducir inmediatamente el dedo índice de la mano izquierda en un recipiente con agua a 15 C y el de la mano derecha en uno a 40 C. Mantenerlos durante 30 seg. Describir sus sensaciones. - Transferir nuevamente ambos dedos al recipiente con agua a 30 C. Describir sus sensaciones y explicar. Resultados:

3.4.

Sensaciones Visuales:

Determinación del punto ciego:

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Esquema para determinar el punto ciego - Colocar a 15 pulgadas del ojo la imagen del esquema. - Cerrar el ojo izquierdo y enfocar con el derecho la cruz. Acercar lentamente la ilustración al ojo sin dejar de mirar la cruz. - Indicar el momento en que deje de ver el círculo. Explicar a qué se debe. Resultados:

Para determinar el campo visual: - Dibujar en la pizarra una circunferencia de 75cm de radio cuyo centro se encuentre a la altura de los ojos del sujeto de exploración. Trazar en la circunferencia radios que formen entre sí ángulos de 30 grados, desde 0 hasta 360 grados. - Colocar al sujeto de experimentación a 20 cm de distancia de la pizarra e indicarle que cierre un ojo y que mire con el otro el centro de la circunferencia. - Hacer avanzar a lo largo de cada radio de la periferie hasta el centro un objeto, puede ser una pequeña linterna, un puntero, etc. Marcar el punto en que el sujeto reporta que ha visto el objeto mientras permanece mirando el centro de la circunferencia. - Unir los puntos marcados en cada radio y obtendrá el campo visual del ojo explorado. - Repetir con el otro ojo. Observar la zona de superposición de ambos ojos. Resultados:

CUESTIONARIO 1. Esquematice la integración funcional de las sensaciones tactiles.

2. Que sensaciones se encuentran más desarrollados en los cánidos.

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3. Donde se ubican los sensores tactiles en los peces.

4. Que función cumple el ojo pineal en reptiles.

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FUNCIONES REFLEJAS

INTRODUCCION: Se conocen como reflejos a aquellas respuestas del organismo a cambios energéticos del medio externo o interno que ocurren en forma rápida e involuntaria; por ejemplo, la flexión de una articulación ante un estímulo nocivo. Muchas funciones de la vida vegetativa se regulan también por vía refleja como la presión sanguínea, el llenado y vaciado de los pulmones, la secreción y motilidad gastrointestinal, etc. La base anatomofuncional de los reflejos es el arco reflejo, el que consta de: receptores que captan la información, vía aferente por donde se envía la información al sistema nervioso central, centro integrador constituido por conjunto de neuronas centrales que elaboran esta información y vía aferente que lleva la orden de respuesta al efector, órgano encargado de ejecutar. Las respuestas reflejas se clasifican atendiendo a diversos criterios: 1. Por su papel biológico, en reflejos de nutrición, defensivos, sexuales, de orientación, locomotores, etc. 2. Por la localización de los receptores en reflejos exteroceptivos, propioceptivos y viscerales. 3. Por el nivel del sistema nervioso donde se elaboran, en reflejos medulares, bulbares, mesencefálicos, diencefálicos, corticales en los vertebrados, y en los invertebrados puede integrarse en diferentes ganglios. 4. Por los órganos efectores involucrados, en reflejas motores, secretores y vasomotores. Además, las respuestas reflejas pueden ser: 1. Incondicionadas, cuando son respuestas innatas del animal. 2. Condicionadas, cuando son el resultado de la experiencia del animal al aprender a asociar dos o más estímulos. MATERIAL: Reactivos: Sacarosa 15% y 30% ClH 0,3%, 1%, 0,5%, 0,25% Novocaina

Alcohol Cl Na 0,9%

Equipo: Estimulador eléctrico Martillo de reflejos Material Biológico: Lepidópteros Cucarachas adultas (Periplaneta americana) Bufo spinulosus

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METODOLOGIA:

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Respuesta refleja de la proboscis en lepidópteros: Colocar una gota de agua o de solución azucarada en una placa Petri. Sujetar al insecto por las alas entre los dedos índice y el pulgar. Introducir un tarso en la gota de agua. Observar si se produce extensión de la proboscis. Introducir ambos tarsos. Observar. Repetir la operación con cada una de las soluciones. Comparar los resultados. Resultados:

Reflejo tarsal en lepidópteros: Colocar en el fondo del frasco de cristal un algodón empapado en éter y taparlo, de ésta forma queda preparada una cámara de éter. Introducir los insectos en los viales o tubos de ensayo pequeños colocarlos en la cámara de éter y taparla. Esperar hasta que se anestesien (entre 1 y 3 min). Tomar los insectos anestesiados e insertar un alfiler en la parte dorsal del tórax, paralelamente al eje longitudinal del cuerpo. Cuidar de hacerlo en forma superficial, de manera que solo afecte la cutícula y no los músculos por debajo de ella. Esperar a que se recuperen de la anestesia y suspenderlos por el alfiler. Observar. Colocar los insectos sobre el sustrato. Observar. Explicar los resultados. Resultados:

Reacción de escape de la cucaracha:

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Colocar las cucarachas en un vaso de precipitado de donde no les sea fácil escapar. Producir una leve corriente de aire dirigida hacia los cercos anales con una pera de goma. Observar. Producir otra leve corriente de aire dirigido a la cabeza. Observar y explicar. Reasultados:

Reflejo flexor en la rana: Descerebrar la rana y colgarla por el maxilar inferior en un soporte universal. Pinche las patas alternativamente con la aguja enmangada. Observar la contracción que sigue a la estimulación. Colocar sobre la parte ventral del tronco un pequeño pedazo de papel de filtro mojado con solución ácida. Observar. Introducir los dedos de una pata en la solución ácida más débil. Observar. Medir el período de latencia de la respuesta. Quitar la piel de una de las patas y vuelva a estimular. Observar. Estimular eléctricamente el músculo. Observar. Explicar. Disectar el nervio ciático de la otra pata y colocar sobre él un algodón impregnado de la solución de novocaína. Después de unos segundos tratar de producir de nuevo el reflejo, introduciendo los dedos de la pata de la rana en ácido. Estimular el nervio eléctricamente por debajo de la zona de bloqueo. Observar. Explicar. Desmedular la rana y trate de lograr los reflejos que se observaron al estimular patas y tronco. Estimular otra vez el nervio ciático. Observar. Explicar. Analizar qué partes del arco reflejo fueron afectadas al quitar la piel, anestesiar el nervio y desmedular.

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Resultados:

Reflejo patelar en el hombre: Pedir al sujeto de experimentación que se siente en una silla y que cruce una pierna sobre la otra. Golpear suavemente la parte inferior de la rodilla de la pierna cruzada con el martillo de reflejos, o en su defecto con el borde de la mano. Observar. Resultados:

Reflejo corneal u óculo parpebral: Tocar suavemente la córnea de un sujeto de experimentación con una torunda de algodón. Observar la reacción. Resultados:

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Reflejo pupilar: Acercar al sujeto de experimentación a una fuente de luz natural o artificial. Tapar uno de sus ojos con la palma de la mano y orientarlo que mire hacia la luz. Observar lo que sucede con el diámetro pupilar del ojo descubierto. Destapar el otro ojo. Comparar. Pedir al sujeto de experimentación que cierre un ojo. Colocar sobre el otro ojo sus manos unidas por las puntas de los dedos ligeramente flexionadas, de forma que no impida en su totalidad el paso de la luz. Observar la pupila. Resultados:

Reflejos de enderezamiento: Colocar al animal en posición de cúbito lateral sobre la mesa. Observar cómo se produce el enderezamiento. Vendarle los ojos con un paño o gasa. Repetir la experiencia. Observar. Colocado en la misma posición tratar de inmovilizarlo manteniendo la cabeza sobre la mesa. Observar. Resultados:

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ACTIVIDAD REFLEJA

1.

INTRODUCCION Las funciones esenciales del sistema nervioso es la de captar, transmitir y elaborar información procedente del interior de nuestro cuerpo, así como del medio que nos envuelve, haciendo posible, en cada momento, la correcta adecuación entre las necesidades de nuestras células y del organismo en su conjunto y los parámetros bioquímicos, físicos y fisicoquímicos del medio ambiente. El sistema nervioso hace posible, además, la integración y coordinación de los diversos órganos y sistemas corporales, permitiendo la interrelación personal y con los demás seres y objetos que nos rodean, así como el desarrollo y ejercicio de las facultades y funciones superiores del individuo. Para regular e integrar toda la compleja serie de funciones corporales, el sistema nervioso depende de su capacidad para detectar los cambios o variaciones que se producen en el medio ambiente y responder a éstos, transmitiendo información sobre ellos a los centros de coordinación desde donde se dan las órdenes oportunas para conseguir los efectos adecuados. La mayor parte de la información captada, transmitida y elaborada por el sistema nervioso nos pasa totalmente desapercibida; este tipo de actividad, totalmente inconsciente o involuntaria, recibe el nombre de actividad refleja. Entendemos por reflejo o acto reflejo cualquier acto involuntario producido como respuesta a la acción de un estímulo (variación en las condiciones del medio intra o extracorporal). Los reflejos intervienen en multitud de funciones corporales y constituyen la base sobre la que descansa nuestra actividad cotidiana; la regulación de la presión sanguínea, el tamaño de la pupila, la secreción de enzimas digestivas, el mantenimiento de la postura, la coordinación de los movimientos, etc, son actividades de carácter reflejo. Cualquier reflejo implica la existencia de tres tipos de componentes: 1. Una neurona sensorial que conduce la información desde un sistema receptor hasta la médula o el encéfalo. 2. Una serie más o menos extensa de interneuronas que conecta los elementos sensoriales con otras células nerviosas. 3. Una neurona motora a través de la cual se conducen los impulsos, originados en el cerebro o en la médula espinal, hasta el músculo o la glándula cuya actividad controla. La actividad refleja comprende niveles de complejidad variable dentro del sistema nervioso central, desde los simples reflejos de localización espinal hasta los complejos reflejos del equilibrio que exigen la participación de centros superiores. La complejidad y precisión de una respuesta refleja guardan relación con el número y variedad de estructuras que integran un arco reflejo. La existencia de un reflejo normal indica la integridad de todos los elementos y vías que lo constituyen – receptor, neurona sensorial, conexiones a nivel del sistema nervioso central, fibras eferentes, músculos o efector, etc. Por este motivo, la exploración de los reflejos reviste gran importancia diagnóstica para la correcta evaluación de las distintas funciones del sistema nervioso. La ausencia, disminución, exageración o alteración cualitativa de un reflejo pueden orientar acerca de posibles perturbaciones del sistema nervioso.

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La exploración de la actividad refleja en el hombre presenta varios problemas y limitaciones. Muchos tipos de actividad refleja, controlados por centros situados a nivel de la médula espinal, pueden ser modificados considerablemente por la actividad de centros superiores. Por ello, cuando se exploran los reflejos de integración espinal, el sujeto debe estar relajado, mental y físicamente, con la atención alejada de la exploración que se le practica. Por otra parte, es difícil explorar o evaluar el estado funcional de un solo acto reflejo; nuestro organismo recibe simultáneamente información procedente de diversos sistemas sensoriales. Por este motivo, es necesario examinar cada función con el máximo grado de segregación de las demás para evitar que el sujeto, voluntaria o involuntariamente, muestre un tipo de respuesta que no corresponde exactamente a la función explorada. Finalmente, el paciente o persona objeto de examen debe recibir órdenes concretas y claras, fáciles de comprender, con objeto de conseguir su máxima cooperación y obtener respuesta coherente y precisas.

2. MATERIAL Rana Disolución de ácido acético al 0,5 % Disolución de ácido acético al 0,3 % Disolución de ácido acético al 30 % Disolución de ácido clorhídrico al 1 % Tabla de corcho Tijeras Pinzas o fórceps Placa petri Vasos de precipitados Linterna Martillo de reflejos 3. OBSERVACION Comportamiento de una rana normal.Colocar una rana normal sobre la mesa del laboratorio o en el interior de aun frasco de boca ancha. Observar su postura normal; Anotar la posición de la cabeza y de los ojos, así como la de las patas anteriores y posteriores. Situar un obstáculo insalvable delante del animal, al mismo tiempo que se le empuja desde atrás. ¿Que tipo de trayectoria sigue en sus saltos?. Colocar la rana sobre su dorso y comprobar el tipo de movimientos que realiza y la rapidez con que se vuelve a su posición normal. El enderezamiento del animal se produce en respuesta a estímulos de presión sobre el dorso y a la anómala posición de los ojos y del oído interno (sistema de la postura y el equilibrio). Introducir a la rana en el interior de una pileta llena de agua: observar su actividad natatoria. Examinar, el tipo de movimientos respiratorios que realiza la rana. En este animal, el aire necesario para la respiración interna penetra, en pequeña proporción, a través de la piel y el suelo de la boca por medio de simple difusión, pero la mayor parte penetra en el interior del organismo a través de los pulmones. La rana, desprovista de costillas y de diafragma, inhala a través de la nariz manteniendo la boca cerrada y realizando un movimiento de descenso de la base de la boca; en un segundo movimiento, el aire inhalado es engullido por

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los pulmones. Observar la frecuencia con que se mueven los pulmones y el suelo de la boca. ¿Es la misma?

Resultados:

Comportamiento de la rana descerebrada.Descerebración de la rana.- Para descerebrar una rana puede emplearse una tijera de ramas largas. Pasar una de sus ramas de la tijera a través de la boca del animal y colocar la otra inmediatamente por detrás de los ojos (tan cerca de éstos como sea posible); Seccionar la cabeza por medio de un corte rápido. Con esta operación se elimina el cerebro, pero se conservan los lóbulos ópticos, el cerebelo y el bulbo raquídeo. De esta manera se anula toda actividad consciente, pero el animal conserva su actividad refleja. Después de la descerebración es necesario esperar unos 5 minutos a que el animal se recupere del shock producido por la sección a nivel del encéfalo. Colocar la rana sobre la mesa y observar su actividad postural. Empujando al animal desde atrás, comprobar si el animal es capaz de saltar cuando se le provoca adecuadamente. El movimiento ¿presenta el mismo grado de coordinación y espontaneidad que en el animal normal? Cuando se le obliga a saltar en dirección a un obstáculo situado en el frente del animal. ¿Trata de evitarlo? Colocar al animal sobre una tabla de corcho y levantar uno de sus extremos de dicho soporte. La rana de desplazará lentamente hacia la parte superior del plano inclinado. Notar la tensión (firmeza) o flaccidez de los músculos de los muslos y de las piernas al movilizar las distintas articulaciones. Manteniendo el animal en posición agachada, tirar de una de las patas posteriores: notar la tensión o resistencia que ejerce la extremidad. Situar al animal en una pileta llena de agua y observar su comportamiento. ¿Se mueve voluntaria o espontáneamente? Si se le empuja, ¿nada? ¿Respira todavía? Si se le coloca sobre su dorso, ¿se endereza? Los movimientos natatorios, los respiratorios y los de enderezamiento ¿son actividades reflejas o voluntarias? Anote sus resultados:

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Acción de diversos estímulos sobre la rana descerebrada.Para esta serie de experimentos, colocar el animal por la mandíbula inferior y sostenerlo en posición por medio de un soporte o estativo. 1. Estimulación Mecánica.- Por medio de unas pinzas pellizcar uno de los dedos de las patas posteriores del animal y observar la reacción. La pata se retrae o permanece encogida durante un periodo de tiempo variable. De acuerdo con la intensidad del estímulo. La extremidad se relaja, después, y recobra su posición primitiva. Dejar la preparación en reposo durante 2 minutos. Resultados:

2. Estimulación térmica.- Aplicar una aguja calentada por medio de un mechero de alcohol sobre una de las patas; La pata se encoge también. Dejar la preparación en reposo durante 2 minutos. Resultados:

3. Estimulación química.- Sumergir, un instante, las puntas de los dedos de una pata en una disolución de ácido acético al 1 %. En respuesta al estímulo, la pata se retrae y permanece encogida durante un tiempo. Bañar repetidamente la parte de la piel que ha estado en contacto con la disolución con agua del grifo o agua destilada con objeto de eliminar el ácido de la superficie cutánea. Anote sus resultados:

Efecto de la Intensidad del estímulo.Sumergir la pata derecha del animal hasta el tobillo en una disolución de ácido acético al 1 %. Determinar el tiempo, en segundos, que tarda la rana en retirar la pata estimulada. ¿Cómo se comporta la pata contralateral? Enjuague la parte estimulada con agua. Repetir el experimento con una disolución de ácido acético al 3 %¿Cómo reacciona la preparación? ¿Qué efecto posee la variación de la intensidad del estímulo ¿Se descarga mayor número de impulsos en respuesta a un estímulo más intenso Las disoluciones de ácido acético empleadas en este experimento son muy débiles, parecidas a vinagre diluido?

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(Comprobar la débil acidez de la disolución colocando una gota sobre la lengua. ¿Qué respuesta refleja se produce a nivel de las glándulas salivales?) Anote sus Resultados:

Irradiación o dispersión de los reflejos.Sumergir una de las patas posteriores de la rana en una disolución de ácido clorhídrico al 1 %. El animal no sólo encoge la parte estimulada, sino también la contralateral. Lo mismo ocurrirá si se le pincha o pellizca con mucha intensidad. Si la superficie estimulada es muy extensa o el estímulo muy intenso, las patas se encogerán y estirarán repetidas veces, con movimientos vivos e intensos. Resultados:

Inhibición contralateral de los reflejos.Pellizcar intensamente la pata posterior de la rana descerebrada, de tal manera que permanezca encogida durante largo tiempo. Inmediatamente después pellizcar la pata izquierda; Esta parte se encogerá en respuesta al estímulo, al mismo tiempo que se relajará la derecha. En este caso, la contracción refleja de un lado del cuerpo inhibe la actividad refleja contralateral. Anote sus resultados:

Coordinación de los reflejos medulares.Depositar un pequeño fragmento de papel de filtro impregnado con una disolución de ácido acético al 30 % (eliminar el exceso de ácido de la superficie del papel), sobre la región lumbar derecha de la rana descerebrada. Notar los movimientos que realiza el animal para desprenderse del papel impregnado con el ácido. El animal retrae la pata derecha y realiza movimientos de rascado con objeto de eliminar el agente irritante. Si por medio de una discreta presión, sujetamos la pata derecha de modo que no pueda mover la extremidad, el animal, después de intentar durante un rato contraer la extremidad inmovilizada, encoger la pata izquierda, con la que intentará eliminar el papel de filtro. Completada la observación, lavar al animal con agua durante un minuto y dejarlo en reposo durante un par de minutos. Repetir el experimento colocando el papel de filtro en distintos puntos del cuerpo y de las piernas.

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Anote sus Resultados:

Comportamiento de una Rana Descerebrada y Desmedulada Como último experimento, destruir la médula espinal pasando un alambre a través del conducto vertebral. Notar las contracciones de los músculos a medida que avanza el alambre. Una vez desmedulada la rana, dejar la preparación en reposo durante 2 minutos Reexaminar ahora el comportamiento de la rana. Examinar, de manera especial, el tono muscular y la respuesta a diversos tipos de estímulos. La actividad refleja ha desaparecido totalmente. Resultados:

Exploración de los Reflejos en el Hombre. Reflejo Miotático.- Para explorar el reflejo miotático, o de estiramiento, se estira brevemente el músculo percutiendo sobre su tendón. Los receptores de estiramiento del músculo anuloespirales del uso muscular envían impulsos a través de las vías aferentes y entran en la médula por las raíces posteriores sensitivas hasta llegar a las astas anteriores ipsolaterales de la médula espinal. Las motoneuronas alfa de las astas anteriores son excitadas y envían impulsos a través de los nervios motores que inérvan el músculo estriado, dando lugar a una breve sacudida o contracción muscular. Esto constituye un tipo de reflejo simple, monosináptico, que puede estar alterado tanto por lesión o destrucción de las fibras aferentes sensitivas como de la eferentes o motoras. Todos los músculos presentan el reflejo de estiramiento, pero solamente algunos grupos musculares pueden ser examinados en la práctica clínica. En esta práctica se examinará un tipo de reflejos tendinoso o miotático. Reflejo Rotuliano (reflejo patelar). Uno de los compañeros se sienta sobre la mesa del laboratorio de modo que sus piernas cuelguen libres de su borde. Por medio de un martillo de goma (martillo de reflejos) se estimula mecánicamente, con un golpe seco, el ligamento rotuliano justamente por debajo de la rótula. Observar con atención el movimiento de la pierna en respuesta al estímulo. Repetir la prueba varias veces y determinar hasta qué grado la pierna se extiende por la contracción del cuadríceps femoral. Practicar la misma prueba con la otra pierna. Repetir la prueba: 1. Con el sujeto tratando de bloquear mentalmente el reflejo 2. Mientras el sujeto está realizando un simple cálculo aritmético 3. Mientras el sujeto aprieta fuertemente el puño Anote los Resultados:

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Reflejos Superficiales.Este tipo de reflejos de carácter polisináptico, bastante más complejos que los de estiramiento, y pueden ser provocados por estimulación de receptores situados a nivel de la piel o de estructuras superficiales.

Reflejo Plantar.Por medio de un objeto de punta roma rascar la planta del pie a nivel del borde externo. En respuesta a la estimulación se produce la flexión de los dedos del pie. Cuando, por el contrario, el dedo gordo se dirige hacia arriba y los demás dedos se extienden o separan entre sí (signo de Babinski), hay que pensar en una lesión de la vía piramidal si se trata de un adulto. Sin embargo, este signo es normal durante el primer año de vida, cuando todavía no se ha completado la mielinización de las fibras del sistema piramidal. Resultados:

Reflejo Abdominal.Rascar las partes laterales de la pared abdominal. La contracción refleja de los músculos abdominales determina la desviación del ombligo hacia el lado etimulado. Resultados:

Reflejo Corneal.Con una pequeña torunda de algodón o con un trocito de papel, tocar suavemente la superficie corneal o de la esclerótica. Los párpados se cerrarán inmediatamente. Si el estímulo es muy intenso, se producirá lagrimeo. Para realizar esta prueba pedir al compañero que mire a un objeto distante, mientras se estimula mecánicamente la cornea. Resultados:

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Reflejos Orgánicos.Son también reflejos de carácter polisinático, más complejos que los superficiales y que comportan la participación de un mayor número de estructuras, implicando un mayor grado de coordinación. Situar al sujeto a la luz de la ventana o de una lámpara de incandescencia (bombilla). Observar el iris y el diámetro de la pupila. Solicitar al compañero que se cubra o tape ambos ojos con las manos durante 2 minutos. Transcurrido este tiempo, pedir al sujeto, que aún sigue con los ojos cerrados, que mire a un objeto distante, mientras se le ordena destapar uno de los ojos. Observar la reacción de la pupila. Acto seguido retirar la mano que cubre el ojo contrario y observar la reacción pupilar. Esto constituye el reflejo pupilar directo. A continuación, llevar al sujeto hacia una zona con menor intensidad de luz y pedirle de nuevo que se tape los ojos (2 minutos). Transcurrido este tiempo, debe destapar y abrir simultáneamente ambos párpados para de inmediato enfocar con una lámpara uno de los ojos, mientras observamos la reacción de la pupila contraria. Es el llamado reflejo pupilar consensual. Constituye un proceso coordinado que precisa la existencia de fibras que pasan de un ojo al contralateral, a través del quiasma óptico. Resultados:

4.

CUESTIONARIO Cuales son las funciones esenciales del sistema nervioso

La mayor parte de las actividades del sistema nervioso son de tipo consciente o inconsciente.

La realización de un acto involuntario en respuesta a la aplicación de un estímulo recibe el nombre de:

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Indicar que regiones del sistema nervioso deben estar intactas para permitir el adecuado funcionamiento de los diversos mecanismos reflejos.

Indicar las distintas estructuras cuya lesión puede determinar la ausencia o disminución de un reflejo propioceptivo

Indicar que estructuras deben estar intactas para que se produzca el reflejo corneal

El reflejo corneal puede ser inhibido por medio de control voluntario

Que estructura controla el diámetro de la pupila

Que es el reflejo pupilar directo

A que corresponde el reflejo pupilar consensual

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SISTEMA DIGESTIVO 1.

INTRODUCCION La función del sistema gastrointestinal es la de transformar las grandes partículas y macromoléculas de los alimentos en moléculas lo suficientemente pequeñas para que puedan ser absorbidas e incorporadas a la sangre y, finalmente, utilizadas por las células de nuestro organismo; los polisacáridos deben ser desdoblados en monosacáridos, las proteínas, en aminoácidos y los triglicéridos, en ácidos grasos y monoglicéridos. Los diversos procesos de adaptación y preparación de los alimentos para su absorción por el intestino se llevan a cabo gracias a la acción combinada de las secreciones y de los movimientos del tubo digestivo. Las secreciones digestivas están constituidas por una serie de compuestos elaborados por células especializadas que forman parte de glándulas ubicadas a lo largo de toda la pared del tubo digestivo o bien integradas en órganos especiales, como el páncreas y el hígado. De estos compuestos, los fundamentales para la acción digestiva son proteínas de carácter enzimático, cuyo grado de actividad guarda relación con la proporción de sustrato (alimento) disponible, con la temperatura y con la concentración de los iones hidrógeno del medio en que actúan. Los polisacáridos de la dieta, como el almidón o el glucógeno, son hidrolizados por la acción de las amilasas y transformados en di y trisacáridos. La celulosa, polisacárido presente también en la dieta habitual, no puede ser hidrolizado por las secreciones digestivas, al carecer nuestro sistema de enzimas capaces de atacar los enlaces glucosídicos. Los di y trisacáridos, procedentes da la hidrólisis del almidón o del glucógeno, así como los ingeridos como tales en la dieta (sacarosa, lactasa, etc.), deben ser hidrolizados hasta monosacáridos para su correspondiente absorción. Los azúcares ingeridos como monosacáridos no requieren transformación alguna y son absorbidos directamente como tales. La digestión de los polisacáridos empieza en la cavidad bucal. La amilasa segregada por las glándulas salivales (la parótida, fundamentalmente) se mezcla con el alimento y comienza la transformación del almidón y del glucógeno en maltosa e isomaltosa. La acción hidrolítica de la amilasa salival continúa en el interior de la cavidad gástrica hasta que, al mezclarse con el ácido clorhídrico, segregado por las células parietales del estómago, se anula la actividad de la enzima. Las proteínas de la alimentación son ingeridas principalmente formando parte de los elementos celulares que integran los tejidos animales y vegetales, más o menos desnaturalizados, siendo mínima la proporción de proteína ingerida en forma libre (constituyen una excepción la clara de huevo, la caseína de la leche y una pocas proteínas más). Las macromoléculas de proteínas son digeridas por enzimas segregadas por el estómago (pepsina) y el páncreas (tripsina, quimiotripsina, etc.). Gracias a la acción de las mencionadas <<proteinasas>>, las macromoléculas son transformadas en pequeños péptidos, que, bajo la acción de diferentes <> presentes en el borde en cepillo de las células intestinales, son finalmente convertidos en aminoácidos libres. Los lípidos constituyen un grupo heterogéneo de compuestos que poseen en común su insolubilidad en el agua y su solubilidad en los solventes de carácter orgánico. La mayor parte de los lípidos de la dieta son suministrado en forma de triglicéridos. La digestión de los triglicéridos tiene lugar en el intestino delgado. No existen enzimas para la hidrólisis de los lípidos ni en la saliva ni en el jugo gástrico; sin embargo, tanto la masticación e insalivación como la digestión gástrica favorecen la digestión de los lípidos al desdoblar los polisacáridos

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y proteínas que los engloban o limitan en el interior de las células. La grasa, así liberada, no es soluble en el agua y constituye una emulsión tosca y poco estable. Para que los triglicéridos presentes en dicha emulsión puedan ser hidrolizados adecuadamente, es necesario el concurso de las sales biliares. La lipasa pancreática convierte los triglicéridos en ácidos grasos y monoglicéridos que son, más tarde, absorbidos por el intestino delgado. Algunos de los constituyentes de las secreciones digestivas, como el ácido clorhídrico, el bicarbonato, la bilis o el mucus, no poseen carácter enzimático, pero son absolutamente necesarios para una correcta digestión. El ácido clorhídrico y el bicarbonato contribuyen a crear el medio adecuado para la acción de las enzimas digestivas, las sales biliares son necesarias para la formación de micelas con los ácidos grasos, el mucus es esencial como elemento protector y lubricante de la mucosa, etc. 2. • • • • • • • • • • • • • • • • • • • • • • • • • • • • •

MATERIAL Tubos de ensayo Rotulador, lápiz graso o etiquetas autoadhesivas Gradilla para tubos de ensayo Pipetas de 2, 5 y 10 ml de capacidad Pipetas Pasteur Botella pequeña para recoger la saliva filtrada Embudo pequeño Gasa o algodón hidrófilo para filtrar Tres probetas graduadas de 25 ml de capacidad Baño de agua y hielo Baño de agua a 37°C Mechero de alcohol Placa de porcelana Cristales de cloruro de sodio Pequeño fragmento de tubo de goma Agua destilada Disolución de almidón hervido al 1 % Disolución de glucosa al 1% Disolución de ClH al 0,8 % Disolución de CO3HNa al 0,5 % Disolución de ácido acético al 5 % Disolución de bilis al 10 % Disolución de lipasa al 0,5 % Acido butírico Tributirina Butirato de etilo Disolución de Lugol Disolución de Benedict Papel indicador de pH Disolución indicadora de azul de bromotimol al 0,5 %

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3.

PROCEDIMIENTO

SECRECION SALIVAL. I.

Secreción salival en condiciones basales y en respuesta a diferentes tipos de estímulos. A. Secreción salival en condiciones basales. Se estima midiendo el volumen de secreción producido por las glándulas salivales durante un periodo de 10 minutos. Deglutir la pequeña cantidad de saliva presente en la boca, anotar la hora y, a partir de este momento, dejar de deglutir hasta que finalice la prueba. Por medio de un pequeño embudo de cristal, recoger la saliva producida a intervalos regulares de 2 minutos, hasta un total de 10, en la probeta marcada con la letra “B”. Un minuto después de cada expulsión leer el nivel alcanzado por el líquido en la probeta; anotar solamente el nivel de la masa líquida, ignorando la espuma presente en la parte superior, y registrar los valores obtenidos en un gráfico. De esta forma se obtiene una curva, de tipo acumulativo, del volumen de secreción salival en función del tiempo. Anote sus Resultados:

B. Secreción Salival en Respuesta a Estímulos de tipo Químico y de tipo Mecánico. Se sigue un procedimiento idéntico al del apartado anterior en respuesta a: - Estimulación Mecánica.- por medio de la masticación de un pequeño tubo de goma y recogiendo la saliva en la probeta “M”. - Estimulación Química.- por medio de un pequeño fragmento o cristal de cloruro sódico colocado sobre la lengua, recogiendo la saliva en la probeta “Q”. Recoger la saliva producida, en cada caso, durante un periodo de 6 minutos. Comparar las curvas obtenidas en cada una de las experiencias y razonar las diferencias observadas. Guardar la saliva obtenida para las pruebas posteriores. Anote sus Resultados:

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II.

Viscosidad de la Saliva. Preparar dos tubos de ensayo medianos, numerados, y depositar unos 2 ml de saliva en cada uno de ellos. Añadir 10 gotas de ácido acético al 5 % al tubo número 1 y 10 gotas de agua destilada al tubo número 2. Agitar bien los tubos y dejarlos en una gradilla hasta que finalice la experiencia siguiente. Observar el efecto producido por el ácido al precipitar la mucina, glicoproteína presente en la saliva. Comparar la viscosidad de la saliva desprovista de mucina con la de la saliva normal. Sobre la base de estas observaciones, razonar el posible papel de la mucina a lo largo del tubo digestivo. Anote sus Resultados:

III.

Digestión salival. La ptialina es una alfa amilasa, presente en la secreción de las glándulas salivales, que hidroliza el almidón y el glucógeno, polisacárido de procedencia vegetal y animal, respectivamente. La alfa amilasa transforma dichos polímeros en compuestos intermedios conocidos como dextrinas y, si se permite un tiempo suficiente para completar la reacción, desdobla las dextrinas en maltosa y maltotriosa. Con la ayuda de un embudo y gasa, o algodón hidrófilo, filtrar las muestras de saliva obtenidas anteriormente, recogiendo el filtrado en la botella señalada al efecto. Mientras tiene lugar la filtración, preparar una gradilla con 7 tubos de ensayo, medianos, numerados. Depositar: 2 ml de la disolución de almidón hervido al 1 % en cada uno de los tubos (lavar bien la pipeta al acabar). 2 ml de agua destilada en los tubos numerados 1, 2, 3, 4 y 5. 2 ml de la disolución de ácido clorhídrico al 0,8 % en el tubo número 6. 2 ml de la disolución de bicarbonato sódico al 0,5 % en el tubo número 7 de la serie. En un tubo aparte (tubo de ensayo grande), hervir una pequeña cantidad de saliva, dejándola enfriar después hasta temperatura ambiente. Mientras se enfría la saliva hervida, comprobar por medio de papel indicador el pH del contenido de los tubos 5, 6 y 7, previamente agitados, anotando los valores observados en una tabla. Introducir el tubo 1 en el baño de agua y hielo, dejar el tubo 2 sobre la mesa del laboratorio y colocar luego el resto de los tubos en un baño de agua a 37°C. Por medio de una pipeta Pasteur, añadir a los respectivos tubos 3 gotas de la preparación ( <<enzima>> )correspondiente, de acuerdo con el siguiente orden: agua

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(tubo número 5), saliva hervida (tubo número 4) y saliva normal (tubos números 1, 2, 3, 6, y 7). Anotar el momento en que se añade la disolución de enzima a los distintos tubos. Inmediatamente y a intervalos de 3 minutos, tomar una gota de cada una de las muestras, empleando una pipeta Pasteur distinta para cada tubo, y colocarla sobre una placa de porcelana; agregar una gota de la disolución de lugol. En tanto que exista almidón sin hidrolizar, las muestras se teñirán de color azul negruzco; pero cuando todo el almidón ha sido hidrolizado por completo, desaparece el color azul (acromia) y se dice que la prueba es negativa. La prueba se continuará con cada tubo hasta que resulte negativa en dos lecturas consecutivas o hasta que haya transcurrido un tiempo total de 30 minutos. Determinar el momento en que la prueba de lugol se hace negativa para cada tubo y notar el tiempo transcurrido en cada caso. De esta forma se estima el tiempo Invertido en la digestión del almidón, en las distintas condiciones. Finalizada la prueba anterior, depositar unos 15 ml de la disolución de Benedict en cada uno de los tubos de ensayo grandes. Añadir a uno de los tubos 25 gotas de la muestra 3 y al otro otras tantas de la muestra 5, Hervir la mezcla durante 2 minutos y dejar enfriar lentamente. La reacción de Benedict detecta la presencia de azúcares reductores, los cuales, en medio alcalino, reducen los iones Cu++ del reactivo a iones Cu+, constituyéndose un precipitado de óxido de cobre, que confiere a la mezcla un color verde, anaranjado o rojizo de acuerdo con la cantidad de elemento reductor presente en la muestra. Comprobar enseguida el resultado de la reacción en cada caso, anotarlo en una tabla y razonar las diferencias observadas. Añadir al tubo en que la reacción de Benedict ha resultado negativa 10 gotas de disolución de glucosa al 0,5 % y calentar de nuevo el tubo. Anote sus Resultados:

Digestión Intestinal A nivel del intestino delgado son digeridos los tres tipos de principios inmediatos, dado que el medio intestinal contiene enzimas capaces de hidrolizar los oligo y polisacáridos, los lípidos y las proteínas. La lipasa es una enzima que desdobla los triglicéridos en glicerol y ácidos grasos. La bilis no poseen propiedades enzimáticas, pero contiene, en cambio las sales biliares que son esenciales para la correcta digestión de las grasas. Las sales biliares, debido

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a su elevado poder tensioactivo, permiten la emulsión de los lípidos, con lo que se facilita la acción de la enzima. Por otra parte, las sales biliares solubilizan los productos resultantes de la hidrólisis de los triglicéridos, los ácidos grasos, evitando, de esta manera, que se acumulen en el lugar de la reacción. En un tubo de ensayo grande, marcado, depositar unos 8 ml de la disolución de pancreatina al 0,5 % (llenar hasta la señal); hervir la disolución durante unos 3 minutos. En una gradilla, preparar 6 tubos de ensayo medianos, de acuerdo con las especificaciones. Colocar, en primer lugar, 5 ml de agua destilada en cada uno de los tubos. A continuación añadir el sustrato correspondiente: Butirato de etilo a los tubos 1 y 2 Dispersión de tributirina al 0,5 % (agitar bien la mezcla antes de su uso) a los tubos 3, 4, 5 y 6. Transferir 0,5 ml de la disolución de bilis a los correspondientes tubos (tubos 5 y 6). Los frascos deben ser cerrados inmediatamente, dado que tanto el butirato de etilo como el ácido butírico que se genera son sustancias muy bolátiles. Adicionar dos gotas del indicador y agitar bien los tubos; a continuación colocar la disolución de enzima a cada uno de ellos empezando por la disolución de pancreatina hervida (tubos 2, 4 y 6) y siguiendo con la de pancreatina normal (tubos 1, 3 y 5). Colocar todos los tubos en el baño de agua a 37°C y cerrar los correspondientes a los números 1 y 2 con tapones de corcho. Notar el agradable olor del butirato de etilo y comprarlo con el del ácido butírico puro, contenido en el tubo provisto de tapón de rosca. A medida que va progresando la reacción, notar los cambios producidos en el color de las muestras y en el olor que desprenden los tubos. Anotar los cambios producidos en función del tiempo y razonar las diferencias observadas entre los distintos tubos. Anote sus Resultados:

4. CUESTIONARIO - Definir la función esencial del sistema digestivo.

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-

Cuales son los componentes más importantes de la saliva.

-

A qué obedece el precipitado que se forma cuando se añade ácido acético a la saliva.

-

Cual es la función de la mucina.

-

Que acción ejerce la saliva sobre el almidón.

-

Que tipo de enlaces hidroliza la amilasa salival.

-

Como puede determinarse que la hidrólisis del almidón en completa.

-

A qué es debido el color azul que adquiere el almidón en presencia del yodo.

-

Que demuestra la prueba de Benedict.

-

Por qué la prueba de Benedict es positiva cuando la de Lugol es negativa.

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-

A qué obedecen las diferencias observadas entre el tubo que contiene ácido clorhídrico y el que contiene bicarbonato.

-

Describir el comportamiento de las muestras diferentes tempereturas y explicar las diferencias.

-

Cual es el efecto de la lipasa pancreática sobre el butirato de etilo.

-

Y sobre la tributirina.

-

Qué productos se forman cuando la lipasa actúa sobre el butirato de etilo.

-

Y sobre la tributirina.

-

Qué ocurre cuando se utiliza lipasa hervida en lugar de lipasa natural.

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Se ha observado alguna diferencia entre la incubación de tributirina con la lipasa en presencia y en ausencia de bilis.

-

A qué obedece dichas diferencias.

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FISIOLOGIA DEL SISTEMA DIGESTIVO

1.INTRODUCCION: Todos los animales a excepción de los endoparásitos, utilizan como fuente principal la energía que obtienen de la descomposición de moléculas orgánicas complejas que incorporan del exterior. En los animales más evolucionados el sistema digestivo realiza tres funciones básicas: motilidad, secreción y absorción. Estas tres funciones básicas no se manifiestan en todos los grupos zoológicos de igual forma. En los animales menos evolucionados la motilidad se limita al movimiento de cilios que ayudan a la progresión del alimento como ocurre en los pelecípodos. En moluscos más evolucionados (gasterópodos y cefalópodos), al igual que en artrópodos y vertebrados, la motilidad se debe a contracciones del músculo más o menos diferenciados. A medida que se avanza en la evolución, la motilidad se hace un fenómeno cada vez más generalizado del tubo digestivo. En cuanto al proceso de degradación de los alimentos, muchos invertebrados lo realizan en el interior de las células (digestión intracelular). En este caso las sustancias alimenticias son incorporadas por fagocitosis o pinocitosis, y la degradación ocurre en el interior de las vacuolas digestivas, desde las cuales se incorporan al citoplasma, sin que se secreten hacia el exterior enzimas digestivas; esto ocurre en protozoos, poríferos, celenterados e incluso en algunos invertebrados que poseen tubo digestivo diferenciado como pelecípodos y gasterópodos. Muchos animales desde los moluscos hasta los vertebrados realizan digestión extracelular. En este caso, la degradación química ocurre en la luz del tubo digestivo por la acción de enzimas que las células de las paredes de este tubo son capaces de secretar. La aparición de la digestión extracelular está asociada a procesos de absorción, por los cuales las sustancias digeridas atraviesan las membranas de las paredes del tubo digestivo y mediante la sangre son distribuidas a los tejidos corporales. El proceso de absorción ocurre, en los animales menos diferenciados, en las partes superiores del tracto, mientras que en los más evolucionados va quedando relegado a las partes más posteriores. 2.0.

MATERIAL: Reactivos: • • • •

Ringer Solución de acetilcolina a la 10-6 gr/L Solución de adrenalina 2 x 10-4 mol/L Solución de noradrenalina 2 x 10-4 mol/L

Equipo: * Microscopio estereoscópico Material Biológico: * Rattus rattus

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3.0. METODOLOGIA: Secreciones salivales: Anestesiar la rata con un anestésico general. Fijar el espécimen en la tabla de disección. Realizar un corte en la región media ventral de la mandíbula, retirando la piel y los músculos milo hioideos y genio hioideos - Canular los conductos de Stenon y Warton. Evaluar la secreción estimulando alternativamente con adrenalina, acetilcolina y noradrenalina, en todos los casos por un tiempo de 5 minutos Anote sus resultados:

Secreción biliar Anestesiar la rata con un anestésico general. Fijar el espécimen en la tabla de disección. Realizar un corte en la región media abdominal, retirando la piel y los músculos, hasta visualizar el hígado. Canular el conducto cístico. Evaluar la secreción estimulando alternativamente con adrenalina, acetilcolina y noradrenalina, en todos los casos por un tiempo de 5 minutos Anote sus resultados:

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Secreción pancreática Anestesiar la rata con un anestésico general. Fijar el espécimen en la tabla de disección. Realizar un corte en la región media abdominal, retirando la piel y los músculos, exponiendo el páncreas. Canular los conductos de Wirson Evaluar la secreción estimulando alternativamente con adrenalina, acetilcolina y noradrenalina, en todos los casos por un tiempo de 5 minutos Anote sus resultados:

Secreción gástrica Anestesiar la rata con un anestésico general. Fijar el espécimen en la tabla de disección. Realizar un corte en la región media abdominal, retirando la piel y los músculos hasta exponer el estómago. Canular a nivel del esfínter pilórico. Evaluar la secreción estimulando alternativamente con adrenalina, acetilcolina y noradrenalina, en todos los casos por un tiempo de 5 minutos Anote sus resultados:

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Secreción intestinal Anestesiar la rata con un anestésico general. Fijar el espécimen en la tabla de disección. Realizar un corte en la región media abdominal retirando la piel y los músculos hasta exponer los intestinos. Canular el segmento intestinal. Evaluar la secreción estimulando alternativamente con adrenalina, acetilcolina y noradrenalina, en todos los casos por un tiempo de 5 minutos Anote sus resultados:

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VENTILACION PULMONAR

1.

INTRODUCCION La energía necesaria para la actividad celular se obtiene en última instancia a través de la oxidación de los alimentos, desempeñando el oxígeno un papel esencial en este proceso. Como resultado de la degradación oxidativa de las sustancias nutritivas se libera una serie de productos residuales, entre los que destacan, fundamentalmente, el bióxido de carbono y el agua. Cuando el consumo de O2 por parte de los tejidos aumenta, y se incrementa paralelamente la producción de CO2 debe aumentar también la intensidad del intercambio gaseoso pulmonar. El aumento de actividad respiratoria en relación con la intensidad del metabolismo corporal exige un sistema de regulación sensible y preciso para poder ajustar, en cada instante, el contenido de la sangre a la demanda tisular. Nuestro organismo cuenta con sistemas de detección y medida de los niveles de O2 y H en sangre que, manteniendo constantemente informados a los centros respiratorios, determinan una adaptación de la ventilación pulmonar a las necesidades energéticas de cada momento. Otros factores de tipo químico, como las catecolaminas, así como influencia de tipo nervioso contribuye también a modular la frecuencia e intensidad de la ventilación pulmonar. Entre los factores reguladores de tipo químico, el CO2 es el dotado de mayor poder estimulante de la respiración: un incremento de tan solo un 0,2 % en la concentración de CO2 del aire alveolar produce un aumento del 100 % en la ventilación pulmonar. La estimulación por el bióxido de carbono de los quimiorreceptores situados a nivel de la aorta y de las carótidas y a nivel del bulbo raquídeo determina la realización de movimientos respiratorios profundos encaminados a eliminar el exceso de CO2, con ello se reduce la tasa de bióxido de carbono en sangre y la respiración vuelve a su ritmo basal. Por otro lado, cualquier variación en la concentración de CO2 determina un cambio en la concentración de hidrogeniones y, por tanto, en el valor del pH de la sangre a través de la siguiente reacción: CO2 + H2O  CO3H2  C3OH + H (H3O) Los iones hidrógeno, procedentes de la disociación del ácido carbónico o de otros productos metabólicos, actúan como un poderoso estimulante de la respiración. Algunos autores sugieren que el CO2 en realidad, estimularía los quimiorreceptores no directamente, sino por medio de los hidrogeniones liberados a partir del ácido carbónico formado al reaccionar el bióxido de carbono con el agua. La reducción en la concentración de oxígeno, estimulando fundamentalmente los quimiorreceptores aórticos y carotídeos, constituye otro activador de la respiración, si bien de potencia considerablemente inferior a la del bióxido de carbono. Para conseguir un aumento apreciable en la profundidad de los movimientos respiratorios, el porcentaje de oxígeno en el aire inspirado debe reducirse desde su concentración normal, alrededor del 20 % hasta un valor del 8 % Los estímulos de tipo químico no explican por si solos el aumento de ventilación pulmonar que se observa durante el ejercicio muscular por lo que debe admitirse que otros factores, entre ellos los de tipo nervioso, contribuyen también a modular la actividad respiratoria habitual. La estimulación eléctrica, rítmica, de los músculos de las extremidades

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va seguida de un notable aumento de la frecuencia y de la profundidad de los movimientos respiratorios, aun en ausencia de variaciones o cambios de tipo químico. En el hombre, la ventilación pulmonar aumenta en un 40 %, principalmente a expensas de un incremento en la frecuencia, cuando se movilizan pasivamente las piernas. El efecto de los distintos factores que intervienen en la regulación de la respiración se suma o se potencia mutuamente cooperando armónicamente para ajustar en cada momento, la ventilación pulmonar a los requerimientos funcionales del organismo. 2. • • • • • • • • • 3.

MATERIAL Sistema para respiración en circuito cerrado. Disolución saturada de hidróxido cálcico. Acido clorhídrico concentrado. Centrífuga. Tubos para centrífuga Pipetas Pasteur Perillas de goma Espirómetro Espirogramas PROCEDIMIENTO Efecto del CO2 y del O2 sobre la Respiración. Uno de los componentes de la mesa actúa como sujeto de experimentación respirando a través de la boquilla correspondiente al extremo proximal del dispositivo, al mismo tiempo que se mantiene abierto, el extremo distal del circuito aéreo experimental desconectado el tapón del frasco de vidrio la boquilla se sujeta con los dientes manteniendo la boca cerrada al mismo tiempo se impide el paso de aire a través de las coanas nasales por medio del pinzamiento de la abertura nasal con los dedos pulgar e índice o con unas pinzas de goma, durante la inspiración el aire penetra a través de una de las válvulas mientras que el efecto de succión mantiene cerrado la otra válvula, al espirar, el aire sale a través de la válvula que a permanecido cerrada, durante la fase inspiratoria puesto que es la única capaz de abrirse hacia fuera en respuesta al aumento de presión, esta prueba se realiza entre fases o condiciones distintas 1. Respiración en circuito abierto. En estas condiciones y con el sujeto sentado y desnudo de cintura para arriba determinar la frecuencia respiratoria por espacio de dos minutos, cuente el número de respiraciones por minuto y estimar la profundidad de los movimientos respiratorios realizados fijarse en los desplazamientos que experimenta la bolsa de plástico anotar los valores observados en una tabla. Resultados:

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2. Respiración en Circuito cerrado. Con acumulo de CO2. Repetir la observación conectando el extremo distal del circuito al frasco de vidrio en estas condiciones el sujeto respira en un sistema cerrado donde el paso que se reduce la concentración de O2 aumenta progresivamente la proporción de CO2 resultante de la actividad metabólica del organismo en general. Determinar la frecuencia respiratoria y determinar la profundidad de la respiración. Observar el color de la piel y la secreción sudorípara y determinar el tiempo máximo que el compañero puede respirar en el sistema cerrado. Anotar los valores observados en una tabla. Resultados:

3. Respiración en circuito cerrado, sin acumulo de CO2.Descansar durante unos minutos hasta que la frecuencia respiratoria vuelva a su nivel normal. Depositar unos 100 ml de agua de cal en el fondo del frasco de vidrio y proceder a una tercera observación con el sujeto respirando en un sistema cerrado desprovisto ahora de CO2, (absorbido por combinación con el Ca (OH)2 del agua de cal ). Determinar la frecuencia respiratoria por espacio de dos minutos, estimando al propio tiempo la profundidad de la respiración, y anotar los valores obtenidos en una tabla. Resultados:

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ESPIROMETRIA El espirómetro es un aparato que permite medir volúmenes respiratorios así como determinar el consumo de oxígeno. El sujeto respira a través de la cavidad bucal en un sistema cerrado constituido esencialmente por un cilindro o campana, llena de aire o de oxígeno, que se desliza de manera telescópica en el interior de otro cilindro lleno de agua. Dentro del dispositivo así constituido se coloca un recipiente con hidróxido bárico u otro tipo de sustancia capaz de absorber el CO2. Un sistema de válvulas obliga al aire espirado a pasar a través del absorbente, al paso que permite la captación de oxígeno por parte del sujeto cuando éste realiza una inspiración. Con cada movimiento respiratorio, la campana o cilindro que contiene la mezcla gaseosa oscila en sentido vertical. A medida que el sujeto va respirando, se reduce el volumen de oxígeno y el nivel del cilindro móvil desciende rápidamente, debido a que el bióxido de carbono del aire espirado es eliminado inmediatamente por combinación con el absorbente. Un sistema de inscripción permite el registro, sobre un quimógrafo o una cinta móvil, de los movimientos respiratorios realizados. En general, la resistencia del aparato es mínima y, en condiciones ideales, no afecta el flujo aéreo ni los volúmenes medidos. En la determinación de volúmenes respiratorios o cuando se realizan pruebas de corta duración es preferible emplear aire en lugar de oxígeno, puesto que el oxígeno puro deprime la ventilación pulmonar. En los pasos en que se determina el consumo de oxígeno se realizan pruebas de cierta duración, el espirómetro se llena de oxígeno. El sujeto que se somete a la exploración espirométrica debe sujetar bien, la boquilla del espirómetro con los dientes, por medio de una pinza colocada en la nariz se impide la respiración por vía nasal; de esta manera, el flujo aéreo tiene lugar solo por la boca y a través del circuito cerrado del espirómetro. Realizar un registro en condiciones basales y, seguidamente registre el volumen de reserva inspiratorio y el volumen de reserva expiratorio. Sobre los registros realizados o sobre otros pre elaborados, determinar los siguientes parámetros: •

Frecuencia respiratoria

•

Volumen corriente

•

Capacidad vital

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•

Volumen minuto

•

Volumen de reserva inspiratorio

Influencia de tipo Reflejo Sobre la Respiración. La movilización pasiva de las extremidades determina un aumento reflejo de la ventilación pulmonar fundamentalmente a expensas de la frecuencia respiratoria. Los impulsos que inician la respuesta refleja parecen originarse en mecanorreceptores situados a nivel de la cápsula y de los ligamentos articulares. La estimulación de dichos receptores en respuesta al movimiento de la extremidad determina un incremento inmediato de la frecuencia respiratoria, mucho antes de que los factores de tipo químico se acumulen en cantidad suficiente y lleguen a estimular a los quimiorreceptores correspondientes. Los mecanorreceptores perciben la extensión y frecuencia de los movimientos realizados, pero no pueden detectar la fuerza con que estos se llevan a cabo. Para comprobar el efecto de la estimulación pasiva de los mecanorreceptores sobre la respiración, uno de los compañeros se sienta sobre la mesa con las piernas colgando en su reborde. A continuación se le hace respirar tranquilamente a través del espirómetro, registrando la frecuencia e intensidad de los movimientos respiratorios; esperar a que, en estas condiciones con la frecuencia respiratoria alcance valores estables. A continuación, movilizar pasivamente la extremidad inferior practicando una extensión de la pierna sobre el muslo y determinar la frecuencia e intensidad de los movimientos respiratorios, en estas condiciones, es aconsejable que a la movilización pasiva se realice con una periodicidad no superior a la mitad de la frecuencia respiratoria habitual. Anote sus resultados:

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RESPIRACION ARTIFICIAL. Cuando, en determinadas circunstancias, se produce un paro respiratorio es absolutamente necesario instaurar una serie de medidas encaminadas a garantizar el adecuado intercambio gaseoso pulmonar: La asfixia completa de duración superior a 5 minutos determina la producción de lesiones cerebrales irreversibles (excepto en el caso del recién nacido), por lo que en casos de apneas debe restaurarse de forma inmediata la ventilación pulmonar. Simultáneamente y con idéntica rapidez, debe corregirse cualquier fallo que aparezca, de manera paralela, en el sistema cardiovascular ya sea debido a un paro cardiaco o a grave hipotensión; es evidente que, si la sangre no llega a los tejidos, de nada sirve intentar su buena oxigenación a nivel del lecho capilar pulmonar. Entre las circunstancias en las que se requiere la práctica de la respiración artificial destacan el caso de los ahogados, el, de los individuos que han sufrido una descarga eléctrica (paro cardiaco y respiratorio), el de los pacientes que han ingerido una sobre dosis de narcóticos (bloqueo o anestesia de los centros respiratorios) y el de aquellas que han inhalado gases tóxicos o no respirables. Si bien hoy en día se dispone de aparatos, denominados respiradores, que permiten asistir, e incluso sustituir, la mecánica respiratoria del paciente, el biólogo o médico debe estar capacitado para, en situaciones de emergencia, poder practicar la respiración artificial por medios manuales. Entre las diversas variantes de respiración artificial el método de elección es el denominado de boca a boca, que se describe a continuación. En la respiración boca a boca, como en cualquiera de las otras variantes de respiración artificial, debe asegurarse el libre paso del aire a través de las vías aéreas, eliminando cualquier tipo de obstrucción que pueda presentarse. La obstrucción de las vías aéreas es habitual en el paciente apneico, inconsciente, debido a la relajación de las partes blandas de la faringe y la caída de la base de la lengua hacia atrás. Este tipo de bloqueo se corrige colocando el cuello del paciente en hiperextensión y deprimiendo al propio tiempo la mandíbula inferior, con lo que la base de la lengua se mantiene separada de la pared faríngea posterior. Por otra parte, por medio de los dedos conviene limpiar la cavidad bucal de las secreciones mucosas, o de las masas arrastradas por los movimientos del vómito, que pudieran encontrarse en ella. Para practicar la respiración artificial, es necesario, en primer lugar, cerrar o bloquear las aberturas nasales por medio de pinzamiento con los dedos pulgar e índice de una mano. A continuación, abrir los más ampliamente posible la boca y colocarla sobre la del paciente

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de manera que los labios ajusten herméticamente sobre la piel para evitar que el aire escape a través de la zona de contacto. Como alternativa, puede reducirse a cerrar la boca del paciente con la mano practicando la respiración a través de la nariz. Si no se desea entrar en contacto físico con el paciente puede practicarse la respiración a través de un paño, o gasa, colocando sobre la boca o, en su caso, la nariz. Insuflar el aire en el aparato respiratorio del paciente y observar si la caja torácica se expande de manera satisfactoria. En el caso de que la pared torácica no se distienda en respuesta a la inyección de aire, hay que pensar en la presencia de algún obstáculo al paso del aire que debe ser corregido inmediatamente. Comprobar si la cabeza y mandíbula inferior está en posición correcta y repetir la maniobra; si aun así continúa sin observarse el paso del aire, colocar rápidamente al paciente de lado y golpear repetidamente su espalda entre ambos omóplatos con objeto de conseguir la liberación de alguna sustancia extraña atrapada a nivel de las vías respiratorias altas. Asimismo comprobar que no existe secreciones o masas alimenticias a nivel de la cavidad bucal. Si la distensión torácica es adecuada, se retira la boca y se gira la cabeza a un lado para inspirar al mismo tiempo que se intenta percibir si sale aire a través de la boca del paciente, indicativo de una espiración pasiva por parte de éste. Este tipo de insuflación intermitente se continúa a un ritmo de 12 – 15 respiraciones por minuto en el adulto hasta que el paciente empiece a respirar por sí mismo. La cantidad de aire inyectado en el aparato respiratorio de la víctima en cada ciclo debe ser aproximadamente el doble de la correspondiente al volumen corriente, Si se trata de un niño, se realizan movimientos respiratorios menos profundos (apropiados al tamaño del individuo) y de frecuencia ligeramente superior (alrededor de 20 por minuto). En el caso de que, después de unos minutos de practicar la respiración artificial, el color de la piel del paciente no mejore es necesario revisar el estado del sistema cardiovascular. Un pulso casi imperceptible y unas pupilas dilatadas indican una circulación inadecuada y exigen la inmediata aplicación de masaje cardiaco externo. Para ello se comprime la parte baja del esternón a nivel del “V” espacio intercostal ejerciendo presión con la palma de la mano de manera que la pared torácica se deprime unos 3 – 5 cm. Esta maniobra, repetida aproximadamente cada segundo, permite conseguir una circulación sanguínea adecuada para la fase crítica. 4. CUESTIONARIO Definir: Volumen corriente o volumen de ventilación pulmonar

Volumen de reserva inspiratorio

Volumen de reserva espiratorio

Volumen residual

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Capacidad inspiratoria máxima

Capacidad vital

Capacidad funcional residual

Capacidad pulmonar total

Enumerar los factores de tipo químico que estimulan la respiración

Cual de ellos es el más importante

Describir la relación que existe entre el contenido de bióxido de carbono de la sangre y la frecuencia y profundidad de los movimientos respiratorios

Por qué motivo no debe administrarse oxígeno puro a un paciente con insuficiencia respiratoria

Que mezcla gaseosa se emplea habitualmente en la inhaloterapia de este tipo de pacientes

Enumerar los principales factores de tipo nervioso que modulan la ventilación pulmonar

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Como responde el sistema respiratorio a la movilización de las articulaciones de las extremidades

Describir brevemente los siguientes términos:

Apnea

Anoxia

Asfixia

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MIOCARDIO

1. INTRODUCCION: La circulación de la sangre cumple diversas funciones, entre las que destaca el transporte de oxígeno, de sustancias nutritivas y de los elementos hacia los tejidos; a su vez, sirve de medio para eliminar los residuos metabólicos celulares a través de los órganos de excreción. La sangre, por medio de su capacidad fagocítica e inmunitaria, protege el organismo frente a las infecciones. Finalmente, en los animales de sangre caliente, la circulación sanguínea contribuye a regular la temperatura corporal. El aparato circulatorio está constituido, en los vertebrados, por un sistema tubular cerrado a lo largo del cual se desplaza continuamente la sangre. La fuerza que propulsa la sangre a través de dicho sistema es la enérgica contracción de los ventrículos, que funcionan como una doble bomba impelente. La elasticidad de las arterias, junto con las variaciones en su calibre y la acción de los músculos que rodean los vasos sanguíneos constituyen también dispositivos hidrostáticos importantes. El corazón está constituido por dos bombas, de carácter muscular, conectadas en serie. Dichas bombas, que se contraen rítmica y con un volumen de expulsión ajustable a las distintas situaciones fisiológicas, corresponden a: 1) el ventrículo derecho, que propulsa la sangre hacia los pulmones donde se produce el intercambio de gases entre aquélla y el medio externo (circulación pulmonar o menor y 2) el ventrículo izquierdo, encargado de impulsar la sangre que irriga todos los tejidos del organismo (circulación sistemática o mayor). Un ajustado sistema de válvulas determina el flujo unidireccional de la sangre a través del corazón. La acción de bombeo por parte del corazón es intermitente, pero incesante. El corazón se contrae -y relaja- unas 100.000 veces cada día, desplazando más de 10.000 litros de sangre a través de un circuito de casi 100.000 kilómetros, constituido por las arterias, arteriolas, capilares, vénulas y venas de nuestro organismo. La eficiencia del corazón como bomba depende de la correcta sucesión de fenómenos de excitación, contracción y relajación que se producen, de manera ordenada y coordenada, primero en las aurículas y luego en los ventrículos. El músculo cardíaco está dotado de las propiedades del automatismo, ritmicidad, conductibilidad (dromotropismo) y contractilidad (inotropismo). Estas propiedades están desarrolladas en grado diverso en las distintas estructuras del miocardio. El nódulo sinusal es, entre las estructuras de tipo marcapaso, la que ha desarrollado al máximo la capacidad de la autorritmicidad. Las fibras, o red, de HisPurkinje son especialmente aptas para la conducción rápida de los impulsos. Las fibras musculares fibras miocárdias ordinarias- poseen la máxima capacidad contráctil, con una capacidad de conducción considerablemente inferior a las del sistema de His-Purkinje y carentes de la propiedad del automatismo. El estímulo que pone en marcha el corazón -marcapaso- se origina en la zona donde confluye la vena cava superior con la aurícula derecha. En las aves y mamíferos, esta zona corresponde a una parte del sistema de excitación, que recibe el nombre de nódulo sinusal o de Keith y Flack. En los anfibios y reptiles, dicho marcapaso constituye una cavidad venosa pulsátil, el seno venoso, situada inmediatamente antes de la aurícula.

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La actividad rítmica, intermitente, del marcapaso, es debida al parecer, a una reducción progresiva en la conductancia para los iones potasio, que presenta la membrana de sus células constituyentes. Las células ordinarias -contando entre ellas los nervios y las fibras muscularesson capaces de originar y de conducir impulsos en respuesta a un estímulo externo; si éste es adecuado, tiene lugar una entrada masiva de Na+ en el interior de la célula, con lo que se invierte la polaridad de la membrana, quedando su parte exterior cargada negativamente con respecto a la parte interna. Una vez recuperada, la membrana celular alcanza su valor de potencial de reposo, estable. Las células marcapaso, en cambio, muestra un vapor de potencial de reposo que disminuye lenta, pero progresivamente, con el tiempo (potencial diastólico inestable) experimentado, aun en ausencia de estímulos, una despolarización espontánea y generando, de manera rítmica y automática, impulsos que, conducidos a todo el miocardio, determina la frecuencia con que se contrae el corazón. Pero el normal funcionamiento del corazón es necesario, entre otros factores, mantener una concentración adecuada de iones en el medio que rodea las células. Este hecho, reconocido ya por Ringer a finales del siglo pasado, obliga a que el líquido empleado para nutrir las células del miocardio deba contener en la debida proporción iones Na+, Ca++, Cl-, CO3H-, para mantener en forma correcta su normal actividad. 2. MATERIAL: Corazón de cerdo Bandeja de plástico Equipo de disección Regla de plástico, milimetrada Rana Tabla de corcho Baño de agua Placa Petri Disolución de Ringer Disolución de cloruro potásico al 1% Disolución de cloruro cálcico al 1% Disolución de cloruro sódico al 1% I. Estructura macroscópica del corazón En la primera parte de esta práctica se procede a examinar un corazón de cerdo para estudiar su estructura macroscópica, la localización y distribución de los marcapasos y del sistema específico de conducción del miocardio y, por último, la disposición de las válvulas que delimitan las diferentes cámaras y determinan el sentido de la corriente. PROCEDIMIENTO: Colocar el corazón en la bandeja con la punta del órgano, el ápex, dirigida hacia el observador; el extremo opuesto constituye la base del corazón. Sobre el eje formado por el ápex y la base, girar el corazón hasta localizar un acumulo de grasa dispuesto en diagonal sobre la superficie ventricular. Por debajo de dicha masa corren los vasos coronarios encargados de la irrigación del miocardio; constituye, además, la demarcación superficial que delimita el ventrículo derecho del izquierdo. Comprobar la consistencia de la pared a ambos lados. Se aprecia alguna diferencia?

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En la base del corazón, y sobresaliendo un poco por delante de los ventrículos se observan unas estructuras que remedan un tanto unas aletas; son las orejuelas que forman parte de las cámaras denominadas aurículas. A nivel de la base se encuentran también los vasos sanguíneos que entran o salen del corazón. Introducir las pinzas de disección a través de la vena cava superior(anterior) y de la vena cava inferior (posterior) y observar en qué cavidad desembocan. Comprobar el calibre y la consistencia de la pared de las grandes venas que confluyen a nivel de la aurícula derecha. Dar la vuelta a la pieza y examinar la parte posterior del corazón. Localizar las venas pulmonares; introducir una pinza a través de ellas y determinar en qué cámara desembocan. Colocar de nuevo el corazón en la posición inicial. Localizar la arteria pulmonar y determinar de qué cavidad sale; precisar el diámetro del vaso y anotar la consistencia de sus paredes. Localizar la arteria aorta, determinar su lugar de origen y precisar el calibre del vaso, anotar la consistencia de sus paredes, comparándola con la de las paredes de la arteria pulmonar. Comenzando a nivel de la vena cava superior, practicar una incisión a lo largo del borde derecho de la aurícula y del ventrículo derechos. Eliminar los coágulos que puedan encontrarse en el interior de las cavidades. Observar los siguientes detalles: 1. Ausencia de válvulas a nivel de la desembocadura de las venas. 2. Grosor de la pared auricular. 3. El tabique interauricular. 4. Disposición y orientación de las valvas que constituyen la válvula tricúspide. 5. Las estructuras tendinosas unidas a las valvas y conectasdas, por otra parte, a los músculos papilares. Cuántos músculos papilares hay? A continuación, practicar una incisión a nivel del borde izquierdo de una vena pulmonar que se prolonga lo largo de la aurícula y del borde externo del ventrículo izquierdo hasta llegar a la punta del corazón; alcanzando dicho punto, proseguir la incisión en sentido ascendente y en dirección a la aorta. De esta manera se obtiene un corte en forma de U que permite examinar con comodidad la disposición interna del corazón izquierdo. Examinar las siguientes estructuas: 1. Ausencia de válvulas a nivel de las venas pulmonares. 2. Grosor de la pared auricular. 3. Disposición y orientación de las valvas que constituyen la válvula mitral. 4. Grosor de la pared ventricular; compararla con la del lado derecho. 5. Disposición y orientación de las válvulas semilunares a nivel de la salida de la aorta. 6. Apreciar la relación entre las válvulas semilunares aórticas y el velo septal de la válvula mitral. Comprobar también la consistencia que presenta la pared de la aorta y compararla con la de la arteria pulmonar. Esquematice sus observaciones:

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II. Corazón de rana El corazón de rana, a diferencia del de los mamíferos, posee solamente tres cámaras; dos aurículas y un ventrículo. La sangre venosa procedente de la circulación periférica es vertida, por medio de las venas cavas, al denominado seno venoso que comunica directamente con la aurícula derecha. La sangre oxigenada, procedente de los pulmones, es vertida a la aurícula izquierda a través de las venas pulmonares. El seno venoso y la aurícula derecha o donde llega solamente sangre venosa, muestran un color más oscuro que la aurícula izquierda, a donde fluye la sangre bien oxigenada. En la rana, los impulsos se originan a nivel del seno venoso, donde se encuentra el marcapaso habitual, propagándose luego al resto del corazón. En primer lugar, se contraen las dos aurículas y después el ventrículo que propulsa la sangre hacia el denominado cono arterial que se divide enseguida en dos grandes troncos arteriales, la aorta derecha y la aorta izquierda. Debido a que en el ventrículo se mezcla sangre arterial y sangre venosa, el corazón impulsa a la periferia sangre sólo parcialmente oxigenada. En la figura 22 a 24 se muestran las estructuras más importantes del corazón de rana y la disposición general del aparato circulatorio en los anfibios. En esta segunda parte, se pretende poner de manifiesto algunos de los aspectos funcionales más destacados del corazón y las variaciones experimentadas en respuestas a diversos agentes. PROCEDIMIENTO: Sujetando al animal por sus extremidades posteriores, se procede a decapitar la rana. A continuación se introduce una aguja o un alambre en el conducto raquídeo con objeto de destruir la médula espinal. Se coloca la rana sobre la tabla de corcho de manera que la superficie ventral del animal quede en la parte superior; sujetar las patas a la tabla por medio de sendos alfileres. Por medio de pinzas finas, levantar la piel del abdomen y practicar un corte en la línea media, prolongándolo hasta la caja torácica. Levantar la parte correspondiente al apéndice xifoides y seccionar la pared a ambos lados del esternón dirigiendo la incisión hacia arriba y ligeramente hacia afuera. Seccionar ambas clavículas y doblar sobre ellas el patrón o bloque esternal obtenido. Completada la operación descrita, se percibe enseguida el corazón que late envuelto en el pericardio. Con cuidado practicar una pequeña abertura a nivel de dicha envoltura y completarla luego de manera que se extienda, desde la punta hasta la base del corazón. Descubierto el corazón, reclinar el ventrículo con las pinzas de manera que la punta quede hacia arriba. Humedecer el órgano con una pequeña cantidad de líquido de Ringer. Por medio de un pequeño ancho o anzuelo, clavado sobre la punta del corazón, y conectado a través de un hilo a un sistema de palanca, observar el ritmo y la fuerza con que se contrae el corazón. Identificar las aurículas y el ventrículo y observar la sucesión rítmica de fenómenos que constituyen el ciclo cardíaco; anotar los cambios alternantes de color que presentan las distintas estructuras. Determinar la frecuencia cardíaca contando el número de contracciones que realiza el corazón durante 1 minuto. Comparar la frecuencia observada en la rana con la del hombre. Efecto de la temperatura

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Como ocurre con cualquier tipo celular, la actividad metabólica del corazón depende de la temperatura. Los cambios en el automatismo son, entre todas las propiedades funcionales, los que reflejan de una manera más evidente los efectos de variaciones en la temperatura sobre la actividad del corazón. Empleando un cuentagotas añadir líquido de Ringer mantenido a 0 C a la preparación: comprobar la frecuencia cardíaca y anotar el valor obtenido en la tabla adjunta. Dejar que la temperatura del corazón se equilibre con la del ambiente y determinar de nuevo la frecuencia cardíaca. A continuación, depositar sobre el preparado disolución de Ringer mantenida a 27 C; observar la frecuencia cardíaca y anotar los resultados:

Efecto de variaciones en la composición iónica El funcionamiento del miocardio depende de la concentración de iones presentes en el medio que baña las células. La proporción para iones de calcio, potasio y sodio en el medio extracelular contribuye, de manera especial, a modular la actividad del corazón. Reemplazar el líquido de Ringer que baña el corazón por una disolución de cloruro potásico al 1%, observar y anotar la frecuencia con que se contrae. A continuación sustituir la disolución de cloruro potásico por otra de cloruro cálcico al 1%. Tan pronto como se aprecie un cambio evidente en el ritmo de contracción, reemplazar la disolución de cloruro cálcico por líquido de Ringer. Si el líquido de Ringer se reemplaza por una disolución de cloruro sódico al 0.7% se observa que el órgano acaba por no contraerse. Al añadir a dicha disolución cloruro cálcico al 1% aparecen de nuevo las contracciones que van siendo cada vez más intensas y prolongadas hasta que el corazón se detiene en sístole. Por último, si se reemplaza la disolución de cloruro

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cálcico por otra de cloruro potásico vuelve a latir, de manera espontánea o en respuesta a estímulos externos, hasta que finalmente se para también, ahora en diástole. El corazón presenta la propiedad de iniciar por sí mismo los impulsos que determina la contracción de los diversos elementos que constituyen el órgano en conjunto; está dotado de la propiedad del automatismo. El corazón totalmente separado del animal y colocado en un medio salino adecuado continúa contrayéndose durante cierto período de tiempo. Para aislar el corazón de rana, basta con seccionar los vasos sanguíneos que entran y salen del corazón. La sección debe practicarse aproximadamente a 1 cm de distancia del órgano procurando no lesionar ninguna de las estructuras, especialmente el seno venoso. Una vez aislado, colocar el corazón sobre una cápsula de Petri que contiene líquido de Ringer. Esperar unos minutos a que se recupere el órgano y determinar la frecuencia cardíaca en estas condiciones. Colocar el corazón de tal manera que el seno venoso quede situado en la parte superior de la preparación. Por medio de unas tijeras finas, seccionar a nivel del límite de separación entre el seno venoso y aurícula; esperar unos minutos, y observar la frecuencia de contracción que presentan ambas partes por separado. Anote sus observaciones:

CUESTIONARIO 1. Porqué el latido del marcapaso debe ser más rápido que el de otras partes del corazón

2. El bloqueo cardiaco, puede producir trastornos circulatorios.

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3. Cual es el efecto de la estimulación parasimpática sobre el corazón.

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4. Cual es el efecto de la estimulación simpática sobre el corazón.

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PRESION ARTERIAL INTRODUCCION. La presión arterial puede ser definida como la fuerza ejercida por la sangre sobre la pared de las arterias. La presión arterial varía continuamente a lo largo del ciclo cardiaco, el máximo valor de presión arterial se alcanza durante el periodo de expulsión sistótica y el mínimo, al final del periodo de diástole; al primero se le da el nombre de presión sistólica o máxima y al segundo el de presión diastólica o mínima. Una lectura típica de presión arterial se expresa, por ejemplo, de la siguiente manera: 120/80 mmHg. La diferencia numérica de los valores de la presión sistólica y de la presión diastólica constituye la presión del pulso o presión diferencial. La presión arterial media aritmética de los valores de las presiones sistólica y diastólica. La presión arterial media funcional es mucho más difícil de determinar correctamente debido a la distinta duración de los períodos de sístole y de diástole. La presión arterial media funcional , que determina el grado de irrigación o perfusión periférica, puede estimarse con una aproximación aceptable por medio de la fórmula: P media funcional=Ps+2Pd/3 Donde Ps corresponde al valor de la presión sistólica y Pd, al de la presión diastólica. Un individuo con unas cifras de presión arterial de 120/80 posee una presión arterial media de 100 y una presión arterial media funcional de 93. La presión arterial depende de interacción de una serie de factores integrados y coordinados a través del sistema nervioso central. Entre ellos debemos citar los siguientes: volumen minuto, resistencia vascular periférica, volumen de sangre circulante, viscosidad de la sangre y elasticidad de las paredes arteriales. De todos ellos, los más importantes para la regularización de la presión arterial son las variaciones en los dos primeros. MEDICION DE LA PRESION ERTERIAL. En el hombre, la presión arterial se determina de manera indirecta por medio de un aparato denominado esfingomanómetro. Cualquier tipo de esfingomanómetro está constituido por los siguientes elementos: - Un manguito de compresión constituido por una bolsa hinchable situado en el interior de una cubierta no distensible. - Una fuente de presión constituida habitualmente por una perilla de goma y una válvula de control que permite regular la presión ejercida por el manguito sobre la arteria. - Un manómetro que señala la presión ejercida por el manguito de compresión. Esfingomanómetro de Mercurio.- En este tipo, el manómetro está constituido por un tubo de cristal en forma de U en el interior del cual se encuentra una cierta cantidad de mercurio. En general, una de las ramas de la U es mucho más corta y ancha que la otra, de manera que, en realidad el conjunto se asemeja más a una L que a una U. La rama ancha y corta constituye la cámara de presión y comunica directamente con el manguito de compresión a través de un tubo de goma. En reposo el nivel del mercurio, sometido al mismo efecto gravitatorio, es idéntico en ambas ramas. Por el contrario, cuando el nivel de compresión del manguito aumenta, se

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incrementa también la presión ejercida sobre el mercurio contenido en el reservorio o rama ancha, donde el nivel del liquido desciende a la ves que aumenta el de la columna liquida contenida en la rama estrecha corresponde al valor de la presión ejercida por el manguito sobre la arteria. Los elementos esenciales son, en este caso, una serie de cápsulas metálicas cuyo interior está conectado al manguito de compresión. Las variaciones de presión del sistema determina una mayor o menor expansión de las paredes de las cápsulas, lo que a su vez, provoca el desplazamiento de una aguja indicadora sobre un dial calibrado. OBJETIVOS: 1. Esta practica tiene por objetivo primordial iniciarse en los procedimientos de medida de la presión arterial, comprobando las limitaciones y ventajas de cada uno de los métodos empleados y verificando los distintos factores que deben ser tenidos en cuenta para realizar una correcta medición. 2. En segundo lugar, pretende poner de relieve algunos de los factores que modifican los valores obtenidos en condiciones basales y que influyen sobre los complejos sistemas responsables de la regulación de la presión arterial. PROCEDIMIENTO: La presión arterial se mide habitualmente a nivel de la arteria humeral, estando el sujeto de cubito espino. La mesa de exploración debe disponerse de tal manera que el registro pueda realizar sobre uno de los brazos. El brazo debe estar en abducción, ligeramente flexionado y descansado sobre una superficie regular. El punto donde se aplica el manguito del esfingomanómetro debe estar situado al mismo nivel que el corazón; en cambio, no es necesario que el aparato de registro esté situado al mismo nivel que la bomba cardiaca. El manguito, completamente desinflado, se coloca alrededor del brazo de manera que la parte que contiene la bolsa hinchable de caucho ocupe la cara anterointerna del brazo. El mangito debe ajustarse al brazo de manera uniforme, aunque sin apretar, y con su borde inferior a unos 3-5 cm de espacio antecubital. METODO PALPATORIO (Riva – Rocci) Palpar la arteria radial y determinar la frecuencia y ritmo del pulso. A continuación insuflar aire en el manguito hasta que la presión en su interior alcance los 170-180 mmHg o, en general un valor de 30 mm de mercurio superior a aquel en el que se observa la desaparaición del pulso. Abrir ligeramente la válvula y dejar escapar gradualmente el aire contenido en el manguito de manera que la presión en su interior a un ritmo de 2 a 3 mmHg por cada latido cardiaco. En el momento en que se percibe la primera pulsación a nivel de la arteria radial, se observa el valor de la presión sistólica o máxima.(reducir la presión hasta cero con objeto de evitar la congestión del antebrazo y de la mano). El método palpatorio no es adecuado para determinar la presión diastólica o mínima. Anote sus Observaciones:

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METODO AUSCULTATORIO (Korotkow) Por palpación localizar la arteria humeral por encima del pliegue del codo; sobre el punto así identificarlo y aplicar la membrana del estetoscopio que deberá mantenerse en posición de la manera más ajustada posible. La membrana del estetoscopio no debe estar en contacto con el manguito de compresión ni con el vestido del sujeto. Insuflar aire en el manguito de compresión hasta que la presión en su interior. Anote sus Observaciones:

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ELECTROCARDIOGRAMA INTRODUCCION: El corazón está dotado de la propiedad del automatismo, es decir, es capaz de originar por sí mismo el estímulo necesario para su propia contracción. La propagación de la onda de excitación a través de las distintas estructuras cardíacas va acompañada de variaciones en el potencial eléctrico de sus células constituyentes. Los cambios de potencial eléctrico producidos en la membrana celular pueden ser detectados a nivel de la superficie corporal por medio de un galvanómetro adecuado. De esta manera, se observa una serie de deflexiones o variaciones eléctricas que reflejan la resultante de los cambios de potencial experimentados, en el transcurso del tiempo, por las distintas células a lo largo de los sucesivos puntos de excitación. El registro de dichas variaciones de potencial constituye el electrocardiograma (ECG). OBJETIVOS El registro de la actividad eléctrica del corazón constituye un proceso relativamente sencillo; sin embargo, la interpretación correcta de los registros obtenidos requiere un grado de conocimientos considerable acerca de la fisiología y fisiopatología del sistema cardiovascular. Esta práctica pretende servir de introducción a las técnicas empleadas para conseguir el registro electrocardiográfico y de inicio en la interpretación de los patrones obtenidos a nivel de las derivaciones empleadas habitualmente en la clínica humana. MATERIAL Polígrafo equipado con osciloscopio Electrodos de extremidades Electrodo para derivaciones precordiales Gel conductor Trazado electrocardiográficos obtenidos sobre papel. PROCEDIMIENTO: Examinar el aparato de registro y observar los diferentes controles de que está provisto. Si bien la apariencia cambia de un tipo de aparato a otro, todos los electrocardiógrafos poseen los siguientes elementos comunes: 1. Un selector de derivaciones que permite, a voluntad, observar o registrar las derivaciones habituales. En el aparato que hay que utilizar, el selector puede pasar por las posiciones 1(DI), 2(DII), 3(DIII), aVF, aVL, aVR y V (aparte de otras de las cuales prescindimos en esta práctica). 2. Un sistema de compensación (balance) por medio del cual se pueden atenuar potenciales no deseados. 3. Un sistema de referencia (standardize) que permite introducir pulsos de 1 mV en el sistema electrónico del aparato. 4. Un sistema de amplificación (gain) por medio del cual la deflexión originada por un potencial de 1 mV se ajusta de tal manera que alcance 1 cm de altura. En los electrocardiógrafos clínicos, las deflexiones producidas se registran directamente sobre papel milimetrado que se desplaza a una velocidad prefijada, constante. El aparato empleado en ésta práctica permite, además, observar las deflexiones sobre una pantalla

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fluorescente por medio de un sistema muy parecido al empleado en los sistemas de televisión. Uno de los compañeros actúa como sujeto de experimentación. La persona sujeta a exploración electrocardiográfica debe permanecer en posición de decúbito supino y en completo reposo. Colocar un electrodo en cada una de las cuatro extremidades, a nivel de la muñeca en los brazos y un poco por encima del tobillo en las extremidades inferiores. Cada electrodo consiste en una placa metálica (de 4,5 cm x 6 cm aproximadamente) que se mantiene en posición sobre la piel por medio de una banda de goma enrollada sobre la extremidad. Para asegurar un buen contacto eléctrico, se coloca una pequeña cantidad de un gel conductor entre la placa metálica y la piel. Dicho gel está constituído por polvo de sílice y agua a los que se adiciona una pequeña cantidad de cloruro sódico. Conectar los terminales correspondientes a cada electrodo (el marcado RA al electrodo situado en el brazo derecho. LA al situado en el brazo izquierdo, LL al colocado a nivel de la pierna izquierda y RL al de la pierna derecha). El electrodo situado en la pierna derecha (RL) actúa como electrodo indifente o neutro. Con los tres electrodos restantes se pueden conseguir los siguientes tipos de derivaciones útiles para explorar la actividad eléctrica del corazón. I. Derivaciones bipolares clásicas En este tipo de derivaciones, introducidas por Einthoben en 1908, se detectan las diferencias de potencial existentes entre pares de electrodos. Existen tres tipos: DI Registra la diferencia entre potenciales detectados a nivel de brazo derecho y brazo izquierdo; se produce una deflexión hacia arriba si el brazo izquierdo es positivo con respecto al derecho. DII Registra la diferencia entre potenciales detectados a nivel de brazo derecho y pierna izquierda. Se observa una deflexión hacia arriba si la pierna es positiva con respecto al brazo. DIII Registra la diferencia entre los potenciales observados a nivel de brazo izquierdo y pierna del mismo lado. Aparece una deflexión hacia arriba si la pierna izquierda es positiva con relación al brazo izquierdo. Representando la actividad eléctrica del corazón como un vector eléctrico situado en el centro de un triángulo equilátero cuyo vértices corresponden al brazo derecho, brazo izquierdo y pierna izquierda, resulta relativamente fácil comprender el tipo de registros obtenidos en las derivaciones bipolares. Sobre cada uno de los lados del mencionado triángulo equilátero(conocido también como triángulo de Einthoven) se proyecta el vector de activación; la magnitud y sentido del vector proyectado se corresponden con la magnitud y el sentido de la deflexión obtenida (fig.25). II. Derivaciones monopolares Registran las diferencias de potencial entre un electrodo explorador y otro de referencia cuyo potencial se considera igual a cero. Para conseguir que el electrodo de referencia presente un potencial nulo se conecta cada uno de los tres electrodos de los miembros a una terminal central a través de una resistencia de 5.000 ohmios. De acuerdo con la ley de Kirchoff, la suma de los voltajes de las tres derivaciones es igual a cero (VR + VL + VF =

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0), por lo que el electrodo de referencia es insensible a las variaciones de potencial del músculo cardíaco; en estas condiciones, el electrodo explorador funciona como electrodo monopolar. Las derivaciones obtenidas en estas condiciones corresponden a: VR Registra la diferencia de potencial entre brazo derecho y electrodo terminal (R; right, recht= derecho) VL Registra la diferencia de potencial entre pierna izquierda y electrodo terminal (L; left, links= izquierdo) VF Registra la diferencia de potencial entre pierna izquierda y electrodo terminal (F; foot, fuss= pie) La mayoría de los electrocardiógrafos están constituídos de tal manera que los voltajes obtenidos por medio de derivaciones monopolares experimentan una amplificación adicional de 3/2; en este caso, los registros electrocardiográficos correspondientes van precedidos del prefijo a (de ampliado), es decir, aVR, aVL y al'F. En las derivaciones monopolares, las conexiones en el interior del aparato están hechas de tal manera que, cuando el electrodo explorador detecta una positividad relativa, se produce una deflexión positiva (desviación hacia arriba) en el electrocardiograma. III. Derivaciones precordiales Se registran las diferencias de potencial existentes entre diversos puntos de la pared torácica y el electrodo de referencia. El número de derivaciones precordiales posibles es ilimitado; por ello se ha seleccionado una serie de posiciones a cada una de las cuales corresponde una derivación típica. De ordinario se explora la actividad eléctrica del corazón por medio de las siguientes derivaciones (fig. 26). V1 Electrodo colocado inmediatamente por fuera del reborde esternal derecho, a nivel del IV espacio intercostal. V2 Electrodo situado inmediatamente por fuera del reborde esternal izquierdo, a nivel del IV espacio intercostal. V3 Electrodo situado sobre un punto equidistante entre la posición de V2 y V4. V4 Electrodo situado en el punto de intersección de la línea media clavicular del lado izquierdo con el V espacio intercostal. Coincide con la zona habitual del latido de la punta. V5 Electrodo situado en el punto de intersección de la línea axilar anterior del lado izquierdo con la horizontal que pasa por el punto V4. V6 Electrodo situado en el punto de intersección de la línea media axilar izquierda con la horizontal que pasa por el punto V4. OBSERVACION: Ajustar el aparato hasta conseguir que en la pantalla aparezca un trazado electrocardiográfico aceptable. Con el selector colocado en la posición 2 (DII) observar el tipo de deflexiones asociadas a cada ciclo cardíaco. Cerciorarse de que el trazado es correcto, sin artefactos; las oscilaciones debidas a la contracción de los músculos esqueléticos y a la presencia de interferencias eléctricas suelen ser los elementos perturbadores más habituales. Observar el tipo de ondas o deflexiones que aparecen en cada una de las derivaciones de extremidades; nombrar cada uno de los componentes y señalarlos en la figura 27. Analizar

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las derivaciones precordiales y notar las variaciones en el patrón electrocardiográfico a lo largo del área precordial.

Estimulación del seno carotídeo Palpar el pulso de la carótida primitiva a la altura del borde anterior del músculo esternocleidomastoideo del lado derecho. Seguir la arteria hasta llegar al borde superior del cartílago tiroides a cuyo nivel se localiza el seno carotídeo. Practicar un suave masaje o presión sobre el seno carotídeo durante 2 segundos. Notando a la vez el trazado electrocardiográfico y el pulso a nivel de la arteria radial, observar los cambios producidos en la frecuencia cardíaca. Efecto de la postura Observar el trazado electrocardiográfico cuando el sujeto permanece en reposo y en decúbito supino, y determinar la frecuencia cardíaca. Repetir la determinación cuando el sujeto se pone de pie y permanece en dicha posición por espacio de unos minutos. En qué sentido se modifica la frecuencia cardíaca al pasar de la horizontal a la posición erecta? Efecto de los movimientos respiratorios y de la maniobra de Valsalva Observar las variaciones producidas en el trazado electrocardiográfico al aumentar la frecuencia respiratoria. Asimismo, determinar los cambios que aparecen durante un período de apnea voluntaria. Con la glotis cerrada, practicar una aspiración forzada (maniobra de Valsalva): observar el llenado y distensión de las venas superficiales del cuello. Determinar el efecto producido por dicha maniobra sobre la frecuencia cardíaca y sobre el trazado electrocardiográfico. Registro electrocardiográfico Adherir los trazados electrocardiográficos sobre los recuadros correpondientes a cada una de las derivaciones señaladas en ésta página.

ELEMENTOS FORMES DE LA SANGRE INTRODUCCION La sangre puede ser considerada como un tejido líquido en el cual los componentes celulares se hallan suspendidos en un medio líquido. La concentración y distribución de las células presentes en la sangre periférica cambia en relación con una gran variedad de situaciones fisiológicas y de procesos patológicos. Por este motivo, el conocimiento de la naturaleza e intensidad de la respuesta hematológica a un determinado proceso es de gran importancia para el diagnóstico de la enfermedad así como para el control de su evolución. Debido a su fluidez, la sangre puede ser extendida sobre un portaobjetos en forma de una película muy delgada, de tal manera que constituya una capa monocelular. El examen de la extensión de sangre constituye un aspecto importante del estudio del paciente en cualquier tipo de enfermedad.

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OBJETIVOS Esta practica tiene por objeto la preparación y estudio de extensiones de sangre humana y de algunos animales MATERIALES - Etanol 96 % - Algodón estéril - Paño limpio o kleenex - Láminas portaobjetos - Frascos cuentagotas - Vasos de precipitados - Microscopio

- Gasas estériles - Lancetas desechables, estériles - Mecheros de alcohol - Disolución de Wright - Aceite de inmersión - Agua tamponada(pH 6.7)

PROCEDIMIENTO Preparación de los portaobjetos.Enjuagar y limpiar los portaobjetos con un paño limpio, eliminar los restos de humedad y de grasa flameando los portaobjetos por ambos lados con la llama de un mechero. Sujetar siempre los portaobjetos por los bordes laterales para evitar la contaminación de la superficie. Extensión de la sangre.La extensión de las células hemáticas puede hacerse a partir de una gota de sangre obtenida al puncionar con una lanceta estéril el pulpejo del dedo medio. Con objeto de aumentar el flujo sanguíneo, conviene practicar un suave masaje sobre las partes blandas. Es necesario que la piel del dedo esté seca y caliente, de lo contrario no se obtiene sangre suficiente y en condiciones adecuadas. Si la piel está mojada, la sangre no forma gotas regulares y se desliza a lo largo del dedo en pequeños regueros. Limpiar el pulpejo de dedo con un algodón mojado en alcohol y secarlo con un trozo de algodón estéril. Sujetar el pulpejo de dedo con firmeza y con la lanceta estéril practicar una incisión en sentido perpendicular al de las líneas dérmicas. Con una gasa estéril eliminar la primera gota de sangre, dado que puede contener líquido tisular, o bien otros contaminantes, y no proporciona una imagen correcta del cuadro hemático. Practicar un suave masaje sobre el pulpejo del dedo y apretar ligeramente las partes blandas hasta que empiece a fluir la primera gota de líquido. Con cuidado, dejar caer una gota de sangre (de unos 3 – 5 mm de diámetro) sobre uno de los extremos de un portaobjetos limpio, el cual se mantiene apoyado sobre una superficie resistente. Sujetar el otro portaobjetos, provisto de un borde liso, entre el pulgar y el dedo medio y apoyarlo sobre el primero a nivel del extremo opuesto al que contiene la gota de sangre, de tal manera que constituyan entre ambos un ángulo de unos 30°. Desplazar ahora el portaobjetos en dirección a la gota de sangre, tan pronto como el borde inferior contacte con la gota de sangre y ésta, por acción capilar, se extienda a todo lo ancho del ángulo de contacto, mover rápidamente el portaobjetos en dirección contraria. Notar que la sangre se desplaza por detrás del borde del portaobjetos extensor. Para conseguir una extensión regular es necesario desplazar el portaobjetos extensor de manera uniforme y rápida. Si la extensión es demasiado gruesa, hay que reducir el ángulo de contacto entre el portaobjetos extensor y el de soporte y/o desplazar el primero con mayor rapidez. Si, por el contrario, la extensión resulta demasiado delgada, desplazar el portaobjetos extensor con menor rapidez y/o aumentar el ángulo de contacto. Es

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recomendable realizar como mínimo dos extensiones y trabajar con la obtenida en mejores condiciones. Tinción de las Células.La extensión, una vez secada al aire, se tiñe por medio de la disolución de Wright compuesta por una mezcla de un colorante básico, azul de metileno, y un colorante ácido, eosina. Colocar el portaobjetos que contiene la extensión de sangre sobre la boca de un vaso de precipitados pequeño y cubrir la totalidad de su superficie con la disolución del colorante. Transcurridos 4 minutos, añadir igual volumen de agua tamponada y mezclar ambos líquidos soplando sobre la superficie. Al cabo de unos 3 minutos, inclinar el portaobjetos y lavar la extensión con agua destilada hasta que aquélla adquiera color rosado. Retirar el portaobjetos del vaso y secar la parte inferior con papel filtro. Dejar la extensión, así teñida, y seque al aire; a continuación proceder al examen microscópico. OBSERVACION Se realizará con el objetivo de inmersión (X100), el cual se introducirá en el interior de una gota de aceite de cedro previamente depositada sobre el portaobjetos. Los objetivos de inmersión se distinguen por la presencia de un anillo de color situado sobre su mitad inferior. Eritrocitos.Los eritrocitos o células rojas son los elementos más abundantes en la sangre y aparecen como discos bicóncavos, ligeramente rosados; no poseen núcleo ni gránulos citoplasmáticos. Poseen un diámetro medio de 7 ½ micrómetros. Leucocitos.Las células blancas, leucocitos, teñidas con el colorante de Wright presentan diferentes aspectos característicos. Los granulocitos neutrófilos presentan gránulos finos, pequeños, de color rosado distribuidos sobre un fondo citoplasmático de color lila. El núcleo, de color azul púrpura oscuro, puede presentar de dos a cinco lóbulos, así mismo conectados por delgados hilos. Son los leucocitos más abundantes. Los granulocitos eosinófilos se caracterizan por presentar gruesos gránulos citoplasmáticos de color rojo naranja. El núcleo, de color azul púrpura pálido, puede presentar dos o tres lóbulos conectados entre sí por delgados filamentos. Los granulocitos basófilos contienen gránulos de color púrpura oscuro que cubren parcialmente el núcleo. El núcleo, color azul púrpura pálido, posee dos o tres lóbulos, también conectados entres sí por delgados hilos. Son los leucocitos menos abundantes. Los linfocitos poseen un citoplasma azul celeste, sin gránulos. El núcleo redondo o ligeramente indentado, es de color púrpura azul y ocupa casi por completo todo el espacio celular. Los monocitos poseen un citoplasma gris azulado, sin gránulos. El núcleo, de color violeta azulado pálido, puede ser redondo, doblado o en forma de herradura. Los monocitos son las células de mayor tamaño presentes en la sangre. Plaquetas.Aparecen como agrupaciones de forma irregular y con el aspecto de gránulos de color púrpura rojizo, intenso. Fórmula Leucocitaria.-

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Con los objetivos de bajo y mediano aumento y con el de inmersión, examinar la extensión e identificar los distintos tipos celulares. Desplazando lentamente el portaobjetos, contar hasta 100 glóbulos blancos o leucocitos, clasificando y anotando en un cuadro los distintos tipos observados. La preparación se desplaza progresivamente por delante del objetivo, de manera que cada célula sea tabulada solamente una vez. Para el recuento celular se comienza en el ángulo superior izquierdo de la extensión y se mueve la preparación dos campos del microscopio hacia la derecha. A continuación, se desplaza un campo microscópico hacia abajo y se cuenta las células en este y en los dos campos consecutivos situados a la izquierda y así sucesivamente, siguiendo una trayectoria en zigzag. Las zonas ideales para realizar el recuento son aquellas en que los hematíes aparecen relativamente individualizados sin formar acumulo o pilas. La fórmula leucocitaria indica el porcentaje de distribución de cada tipo leucocitario en la sangre periférica. Las variaciones observadas en la distribución de los leucocitos así como en el número total de células por milímetro cúbico reflejan desviaciones del estado fisiológico y puede ayudar a establecer el diagnóstico adecuado. Ejercicio de Diagnóstico.En cada mesa de trabajo realizar una extensión de sangre procedente de un presunto paciente; determinar la fórmula leucocitaria correspondiente. Anotar las respectivas cifras en una tabla y comparar los datos obtenidos con los resultados de sus compañeros y con las cifras consideradas habitualmente como normales. En una sección correspondiente a comentarios indicar si el cuadro hematológico que presenta el paciente está dentro de los límites de normalidad o no. Sangre de otros Vertebrados.De manera análoga a la descrita para los elementos formes de la sangre humana examinar algunas extensiones de sangre perteneciente a otros vertebrados, en los peces, anfibios, reptiles y aves, los hematíes de forma elíptica, poseen núcleo, en los mamíferos incluidos los primates el núcleo se pierde antes de que los eritrocitos pasen a la circulación; en general las células blancas de todos los vertebrados presentan características semejantes con estos datos determinar si la sangre determinada pertenece a un mamífero CUESTIONARIO 1. Cual es la proporción aproximada entre células blancas y rojas.

2. Que partes de la célula se tiñen con el colorante ácido y cuales con el colorante básico.

3. Describir las diferencias fundamentales entre granulocitos y agranulocitos.

4. Qué características celulares sirve para diferenciar los diversos leucocitos.

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5. Cual es la distribución porcentual de leucocitos en condiciones de normalidad.

6. Cuales son los menos abundantes.

7. En la muestra problema cual son los tipos leucocitarios presentes en mayor proporción.

8. Como se diferencian los eritrocitos de mamíferos de los procedentes de otros vertebrados.

HEMATOCRITO 1. INTRODUCCION La sangre es un líquido complejo, constituido por diversos elementos, con un peso específico medio de 1,055 g/ml. Una muestra de sangre, que se mantiene incoagulable por medio de la adición de heparina o de un secuestrante de los iones calcio, se separa por efecto de la gravedad en diversas capas de acuerdo con el peso específico de sus distintos constituyentes. Los eritrocitos, con un peso específico de 1,090, ocupan la parte inferior del tubo; por encima de ellos se sitúan los leucocitos, con un peso específico de 1,050 y por encima de éstos, las plaquetas o trombocitos; por último, la parte superior del tubo está ocupada por el plasma cuya densidad o peso específico oscila entre 1,026 y 1,030. La sangre sometida a la simple acción de la gravedad se separa, en cierto grado, en sus distintos constituyentes por sedimentación. Sin embargo las fuerzas que se oponen a la sedimentación de los elementos formes, principalmente la viscosidad del plasma y las corrientes de convección, son relativamente importantes, por lo que, en estas condiciones, la separación no acaba de ser completa. Cuando, por el contrario, la sangre se somete a la acción de un campo gravitatorio intenso, por medio de centrifugación, las fuerzas que se oponen a la sedimentación quedan, proporcionalmente, reducidas a valores ínfimos y los distintos constituyentes se separan rápidamente de acuerdo con su peso específico. La nitidez con que se segregan los distintos constituyentes de la sangre depende de tres factores principales: el tiempo de centrifugación, la intensidad del campo gravitatorio o fuerza

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centrífuga aplicados y el volumen ocupado por los hematíes. Si bien la interacción entre estos factores es compleja, se pueden definir unas condiciones mínimas necesarias para conseguir la correcta separación de los hematíes. El tiempo de centrifugación necesario para conseguir la sedimentación completa de los eritrocitos cuando el volumen ocupado por éstos es inferior a 75% del total, varía en relación inversa con la magnitud del campo gravitatorio aplicado en la forma que se describe a continuación: Campo gravitatorio (g) 10.000 5.000 2.500

Tiempo de centrifugación (minutos) 4 10 30

(El campo gravitatorio que actúa sobre la parte distal de un tubo sometido a centrifugación se calcula multiplicando el número de revoluciones al cual gira la centrífuga por el radio de rotación medido a nivel de la punta del tubo, de acuerdo con la siguiente expresión: Cg = (1,118 x 10-5) n2r En la cual “Cg” representa la magnitud del campo gravitatorio, “n”, las revoluciones por minuto y “r”, el radio de rotación del tubo medido en centímetros). Aún después de una prolongada e intensa centrifugación permanece, todavía una cierta proporción de plasma atrapado en los espacios que quedan entre los eritrocitos. Ello es debido a que la curvatura o esfericidad de los hematíes impide su total empaquetamiento y, por tanto, da lugar a la existencia de un cierto volumen intercelular cuya magnitud depende de la proporción de células así como de su tamaño, geometría y grado de deformabilidad. Se estima que la proporción de plasma atrapado en los intersticios celulares puede representar hasta un 2% del volumen de una determinada muestra de sangre. A pesar de ello, debido a las dificultades que entraña su valoración exacta, este hecho se ignora en las determinaciones habituales en clínica. El valor del hematocrito puede ser definido como el porcentaje en volumen ocupado por los eritrocitos en una determinada muestra de sangre. El valor del hematocrito varía con relación al número y tamaño de los hematíes así como con el volumen de plasma, oscilando, en condiciones normales, entre el 47 + 7 % en los varones adultos sanos y el 42 + 5 % en las mujeres adultas sanas. Un valor hematocrito elevado refleja un aumento en el número total de hematíes circulantes o bien una reducción en el volumen plasmático. Los elevados valores de hematocrito que se observan en casos de cólera, por ejemplo (con un valor hematocrito del 65% o más), son debidos a las considerables pérdidas de líquido por las heces, con la consiguiente reducción del volumen plasmático. Por otra parte, un valor hematocrito bajo refleja habitualmente una reducción en el número de eritrocitos circulantes o bien un incremento en la proporción de volumen plasmático. El valor hematocrito constituye un índice indirecto de la capacidad de transporte de oxígeno por parte de la sangre y es uno de los parámetros más importantes y precisos que pueden utilizarse para detectar una anemia o una policitemia. El valor hematocrito es más exacto y menos laborioso de determinar que el recuento de hematíes y, debido a lo sencillo de la técnica, puede ser realizado en cualquier consultorio médico.

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2. MATERIAL Material Biológico: Sangre entera de: Homo sapiens, vacuno, ovino, porcino, equino, camélidos sudamericano, pez, anfibio, reptil, ave Otros: Algodón hidrófilo estéril Etanol 96 Lancetas desechables, estériles Pasta de modelar (plastilina) Tiritas Tubo capilar para hematocrito, heparinizado Centrífuga para hematocrito Tubo de hemólisis Disoluciones de ClNa de la siguiente osmolaridad: 200 mosM. 300 mosM. 900 mosM. 2. PROCEDIMIENTO En la actualidad pueden utilizarse dos procedimientos para la determinación del valor hematocrito: el procedimiento de Wintrobe o macrométodo, en el cual se emplea un tubo graduado de unos 2 ml de capacidad, o bien el procedimiento del microhematocrito, más usado en la actualidad, para el cual se requieren tan sólo 50 ul de sangre y un pequeño tubo capilar de vidrio. En el primer caso se recurre al uso de una centrífuga convencional para sedimentar los eritrocitos, mientras que en el segundo se requiere una centrífuga especial, en la cual los tubos capilares se disponen sobre una platina horizontal y orientados en sentido radial a partir de su eje.

Microhematócrito En este procedimiento se recurre al uso de tubos capilares, de unos 7.5 cm de longitud por 1 mm de diámetro interior, recubiertos interiormente de una capa de heparina para evitar la coagulación de la sangre. (Si no se dispone de tubos heparinizados, puede procederse a su preparación en la forma que se describe a continuación: A partir de un tubo capilar [empleado para determinar el punto de fusión] de un diámetro interior de 1 mm se rompen pequeños fragmentos de unos 7 cm de longitud. Por acción capilar se llenan dichos fragmentos con una disolución de heparina en agua destilada, a una concentración de 0,1 mg/ml. Los tubos que contienen la disolución de heparina se colocan en una estufa a 56 C o bien en una incubadora a 37 C, hasta que desaparezcan los últimos restos de agua, y se guardan en frascos tapados herméticamente hasta el momento de su utilización.) Por medio de algodón impregnado con alcohol o con un detergente limpiar la piel del lóbulo de la oreja o pulpejo del dedo medio y eliminar el exceso de líquido; dejar que la piel se seque adecuadamente con objeto de evitar que el líquido desinfectante diluya o hemolice la muestra de sangre. Por medio de una lanceta estéril practicar una pequeña incisión sobre la

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zona; la incisión debe ser lo suficientemente profunda para asegurar un flujo suave, pero copioso de sangre; cuando la sangre empiece a fluir de nuevo, colocar uno de los extremos del tubo capilar sobre la gota de sangre, con ángulo de unos 45, dejando que ésta ascienda, por capilaridad, hasta llenar los dos tercios, aproximadamente, del tubo (al fin debe quedar 1 cm libre en cada uno de los extremos del tubo). Retirar éste y cerrar uno de sus extremos por medio de pasta de modelar o bien fundiendo el vidrio por medio de una fina llama. Limpiar de sangre la zona en que se ha practicado la incisión y desinfectar la pequeña herida con alcohol o con alguno de los antisépticos habituales. Situar el tubo capilar sobre la platina de la centrífuga para microhematocrito con el borde cerrado orientado hacia su parte periférica. Anotar el número de la hendidura donde se coloca el tubo con el objeto de poder identificar la correspondiente muestra de sangre. Como los tubos pesan muy poco en relación con el peso de la platina, no es necesario proceder a su equilibrado o balanceo, pudiendo centrifugar hasta 24 tubos simultáneamente. Después de cerrar la platina y colocar la tapa protectora sobre ésta, poner la centrífuga en marcha; debido a la gran velocidad de rotación, la fuerza centrífuga generada es unas 12.000 veces superior a la de la gravedad, con lo cual la separación de la sangre en elementos formes y plasma se consigue en unos 5 minutos. Los tubos para microhematocrito pueden ser centrifugados también en una centrífuga convencional para tubos de ensayo. En este caso sin embargo, es necesario colocar los tubos capilares en el interior de un tubo de ensayo para evitar que la pared del capilar se rompa; por otra parte es preciso prolongar el tiempo de centrifugación hasta 30 minutos, como mínimo, para conseguir una separación aceptable. Dado que los tubos para microhematocrito no están graduados, es preciso determinar la longitud ocupada por la columna de hematíes y la longitud ocupada por el volumen total de sangre con objeto de calcular los porcentajes correspondientes. Para mayor comodidad puede utilizarse un sencillo dispositivo (basado en el principio de los triángulos semejantes) que puede obtenerse comercialmente o bien construirlo uno mismo sobre papel milimetrado. El lado o borde derecho del triángulo está graduado en cien divisiones. Un cierto número de estas subdivisiones están unidas por medio de sendas rectas superior de la columna de plasma enrase exactamente con el lado superior del triángulo. El valor hematocrito se lee directamente determinando el punto de intersección sobre el borde calibrado de la línea que pasa por la zona que separa los hematíes del resto de la sangre. En esta práctica se utiliza un lector especial que permite leer directamente en un dial graduado el valor hematocrito de la muestra de sangre. Colocar el tubo capilar en la hendidura central del aparato, de manera que la parte correspondiente a los eritocitos quede a la derecha del lector y la línea de división entre eritrocitos y el resto de la muestra de sangre coincida con la raya vertical negra situada en el centro del brazo metálico. Limitado así el tubo, girar el disco del lector de tal manera que los lados del ángulo del disco pasen por las líneas que limitan los extremos distales de la columna de eritrocitos y de la columna de plasma del tubo capilar. En estas condiciones, el valor hematocrito se lee directamente en el dial situado en la parte delantera del aparato. Resultados:

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El eritrocito como osmómetro Debido a la marcada susceptibilidad del hematíe frente a pequeñas variaciones en la concentración de partículas osmóticamente activas en el medio que le rodea, el eritrocito pierde o gana líquido con relativa facilidad. Colocados en un medio ligeramente hipotónico, los hematíes ganan agua y aumentan de volumen: situados en un medio ligeramente hipertónico, los hematíes pierden agua y se encogen de tamaño. En ambos casos, el porcentaje del volumen total de sangre ocupado por los eritrocitos variará con relación a las condiciones normales a pesar de no haber variado el número total de hematíes de la muestra de sangre. Los cambios provocados en el volumen celular por efecto de disoluciones de distintas concentración osmótica pueden comprobarse fácilmente por medio de la determinación del valor hematocrito. En sendos tubos de hemólisis colocar 1 ml de cada una de las siguientes disoluciones de cloruro sódico: 1. 2. 3.

200 mosM. 300 mosM. 900 mosM.

A continuación añadir 1 ml de sangre mantenida incoagulada, a cada uno de los tubos así preparados; dejar los tubos en reposo durante unos 10 minutos. Agitar los tubos invirtiéndolos suavemente. Por capilaridad, transferir una muestra de sangre de cada uno de los tubos a sendos capilares para microhematocrito. Cerrar uno de los extremos de los tubos capilares y centrifugar durante 5 minutos. Determinar el valor hematocrito observado en cada caso y relacionarlo con la concentración osmótica del medio con el cual se ha puesto en contacto la muestra inicial de sangre.

ClNa (osmM) 200 mosM. 300 mosM. 900 mosM.

Valor hematocrito (%)

Esta prueba pone de manifiesto la necesidad de controlar cuidadosamente los factores o elementos que puedan modificar el medio con el cual se ponen en contacto los eritrocitos, con objeto de evitar errores o variaciones importantes a la hora de valorar o determinar el valor hematocrito de una determinada muestra de sangre. Entre los elementos que,

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comúnmente deben controlarse se encuentran el medio antiséptico (alcohol, detergentes, etc.) empleado para limpiar y desinfectar la piel y los anticoagulantes utilizados para mantener fluida la muestra de sangre a excepción de la heparina.

VELOCIDAD DE SEDIMENTACION GLOBULAR 1.

INTRODUCCION: En una muestra de sangre, mantenida incoagulable, los elementos formes sometidos a la simple acción de la gravedad sedimentan poco a poco hacia el fondo en relación con la densidad o peso específico de cada tipo celular. La velocidad con la densidad o peso específico de cada tipo celular. La velocidad con que sedimentan los eritrocitos está determinada por las características peculiares de cada muestra de sangre y constituye un parámetro de gran utilidad clínica, conocido con el nombre de velocidad de sedimentación globular. La velocidad con que sedimentan los elementos formes de la sangre, como la de cualquier partícula que cae en el seno de un fluido determinado, depende de varios factores que pueden ser correlacionados por medio de la fórmula de Stockes. Una partícula determinada cae o desciende en el seno de un líquido con una velocidad creciente, debido a la aceleración de la gravedad, hasta alcanzar un valor límite, en el cual el efecto de su peso es equilibrado exactamente por la resistencia que opone el medio a su desplazamiento. En estas condiciones, la velocidad de caída es igual a V = M G n r donde M es la masa de la partícula: G, la fuerza gravitatoria normal: n, la viscosidad del medio y r, el radio de la partícula. dado que la masa de la partícula es proporcionalmente a su volumen, podemos escribir: V= siendo “d” la densidad y “d”, la densidad del medio de dispersión: Podemos comprobar fácilmente que, para un sistema determinado, la velocidad de caída es proporcional al cuadrado del radio de la partícula, aceptando que ésta sea esférica. De acuerdo con los parámetros señalados en la última ecuación, la velocidad de sedimentación de los elementos formes de la sangre guarda relación con: 1.El radio de la esfera o partícula 2.La densidad de la partícula o elemento forme. 3.La densidad del medio en el cual aquellas se desplaza, es decir, el plasma. 4.La viscosidad del medio (el plasma). En la mayoría de los casos, los tres últimos parámetros pueden ser considerados como constantes o muy similares entre las distintas muestras de sangre, por lo que las diferencias en la velocidad de sedimentación estarán en relación, fundamentalmente, con variaciones en el valor del primero de ellos. Los eritrocitos constituyen conglomerados de tamaño variable, cuyas dimensiones determinan la velocidad con que sedimentan los glóbulos rojos en su conjunto (conviene diferenciar estos conglomerados de las agrupaciones que tienen lugar durante el proceso de la aglutinación en el cual las células se hallan unidas entre sí de manera irreversible y no puede ya separarse una de otra). En una muestra de sangre normal, los hematíes se disponen

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formando conglomerados, a modo de pilas de monedas, que contienen de 10 a 20 glóbulos cada uno de ellos; en cambio, en caso de existir alteraciones orgánicas, más o menos importantes, los hematíes constituyen aglomerados mucho más voluminosos integrados por varios centenares de glóbulos rojos. Estos conglomerados configuran una partícula, que es la sedimenta como tal en la práctica; es a esta partícula, que es la que sedimenta como tal en la práctica; es a ésta partícula y no a los hematíes considerados individualmente, a la que debe aplicarse la fórmula de Stockes. Al constituirse los conglomerados o pilas de monedas, la relación masa / superficie aumenta considerablemente, con lo que el área de la interfase, cuya magnitud determina la intensidad de rozamiento o fricción con el medio y constituye, por tanto, uno de los factores que se oponen a la caída, se reduce considerablemente; de esta forma al incrementarse la relación masa / superficie, los glóbulos rojos en su conjunto sedimentan con mayor velocidad. Un eritrocito con un diámetro de 8 um y un grosor máximo de 2 um y mínimo de 1 um posee una superficie de alrededor de 160 um2; 10 glóbulos rojos, individualmente considerados, presentarían una superficie de interfase total de 1.600 um2. Sin embargo, cuando dichos corpúsculos se hallan apilados unos encima de otro, la superficie del conjunto en contacto directo con plasma es tan sólo de 700-800 um2, por lo que la resistencia a la caída disminuye y la velocidad de sedimentación se incrementa. Así pues, la velocidad de sedimentación depende, fundamentalmente, de la intensidad con que se constituyan los conglomerados de eritrocitos o pilas de monedas. A su vez, el tamaño de los agregados eritrocitarios no depende de los propios hematíes, sino de las características fisicoquímicas de las proteínas del plasma. Uno de los factores que se opone a la segregación eritrocitaria y que, por tanto, contribuye a mantener separados a los eritrocitos entre sí es la carga electronegativa de la membrana, cuya magnitud condiciona la mutua repulsión entre ellos. En función del tipo y proporción de proteínas presentes en el plasma y, de manera particular, del valor del punto isoeléctrico que presentan cada una de ellas, la carga electronegativa de la membrana eritrocitaria será de mayor o menor magnitud. Cuando mayor sea la proporción de proteínas plasmáticas presentes en el plasma con punto isoeléctrico más próximo al pH del plasma, menor será la proporción de grupos aniónicos a nivel de las correspondientes macromoléculas y, en consecuencia, menor la electronegatividad conferida a la superficie de los hematíes. El fibrinógeno, las globulinas de manera especial las imunoglobulinas y ciertos productos de la destrucción tisular reducen la carga electronegativa de los hematíes, aumentan la tendencia a la formación de agregados e incrementan, por tanto, la velocidad de sedimentación globular; la albúmina (y la transferrina), por el contrario, con un punto isoeléctrico muy alejado del pH de la sangre, lo reducen. La velocidad de sedimentación de la sangre desfibrinada o con un bajo contenido en fibrinógeno es extremadamente lenta; por el contrario, en casos de hiperfibrinogenemia, la velocidad de sedimentación se halla considerablemente aumentada. Factores que Afectan la Velocidad de Sedimentación Globular Todas aquellas circunstancias capaces de modificar la tendencia a la agregación de los eritrocitos así como la dinámica de la sedimentación afectarán la velocidad de sedimentación globular. Entre las más importantes podemos señalar las siguientes: 1. La concentración de hematíes por mm3 (dentro de ciertos límites, cuanto menor es la concentración de glóbulos rojos, mayor es la velocidad de sedimentación).

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2. El tipo y proporción de proteínas del plasma, de manera particular el fibrinógeno y las inmunoglobulinas. La modificación de la carga eritrocitaria en función del tipo de macromoléculas que rodean el glóbulo rojo se aprovecha experimentalmente para acelerar la velocidad de sedimentación y conseguir la separación de los hematíes del resto de los elementos formes de la sangre. Así, la adición de polivinilpirrolidona o de dextrano a una muestra de sangre permite obtener

3. 4. 5.

6.

7.

rápidamente suspensiones ricas en leucocitos y plaquetas con una mínima contaminación de eritrocitos. El contenido en lipoproteínas del plasma, de manera especial las que tienen mayor contenido en triglicéridos (VLDL o pre-B) y en colesterol (LDL o B). La temperatura de la sangre (el aumento de temperatura favorece la velocidad de sedimentación). El diámetro y la altura del tubo empleado para la determinación (cuanto más larga es la columna o tubo de sedimentación de manera que, cuando el tubo forma un ángulo de 45 con la vertical, la velocidad de sedimentación aumenta unas 4 veces. Cuando el tubo está en posición estrictamente vertical, la caída de los paquetes de hematíes está contrarrestada por una corriente de plasma que, desplazado por aquéllos, se mueve en sentido ascendente. En un tubo inclinado unos 45 en relación con la vertical, los hematíes, que siempre desciende en sentido vertical (bajo la atracción de la gravedad), se desliza por la pared inferior del tubo, al mismo tiempo que el plasma asciende por la zona correspondiente a la pared superior. El tipo de anticoagulante empleado. El citrato sódico constituye un complejo soluble con los iones calcio del plasma, mientras que otros anticoagulantes (como los oxalatos) dan lugar a la formación de un complejo insoluble y aceleran la velocidad de sedimentación. El período de tiempo transcurrido desde la obtención de la muestra hasta el de la realización de la prueba (la muestra de sangre no debe dejarse en reposo antes de la prueba, puesto que aquello acelera la velocidad de sedimentación). 2. MATERIAL: Etanol 96 Algodón hidrófilo estéril Sistema para punción venosa Vacutainer, con agujas estériles y desechables Tubos Vacutainer con citrato sódico, para determinar la velocidad de sedimentación globular. Tubos de Westergren Soporte para tubos de Westergren Disolución isotónica de cloruro sódico (suero salino fisiológico) Disolución de fibrinógeno en suero salino Cronómetro 3. PROCEDIMIENTO: Existen diversos procedimientos para determinar la velocidad de sedimentación. De todos ellos, el más habitual es el de Westergren, que es el empleado en esta práctica. En el procedimiento de Westergren se utiliza citrato sódico como anticoagulante y tubos largos y delgados como cámaras de sedimentación. Los tubos de Westergren pueden ser considerados como pipetas de 300 mm de longitud y 2.5 mm de diámetro

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interior, graduadas en milímetros desde cero a 200 mm; en conjunto, tienen una capacidad de alrededor de 1 ml. Para determinar la velocidad de sedimentación debe procederse de la manera siguiente: Con las debidas precauciones de asepsia y siguiendo el procedimiento descrito en la práctica de coagulación, extraer unos 5 ml de sangre de una de las venas antecubitales. La sangre se recoge en tubos sometidos al vacío, que contienen una pequeña cantidad de una disolución de citrato sódico al 3.8%, que actúa como anticoagulante. Una vez extraída la muestra, mezclar por medio de suaves movimientos de rotación e inclinación, la sangre con la disolución de anticoagulante; la concentración final de citrato sódico será de 7.6 mg/ml, con una dilución de un 20% de la muestra de sangre. Por medio de los tubos de Westergren, aspirar el contenido del tubo de ensayo hasta la marca superior, dejando luego que el contenido se vacíe de nuevo en el interior del tubo de ensayo; repetir la operación tres o cuatro veces con objeto de asegurar que la sangre se mezcle bien con la disolución de anticoagulante. Una vez realizada esta operación, aspirar un volumen de líquido suficiente para que la parte superior de la columna de sangre alcance exactamente la marca cero o punto inicial del tubo o cámara de sedimentación. Colocar el tubo en un soporte especial con la parte inferior (donde se halla la marca correspondiente a los 200 mm) firmemente apoyada sobre un tapón de goma fijado a la base del soporte, mientras que el extremo superior se sujeta por medio de una pinza, de forma que el tubo quede en posición exactamente vertical. Al cabo de 1 hora, examinar el nivel alcanzado por el frente que separa el plasma (de color amarillento) del resto de la sangre (de color rojo) y anotar los valores obtenidos (la división milimétrica del tubo que coincide con el frente de sedimentación). En un individuo adulto, sano, la velocidad de sedimentación durante la primera hora es del orden de 4 mm en el hombre (con un margen de variación comprendido entre 0 y 6.5 mm) y del orden de 8 mm en la mujer (con un margen de variación comprendido entre 0 y 12 mm). En la infancia, la concentración de inmunoglobulinas o y-globulinas, con un punto isoeléctrico muy cercano al pH del plasma, es baja, por lo que la velocidad de sedimentación es muy pequeña, oscilando entre 0,2 y 0,5 mm/hora. Con los años, la velocidad de sedimentación se incrementa alcanzando paulatinamente, los valores habituales de la edad adulta. Resultados:

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Efectos producidos por alteraciones en la composición de la sangre Variaciones en la proporción de proteínas plasmáticas Transferir 1,5 ml de la muestra de sangre mezclada con el anticoagulante a un tubo de ensayo limpio y seco. A continuación, adicionar a dicho tubo 0,5 ml de una disolución de fibrinógeno al 20% en suero salino fisiológico; por medio de un tubo de Westergren, empleado a guisa de pipeta, mezclar bien ambas dispersiones. De acuerdo con el procedimiento descrito en el apartado precedente, aspirar un volumen de líquido suficiente para que la parte superior de la columna de sangre coincida exactamente con la división cero de la escala milimétrica del tubo de Westergren. Colocar el tubo en el soporte adecuado y anotar el desplazamiento experimentado por la parte superior o frente de la columna de hematíes al cabo de 1 hora. Resultados:

Efecto de la dilución de la sangre Transferir 1 ml de la muestra de sangre extraída al comienzo de la práctica a un tubo de ensayo, en el que, previamente, se ha colocado 1 ml de una disolución de cloruro sódico isotónica con la sangre (suero salino fisiológico). Mezclar bien la sangre con el suero y a continuación pipetear hasta la división cero del tubo de Westergren la cantidad adecuada de muestra. Colocar el tubo en el soporte y verificar el desplazamiento experimentado por la columna de sangre al cabo de 1 hora. Resultados:

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Variaciones inducidas en la velocidad de sedimentación globular por cambios en la posición del tubo De acuerdo con el procedimiento descrito anteriormente, llenar con sangre mezclada tan sólo con el anticoagulante un tubo de Westergren hasta la división cero. Una vez colocado el tubo sobre el soporte adecuado, inclinar todo el sistema de manera que la columna de sangre forme un ángulo de unos 45 con la horizontal. Observar el desplazamiento experimentado, en estas circunstancias, por la columna de eritrocitos y compararlo con el registrado con la misma muestra en el tubo mantenido en posición vertical. El hallazgo de una velocidad de sedimentación globular acelerada sugiere la presencia de enfermedad orgánica, incluso en ausencia de signos clínicos. La prueba, sin embargo, no es específica y no proporciona, por tanto, ningún tipo de información acerca de la naturaleza de la enfermedad. La velocidad de sedimentación globular está aumentada o acelerada en aquellos procesos que cursan con destrucción celular (p.ej., tras un infarto de miocardio), en las enfermedades de tipo neoplástico, en las reacciones inflamatorias y, en general, siempre que existan alteraciones orgánicas importantes, a nivel local general, de carácter agudo o crónico. La velocidad de sedimentación globular está particularmente aumentada en las enfermedades generalizadas del denominado tejido conjuntivo, como la fiebre reumática, la artritis reumatoide, el eritema nodoso, etc. Entre las situaciones fisiológicas, solamente durante el embarazo se observa un aumento en la velocidad de sedimentación. Las enfermedades de tipo "funcional" pueden cursar con velocidad de sedimentación prácticamente normal. El principal valor clínico de la velocidad de sedimentación globular estriba en su utilidad para establecer un pronóstico y como indicador de la evolución del proceso y de la eficacia de las medidas terapéuticas instituidas en cada caso. Un incremento en la velocidad de sedimentación sugiere un empeoramiento del cuadro clínico o la aparición de complicaciones. Conviene tener presente que la velocidad de sedimentación globular puede estar alterada por efecto de drogas o fármacos presentes en el plasma. Un gran número de medicamentos tiende a aumentar la velocidad de sedimentación; podemos citar, entre ellos, la teofilina, la penicilina, los contraceptivos orales, la vitamina A, etc. Otros dan lugar a una pequeña reducción o enlentecimiento, debiendo mencionar, entre estos, los salicilatos, la quinina, las drogas que, como el ACTH o la cortisona, dan lugar a un aumento de la glucemia, etc. Resultados:

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COAGULACION SANGUINEA 1. INTRODUCCION La coagulación de la sangre es el resultado de la compleja interacción, una serie de reacciones enzimáticas que se suceden de manera coordinada siguiendo una determinada secuencia. En última instancia, la coagulación sanguínea representa la constitución, a partir del fibrinógeno, de una trama o red de fibrina que, englobando los distintos constituyentes de la sangre, amplía, estabiliza y consolida sobre la pared vascular el tapón plaquetario formado durante la segunda etapa de la hemostasia, El proceso de la coagulación constituye un sistema de amplificación biológica, en el cual un pequeño número de moléculas del compuesto iniciador del proceso induce la activación en cascada de toda una serie de factores o pro-enzimas, culminando con la producción explosiva de trombina, responsable directo de la transformación del fibrinógeno en fibrina. De manera esquemática, en el proceso de la coagulación sanguínea podemos distinguir las siguientes etapas: 1. Liberación de tromboplastina tisular o formación de su equivalente a partir de los propios componentes de la sangre. En ambos casos se constituye un factor que, con el concurso de otros elementos, provoca la transformación de una sustancia inactiva, presente en el plasma, en "protrombinasa" activa, enzima proteolítica que hidroliza selectivamente determinados enlaces específicos de la molécula de protrombina. En esta primera fase se hallan involucrados gran número de factores presentes en el plasma. La formación del producto final de esta etapa, la protrombinasa, o activador de la protrombina, puede conseguirse a través de la activación de dos vías o sistemas: el sistema intrínseco o el sistema extrínseco. El sistema intrínseco o endógeno recibe este nombre debido a que todos los factores necesarios para su activación se encuentran en la sangre circulante, mientras que el sistema extrínseco o exógeno, que representa un cortocircuito o vía rápida, requiere para su activación el concurso de un complejo lipoproteico liberado a partir de los tejidos lesionados (tromboplastina tisular). Ambos sistemas son complementarios y necesarios para la hemostasia fisiológica. 2. Formación de la trombina a partir de la protrombina. La intensidad con que la protrombina, presente siempre en la sangre, es transformada la trombina depende fundamentalmente de la cantidad del correspondiente activador ("protrombinasa") formado en la etapa precedente. Para esta reacción, así como para algunas de la etapa precedente, es imprescindible la presencia de iones calcio. 3. Conversión de fibrinógeno en fibrina. En esta etapa, la trombina hidroliza de manera selectiva cuatro enlaces peptídicos correspondientes a sendos polipéptidos del fibrinógeno y determina la conversión de esta molécula en un monómero soluble de fibrina. Esta relación es inhibida por la heparina. 4. Condensación o polimerización de la fibrina. Las moléculas o monómeros de fibrina se unen unas con otras a través de sendos enlaces peptídicos y constituyen un retículo o malla de fibrina insoluble que aprisiona en su interior el plasma y los elementos formes de la sangre. Esta etapa es asimismo inhibida por la heparina. 5. Retracción del coagulo. Los haces o filamentos de fibrinas se doblan o retraen adhiriendose unos a otros, reduciendo el volumen del coágulo y exprimiendo un líquido

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claro que constituye el suero. Esta reacción empieza pocos minutos después de la formación del coágulo y se completa al cabo de unas horas. En la figura 12 se representa un esquema general del proceso de la coagulación diferenciando los dos sistemas de activación, intrínseco y extrínseco. En esta figura se indican los distintos factores de la coagulación con la respectiva designación, a base de números romanos, recomendada por el Comité Internacional sobre Factores de la Coagulación, establecido en 1954. La numeración de los distintos factores no guarda relación alguna con su posición en la secuencia de reacciones del proceso de la coagulación y obedece simplemente al orden con que fueron descubiertos. 2. MATERIAL • Etanol 96 • Algodón hidrófilo estéril • Tiritas • Sistema para punción venosa (Vacutainer) con agujas estériles y desechables • Centrífuga • Disolución de heparina al 1% • Disolución de cloruro cálcico 0.025 M • Disolución de tromboplastina-calcio • Mezclar a partes iguales, tromboplastina tisular y cloruro cálcico 0,025 M • Mezcla de fosfolípidos, equivalente a los fosfolípidos liberados por los trombocitos (cefaloplastina activada) • Sistema amortiguador de Michaelis, a pH 7,35. • Disolución recalcificante, constituida por: • Cloruro cálcico 0,40 g • Cloruro sódico 8,00 g Agua destilada c.s.p. 1,000 ml Disolución de trombina: • 10 unidades NIH/ml en tampón de Michaelis (pH 7,35) • Vaso con hielo y agua • Baño de agua a 37 C • Tubos de hemólisis • Gradilla para tubos • Pipetas • Cronómetro EXTRACCION DE LA SANGRE VENOSA: Para todas las pruebas que hay que realizar en esta práctica se requiere un mínimo de sangre que se extrae por medio de punción venosa, a nivel de la vena antecubital del brazo. La sangre se extrae por medio de dos tubos que se conectan sucesivamente a la aguja de punción. Ambos tubos contienen citrato sódico, o EDTA, como anticoagulante. Finalizada la extracción, se mezcla cuidadosamente la sangre con el anticoagulante evitando la formación de espuma. Procedimientos para la punción venosa 1. Disponer sobre la mesa todos los elementos necesarios para la punción: aguja, soporte de plástico para la aguja, tubos de extracción, algodón hidrófilo, alcohol, torniquete, tiritas, etc. 2. Localizar la vena más adecuada para la punción. 3. Colocar el torniquete alrededor del brazo, por encima del repliegue del codo. 4. Por medio de un trozo de algodón impregnado en alcohol, limpiar la piel correspondiente a la zona de la punción.

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5. Una vez evaporado el alcohol, puncionar la vena introduciendo la aguja con el bisel dirigido hacia arriba. 6. Aflojar el torniquete. 7. Sosteniendo con firmeza el soporte de plástico, presionar el tubo contra el extremo posterior de la aguja hasta conseguir que ésta perfore el tapón de goma; el tubo se va llenando de sangre debido a la succión producida por el vacío que existe en la cámara o tubo de extracción. 8. Retirar el tubo cuando éste se haya llenado casi por completo de sangre e invertirlo inmediatamente con objeto de conseguir la mezcla del anticoagulante con la sangre. Siguiendo el procedimiento indicado, llenar un segundo tubo de sangre. 9. Retirar el torniquete 10. Retirar la aguja juntamente con el soporte de plástico 11. Colocar un trozo de algodón sobre el punto de la punción, secar la sangre que pueda fluir y aplicar, por último, una tirita sobre la zona. El primer tubo contiene tromboplastina tisular, arrastrada por la sangre al salir de la vena. Se utilizará para estudiar el efecto de la temperatura sobre el tiempo de coagulación. El segundo tubo se centrifuga inmediatamente a 3.500 revoluciones por minuto durante 20 minutos. De esta manera se constituye en la parte superior del tubo un medio líquido libre de plaquetas, el cual es transferido por medio de una pipeta de Pasteur, a un tubo de hemólisis (aspirar sólo las tres cuartas partes superiores del volumen plasmático). A través de los procedimientos indicados han sido eliminados del plasma una serie de elementos necesarios para la coagulación de la sangre: 1. La tromboplastina tisular por arrastre con los primeros milímetros de sangre extraída en el primer tubo. 2. Los factores plaquetarios y los fosfolípidos (aportados normalmente in vivo por los trombocitos) por centrifugación. 3. Los iones calcio por combinación con el citrato sódico, o el EDTA, (quelación). La mayoría d pruebas empleadas en el estudio de la coagulación sanguínea intentan reproducir in vitro lo que con toda probabilidad sucede in vivo, controlando de manera precisa las condiciones del proceso y reduciendo a un mínimo el número de variables. Entre las pruebas de laboratorio destacan; el tiempo de coagulación, que estudia el proceso general de la formación del coágulo sanguíneo; la prueba o tiempo de Quick, que nos permite detectar alteraciones o deficiencias en el sistema extrínseco, y la prueba de la cefalina, que nos permite descubrir alteraciones o deficiencias en la serie de reacciones que integran el sistema intrínseco. Factores que afectan el proceso general de la coagulación Para ello se utiliza la sangre obtenida en el primer tubo de extracción, desprovisto de iones calcio (eliminados por combinación con el citrato sódico o EDTA). Se transfiere 1 ml de esta muestra de sangre a cada uno de los cuatro tubos de hemólisis preparados al efecto. Dos de estos tubos se colocan en un baño de agua a 37 C, se deja un tercero a temperatura ambiente y el cuarto se coloca en un baño con agua y hielo. Cuando la temperatura de la sangre se ha equilibrado ya con la del medio respectivo, adicionar 0,1 ml de Cl2Ca 0.025 M a todos los tubos, excepto a uno de los mantenidos en el baño de agua caliente. A partir de este momento determinar el tiempo de coagulación en cada uno de ellos inclinando los tubos a intervalos regulares. El proceso de la coagulación se considera completo cuando los tubos pueden invertirse por completo y no se observa pérdida o deslizamiento de líquido por las paredes.

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Adicionar heparina al tubo mantenido en el baño de agua caliente y cuyo contenido permanece todavía líquido. A continuación, hay que añadir 0,1 ml de Cl2Ca 0,025 M, incubar a 37 C y determinar el tiempo de coagulación. Tiempo de Quick: El tiempo de Quick mide en realidad la velocidad con que se forma trombina a partir de protrombina en presencia de los factores V, VII y X. Conocida también con la denominación de "tasa de protrombina", esta prueba constituye un índice de la intensidad de formación de la trombina a través del sistema extrínseco de activación. En un tubo de cristal (tubo de hemólisis), introducido previamente en un baño de agua a 37 C, depositar 0,1 ml de plasma. Incubar durante unos 2 minutos, tiempo necesario para alcanzar el equilibrio térmico, y a continuación adicionar 0,2 ml de la disolución de tromboplastina-calcio. Simultáneamente, poner en marcha el cronómetro y agitar suavemente el tubo para conseguir la mezcla de los distintos componentes. Detener el cronómetro en el momento exacto en que se observe la aparición del coágulo de fibrina y determinar el tiempo transcurrido desde el momento en que se adicionó la tromboplastina. Repetir la prueba empleando un plasma control. (De hecho, la prueba debe realizarse por duplicado tanto para el plasma control como el plasma objeto de estudio.) El tiempo de protrombina para el plasma normal se establece habitualmente en 14 segundos, siempre que para realizar la prueba se utilice un extracto tisular de suficiente actividad. Un tiempo de protrombina comprendido entre 12 y 15 segundos se considera normal e indica que el plasma estudiado posee un sistema extrínseco adecuado. Un alargamiento del tiempo de protrombina obedece a un déficit en alguno de los factores del sistema extrínseco o exógeno (factores VII, V, X y II) o bien a una concentración de fibrinógeno en plasma inferior a 100 mg%. El tiempo de protrombina es también superior a lo normal en presencia de inhibidores de la coagulación, como ocurre en el caso del tratamiento con heparina o en el lupus eritematoso. Prueba de la cefalina El tiempo necesario para conseguir que un plasma recalcificado llegue a formar un coágulo de fibrina en presencia de una cantidad adecuada de fosfolípidos constituye el denominado tiempo o prueba de cefalina. (Esta prueba se conoce también con el nombre de tiempo de tromboplastina parcial.) Esta prueba mide la actividad de los factores plasmáticos implicados en el sistema intrínseco de formación de protrombinasa, reemplazando a los factores plaquetarios por la mezcla de fosfolípidos y actuando como factor de activación inicial el contacto con la superficie de cristal de los tubos empleados. En un tubo de hemólisis, colocado previamente en un baño de agua a 37 C, depositar: 0,1 ml de plasma desprovisto de plaquetas 0,1 ml de tampón de Michaelis a pH 7,35 0,1 ml de la dispersión de fosfolípidos Mezclar bien los distintos constituyentes e incubar la mezcla a 37 C durante 5 minutos. A continuación añadir 0,1 ml de cloruro cálcico 0,025 M y al propio tiempo, poner el cronómetro en marcha. Agitar ligeramente el tubo para asegurar la mezcla del contenido y dejarlo en reposo durante 30 segundos. A partir de este momento observar con atención el tubo y parar el cronómetro en el momento en que aparezca el coágulo formado. Proceder de manera análoga con una muestra de plasma control. El tiempo de cefalina de un plasma normal varía entre 40 y 60 segundos según el reactivo empleado. Los plasmas cuyo tiempo de cefalina supere en menos de 8-10 segundos al del plasma control se consideran como normales, indicando la existencia de un sistema

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intrínseco de activación adecuado. Un tiempo de cefalina alargado indica un defecto en el sistema intrínseco de activación (factores XII, XI, IX, VIII, X y II), una concentración disminuída de fibrinógeno o la presencia de inhibidores de la coagulación, como la heparina, anticuerpos frente a los factores VIII o IX, etc. (El factor VII no puede ser evaluado por medio de esta prueba.) Transformación del fibrinógeno en fibrina En esta relación se trata de observar la intensidad con que fibrinógeno se trasnforma en fibrina por efecto de un exceso de trombina. En un tubo de ensayo, se depositan: 10 ml de la disolución recalcificante 0,5 ml de la disolución de trombina 1 ml de plasma Agitar ligeramente el tubo para asegurar la mezcla de los distintos componentes y colocar una pipeta Pasteur en el centro del tubo. Incubar la mezcla en el baño de agua a 37 C durante unos minutos y observar la masa de fibrina formada.

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RIÑON Y MEDIO INTERNO 1. INTRODUCCION: La función primordial de los riñones es la de mantener una adecuada y estable composición del medio interno. El riñón lleva a cabo esta función controlando el volumen y la composición del plasma; como resultado de esta actividad reguladora, el riñón excreta un líquido, orina, constituído fundamentalmente por agua en la cual van disueltas una serie de sustancias de pequeño peso molecular (productos metabólicos, sustancias extrañas, elementos inorgánicos, compuestos en exceso, etc.). El riñón es el órgano a través del cual son excretados la mayor parte de los compuestos no volátiles y el guardián último que garantiza la estabilidad y conservación del medio interno. Del punto de vista estructural y funcional, el riñón está constituído por un gran número de pequeñas unidades que reciben el nombre de nefronas. Cada nefrona puede ser dividida en dos partes perfectamente diferenciadas: una de carácter vascular, el glomérulo, y otra de carácter epitelial, el túbulo renal. El túbulo renal presenta tres segmentos: un túbulo contorneado proximal, un segmento delgado o asa de Henle y un túbulo contorneado distal, que desemboca en un tubo colector. Cada riñón posee más de 1 millón de nefronas, alcanzando cada una de ellas una longitud total de 4 a 5 cm, por lo que los túbulos de cada riñón alcanzan en conjunto una extensión superior a los 50 km. La orina resulta de la actuación de tres procesos fisiológicos: filtración, reabsorción y secreción. A medida que atraviesa los glomérulos, se produce la filtración de la sangre a través de la membrana glomerular debido, en parte, a la existencia de un gradiente de presión entre las arteriolas renales y la cápsula de Bowman. El análisis del filtrado glomerular indica que su composición es similar a la del plasma, excepto por la práctica inexistencia de proteínas, presentes solamente en pequeñísima concentración. El filtrado, constituído por agua, sales, glucosa, aminoácidos, sustancias de desecho, etc., recorre el túbulo renal, donde la mayoría de las sustancias son parcial y selectivamente reabsorbidas y restituidas a la sangre. Por otra parte, a nivel de ciertos segmentos del túbulo, las células epiteliales segregan productos residuales o en exceso desde los capilares sanguíneos a la luz tubular. La acción combinada de estos tres procesos da lugar a la formación de un líquido, distinto del filtrado glomerular, constituido fundamentalmente por agua, en la cual están disueltos unos 50 g de soluto, principalmente sales y derivados nitrogenados no proteicos. El volumen de orina excretado oscila, en condiciones normales entre 1,100 y 1,500 ml por día. La función renal está bajo el control de varios compuestos de carácter hormonal, entre los cuales destacan la hormona antidiurética o vasopresina y la aldosterona. La hormona antidiurética mantiene el volumen de líquido corporal, así como su osmolaridad, dentro de estrechos límites compatibles con el adecuado funcionamiento del organismo en conjunto. Cuando la osmolaridad de la sangre aumenta en un 1% se incrementa la secreción de hormona antidiurética y el riñón reabsorbe mayor cantidad de agua, como consecuencia la concentración osmótica del plasma tiende a normalizarse y el volumen de orina excretada se reduce. Por otra parte, la ingesta de una gran cantidad de agua, que es absorbida rápidamente por el intestino, da lugar a la dilución de la sangre, lo cual frena o inhibe la secreción de hormona antidiurética; a consecuencia de ello, el riñón reabsorbe menor cantidad de líquido, corrigiéndose la dilución del plasma, el individuo excreta un mayor volumen de orina, de menor densidad o peso específico. Dentro de ciertos límites, cuanto mayor sea la dilución del plasma, más profusa será la diuresis.

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La reducción de la osmolaridad del plasma es detectada por diversos osmorreceptores, situados en el encéfalo, a nivel de los cuales se originan impulsos que dan lugar a una disminución en la cantidad de hormona antidiurética segregada por la hipófisis. Por medio de la inyección selectiva de disoluciones hipertónicas en distintos territorios vasculares. Verney descubrió la presencia de osmorreceptores a nivel del hipotálamo, muy cerca del lugar de producción de la hormona antidiurética. Otros investigadores, por medio del análisis de los registros electroencefalográficos obtenidos en condiciones de activación osmótica, confirmaron los hallazgos de Verney. En estrecho contacto, pero distintos de los osmorreceptores para la hormona antidiurética, se encuentran los denominados osmorreceptores para la sed, los cuales responden tanto a la estimulación eléctrica directa como a la de disoluciones hipertónicas. La estimulación eléctrica de ciertas áreas del hipotálamo en la cabra da lugar a la ingestión de una asombrosa cantidad de agua, con lo cual el animal alcanza un considerable grado de sobrehidratación (puede llegar a retener hasta un 40% más de agua). La estimulación simultánea o concurrente de los osmorreceptores para la sed y de los osmorreceptores para la hormona antidiurética da lugar a que el individuo ingiera agua y, a la vez, orine menos. En otras circunstancias, sin embargo, se observa una acción antidiurética en ausencia de variaciones importantes en la osmolaridad del plasma. Así, la reducción de la volemia, por una hemorragia, por ejemplo, da lugar a un aumento en la secreción de hormona antidiurética y la retención de agua; lo mismo ocurre después del ortostatismo prolongado o la respiración bajo presión positiva. En todas estas situaciones disminuye la presión venosa central, lo cual provoca la estimulación de los denominados receptores de volumen (sensibles a la distensión) situados en las paredes de las aurículas. La estimulación de dichos receptores da lugar a un aumento en la secreción de hormona antidiurética. La distensión de la pared auricular por medio de balones de plástico o cuando aumenta en el flujo de orina por reducción en la secreción de hormona antidiurética. La hormona antidiurética, liberada en respuesta a un aumento en la osmolaridad del plasma o a una reducción de la volemia, aumenta la permeabilidad al agua de los túbulos contorneados distales y de los túbulos colectores. La hormona antidiurética determina un aumento en el tamaño o en el número de poros a través de los cuales el agua pasa, por ósmosis, desde la luz tubular al espacio peritubular y de aquí a los vasos sanguíneos. La reabsorción facultativa de agua, ligada a la reabsorción metabólicamente activa de iones sodio, es lo que determina en última instancia, el volumen de orina excretado y su concentración. Los enfermos afectos de diabetes insípida pueden llegar a excretar 5, 10 ó hasta 20 l de orina al día. Estos pacientes presentan lesiones a nivel del hipotálamo o de la hipófisis posterior con un déficit en la secreción de hormona antidiurética o vasopresina. Sin el efecto regulador de dicha hormona, el agua fluye literalmente a través del sistema urinario y el paciente se pasa la vida entre el lavabo y la cocina o el bar; a pesar de estos inconvenientes, el individuo permanece adecuadamente hidratado. Las alteraciones en la función de la parte distal de la nefrona y de los tubos colectores provocan la pérdida de la capacidad para concentrar la orina por parte del riñón. En una persona normal, cuando se reduce la ingesta de líquido, los riñones elaboran orina de peso específico del orden de 1.030 o superior. El riñón deficiente, por el contrario, es incapaz

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de concentrar la orina y excreta un líquido cuyo peso específico es, como máximo igual al del ultrafiltrado del plasma. 2. • • • • • • • • • • • • • • 3.

MATERIAL: Para cada grupo de participantes activos: Agua corriente potable (una botella de 1 l) Agua destilada Cápsulas con 1,5 g de cloruro sódico Disolución de bicarbonato sódico al 0,4 % Paquete de cigarrillos Whisky, Vodka, Ron u otra bebida con un elevado contenido de etanol. Vasos para bebida Recipientes para la recogida de orina (vasos de precipitado o de plástico)(numerados y agrupados en series de 7 cada una) Probetas graduadas de 100 ml de capacidad Densímetros para orina (urinómetros) Tiras de papel indicador de pH Gradilla para tubos de ensayo Tubos de ensayo Termómetro para líquidos PROCEDIMIENTO:

Es conveniente dejar de ingerir alimentos o bebidas 2 horas antes de iniciar la prueba. Una vez llegados al laboratorio, los participantes en el experimento se dividen en 7 grupos: Los miembros del grupo A ingieren 10 ml de agua potable por kilogramo de peso. Los miembros del grupo B ingieren 5 ml de agua por kilogramo de peso y además, 5 cápsulas de cloruro sódico. Los miembros del grupo C ingieren 5 ml de la disolución de bicarbonato sódico al 0.4% por kilogramo de peso. Los miembros del grupo D ingieren 10 ml de agua por kilogramo de peso y además, 50 ml de Whisky. Los individuos del grupo E fuman un cigarrillo cada media hora durante el período de tiempo que dure la prueba, después de haber ingerido 10 ml de agua por kilogramo de peso. Los individuos del grupo F realizan un ejercicio intenso durante 5 minutos (p.ej, subiendo y bajando las escaleras a la máxima velocidad posible). Los miembros del grupo G no ingieren líquido alguno y sirven de control. De esta práctica deben excluirse, como sujetos activos, los estudiantes que presenten problemas circulatorios o renales y los que estén sometidos a una dieta de restricción salina. Los componentes del grupo B que experimenten alguna molestia (náuseas, calambres, etc. ) deben interrumpir el experimento. Recogida de las muestras de orina Antes de comenzar el experimento, todos los participantes deben vaciar vejiga guardando esta muestra de orina como control. En el momento de iniciar la prueba se pone en marcha el cronómetro y cada grupo sigue la pauta indicada en el apartado anterior. A partir de este momento se recogen muestras de orina cada 30 minutos (sino se producen suficiente cantidad de líquido, se espera al próximo período para recoger la correspondiente muestra).

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ANALISIS DE LAS MUESTRAS DE ORINA En cada muestra de orina se determinan los siguientes parámetros: • • •

Volumen Peso específico pH

Volumen de orina Transferir la orina recogida en cada período a una probeta graduada y medir el volumen de líquido excretado. Expresar los resultados en un gráfico en forma de ml de orina formada por minuto y en relación con el volumen total de orina producida (valor acumulativo).

Peso específico Introducir el urinómetro o densímetro en la probeta de manera que, cuando esté en reposo, flote sobre el líquido sin tocar las paredes del recipiente. Leer directamente el valor indicado en la escala del dispositivo (tomar como cifra correcta la correspondiente a la intersección de la parte inferior del menisco líquido con la varilla del densímetro): La cifra obtenida debe incluir tres decimales. Comprobar la calibración del hidrómetro o urimómetro introduciendo el instrumento en agua destilada, cuya densidad a 4 C es igual a 1.000; corregir por medio de adición o sustracción, el error de calibración. Si el volumen de orina es insuficiente para conseguir la flotación del densímetro, añadir un volumen igual de agua destilada a la muestra de orina. Para determinar el peso específico de la muestra original, hay que duplicar las cifras correspondientes a los decimales del peso específico de la muestra diluida. Así, un valor de 1.020 para la muestra diluida corresponde a un peso específico de 1.040 para la muestra original.

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Comprobar la temperatura de la muestra de orina contenida en la probeta. Si la temperatura de la muestra es distinta a la temperatura de calibración del instrumento, hay que proceder a una pequeña corrección; por cada grado de diferencia entre la temperatura de calibración y la de la muestra es necesario añadir o sustraer, en su caso, 0,001 unidades a la cifra de densidad leída en el aparato. Expresar los resultados en el gráfico adjunto. Se entiende por peso específico la relación entre el peso de una sustancia o disolución y el de un volumen idéntico al agua a la misma temperatura. El peso específico guarda una relación directa, pero no proporcional, con el número de partículas en disolución. Dado que cada tipo de sustancia eliminada por la orina contribuye de forma distinta al peso específico de la muestra, esta medida no refleja, con la misma exactitud con que lo hacen las determinaciones de la osmolaridad, el número total de partículas por unidad de volumen. No obstante, habida cuenta que constituye un procedimiento sencillo y práctico, la determinación del peso específico de la orina resulta de gran utilidad clínica. El peso específico de la orina está en relación con la cantidad y calidad de los alimentos consumidos, cantidad de líquido ingerido y excretado, estado metabólico, ambientales, etc. El peso específico oscila habitualmente entre 1,015 y 1,025 (300-900 mOsm/1), pudiendo alcanzar en determinadas situaciones valores extremos comprendidos entre 1 001 y 1,040 (50 mOsm/1 y 1.400 mOsm/1). La excreción de 1 l de agua debe realizarse en condiciones normales, en un período de tiempo inferior a 3 horas. El peso específico de la muestra más voluminosa debe ser alrededor de 1.002. En caso de insuficiencia renal, la excreción de este volumen de líquido requiere mucho más tiempo, al paso que el peso específico de la orina muestra valores relativamente altos (alrededor de 1.010) equivalentes al del plasma desprovisto de proteínas.

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Cálculo de la concentración de solutos La cantidad de soluto presente en la muestra de orina puede ser estimada a partir del peso específico de la muestra, empleando el denominado coeficiente de Long. Los gramos de soluto excretado por litro de orina se calculan multiplicando las dos últimas cifras decimales del peso específico por el factor 2.66. Una muestra de orina de 24 horas, cuyo peso específico es de 1,020 y cuyo volumen total es de 1.000 ml contiene una cantidad de soluto igual a 20 x 2.66 =53.2 g/l/24 horas. Concentración de iones hidrógeno (pH) de la orina La concentración de iones hidrógeno de la orina puede oscilar entre amplios límites. El pH de la orina está habitualmente alrededor de 6, pero puede alcanzar valores comprendidos entre 4.8 y 8.0 en función sobre todo, del tipo de dieta seguida por el individuo. Para determinar, de manera aproximada, el pH de las distintas fracciones de orina obtenidas a lo largo de la prueba, hay que introducir el extremo coloreado de la tira de papel indicador en la muestra correspondiente, comparar las bandas de color formadas con las del patrón reproducido en el dorso de la caja y estimar el valor correspondiente. Hay que comparar la relación de la orina de una persona sometida a un régimen alimenticio mixto o, fundamentalmente, cárnico con la de otra persona sometida a un régimen vegetariano durante 1 día (o con la de un animal herbívoro como el conejo, el caballo, etc.) La primera presenta una reacción ácida y la segunda, reacción alcalina. La acidez de la orina producida bajo la acción de un régimen cárnico es debida a la presencia de fosfatos ácidos y de sales de compuestos orgánicos de carácter ácido (uratos, hipouratos, etc.). La alcalinidad de la orina de los herbívoros es debida a su riqueza en sales del ácido carbónico, de carácter básico. Apuntar los valores obtenidos de cada muestra en gráficos y tablas.

Aspectos organolepticos

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La orina presenta habitualmente un color pajizo claro o ambarino (amarillo ámbar) debido, fundamentalmente, a la presencia de urobilinógeno, uno de los productos resultantes de la degradación metabólica del grupo hemo, constituyente prostético de la hemoglobina. El color de la orina puede variar en diversas circunstancias. La orina casi incolora es debida, normalmente, a la dilución de los pigmentos provocada por la excreción de una gran cantidad de agua. En caso de diabetes insípida, en los cuales falla la reabsorción de agua por la parte distal de los túbulos renales, el paciente puede eliminar 5, 10 ó hasta 15 l de orina, extremadamente diluída y clara por día. La orina de aspecto turbio o lechoso puede obedecer a la presencia de gotitas de grasa, pus, bacterias, etc. La orina de color rojizo sugiere la presencia de derivados del grupo hemo, como la uroporfirina, la uroeritrina, la propia hemoglobina, etc. Dichos compuestos pueden aparecer en la orina como consecuencia de hemorragias internas, o un shock traumático, o en casos de porfirina congénita (estado patológico caracterizado por una orina de color vinoso). La orina adquiere un color amarillo café o amarillo verdoso cuando contiene pigmentos biliares, como ocurre en casos de ictericia. La orina puede presentar otros colores, correspondiendo a situaciones patológicas, alteraciones metabólicas o la ingesta de productos extraños. Observar el color y la transparencia (transparente, turbia, opaca) de las muestras de orina y anotarlos.

VALORACION DE LOS RESULTADOS OBTENIDOS EN CADA PRUEBA Después de la ingestión de una bebida o refresco, el agua es absorbida rápidamente por las células del intestino delgado. Esto da lugar a una dilución de la sangre, que, detectada por los osmorreceptores ubicados, fundamentalmente, en el hipotálamo, provoca una reducción en la cantidad de hormona antidiurética segregada por la hipófisis posterior o neurohipófisis. En respuesta a esta disminución de hormona antidiurética; los riñones reabsorben menor cantidad de agua y, en consecuencia, aumenta el volumen de orina excretado por unidad de tiempo; al propio tiempo, la orina formada presenta una densidad o peso específico inferior. Dentro de ciertos límites, cuanto mayor es la dilución en la sangre, más profusa es la diuresis.

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Cuando se ingieren disoluciones hipertónicas o, como en este caso, sal común, los osmorreceptores son estimulados intensamente y, a través de un incremento en la sección de hormona antidiurética, se reabsorbe mayor cantidad de agua a nivel del túbulo distal y del tubo colector y se elimina menor volumen de orina, de peso específico superior. La vida media de la hormona antidiurética es de alrededor de unos 10 minutos, siendo metabolizada principalmente en el hígado y los riñones. El etanol inhibe la secreción de hormona antidiurética, por lo que la ingestión de cerveza, vino o bebidas alcohólicas de graduación superior, como brandy, ginebra, ron, whisky, etc., da lugar a un notable incremento de la diuresis. Por otra parte, diversas sustancias, entre las que se encuentra la nicotina, favorecen la liberación de hormona antidiurética; por esta razón, después de fumar dos o tres cigarrillos se observa una importante reducción en el volumen de orina excretado. A partir de los resultados obtenidos, hay que estimar el tiempo requerido para conseguir eliminar completamente las disoluciones ingeridas por los distintos grupos de participantes en la prueba. Al realizar esta valoración, debe tenerse en cuenta que, en condiciones ordinarias, la velocidad de formación de la orina es de, aproximadamente, 1 ml/kg/hora.

4. CUESTIONARIO • Cual es la unidad morfológica y funcional del riñón, definir brevemente sus distintas partes y estructuras.

•

Esquemáticamente describir la trayectoria seguida por el filtrado glomerular desde la cápsula de Bowman hasta la uretra.

•

Enumerar los tres procesos generales en la elaboración de la orina.

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•

Enumerar algunos de los solutos eliminados habitualmente a través de los riñones.

•

Indicar el mecanismo por medio del cual tiene lugar fundamentalmente el intercambio de cada una de las siguientes sustancias entre la sangre y el líquido tubular: Sustancia Iones sodio Iones cloro Iones potasio Glucosa Agua

Mecanismo de transporte

•

Que papel desempeña el riñón en la regulación del balance hídrico.

•

Y en el balance salino.

•

De qué forma contribuye el riñón a la regulación del pH de los líquidos corporales.

•

Describir la relación que existe entre el volumen de orina formado y su correspondiente peso específico.

•

Definir el término aclaramiento o depuración.

•

Qué utilidad posee desde el punto de vista clínico.

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•

En qué sentido afecta el pH de la orina una comida rica en proteínas.

•

Y una comida rica en vegetales.

•

En qué circunstancias un individuo normal (no diabético) puede presentar glucosa en la orina (glucosuria).

•

Porqué la ingestión de agua modifica el volumen y densidad de la orina.

•

Cuanto tiempo se requiere para eliminar el agua ingerida, restituyendo el balance hídrico.

•

Las disoluciones hipertónicas son absorbidas más lentamente que el agua corriente, por qué.

•

Que efecto posee la ingestión de sal o de una disolución salina hipertónica sobre la osmolaridad del plasma.

•

Cual es la función de la hormona antidiurética.

•

Como actúa.

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•

Analizar los cambios producidos en la excreción de orina (volumen peso específico, etc.) después de un ejercicio intenso. Describir la participación en este proceso de: El flujo renal La situación hemocional La sudoración La osmolaridad del plasma

•

Durante el ejercicio muscular, un 50 % o más del flujo renal es desviado hacia la piel (con objeto de disipar el exceso de calor producido) y los músculos. En que sentido afectan dichos cambios o adaptaciones circulatorias la intensidad de filtración glomerular:

•

Comparar la sensación de sed en los individuos que han realizado el ejercicio con la del resto del grupo y explicar las diferencias.

•

La sed y la oliguria, son respuestas armónicas.

•

Después de una hemorragia, porqué mecanismo se reduce la formación de orina.

REGULACION DE pH DE LOS LIQUIDOS CORPORALES

1.

INTRODUCCION:

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La regulación de iones H es uno de los mecanismos más importantes de los que intervienen en el mantenimiento de un medio interno constante, ya que pequeñas variaciones en la concentración de iones H, afectan notablemente la velocidad de las reacciones enzimáticas. En la regulación de pH de los líquidos corporales y la sangre intervienen diferentes sistemas. La sangre posee sistemas buffer que pueden regular las variaciones en la concentración de iones H en fracciones de segundo. El sistema respiratorio puede regular las variaciones de pH en un período que oscila entre 1 y 15 min. Por último, el riñón necesita desde varias horas a varios días para regular el pH, sin embargo, es el mecanismo de mayor poder compensatorio. El sistema respiratorio interviene en la regulación de pH de la sangre mediante el aumento o la disminución de la ventilación pulmonar. La ecuación de Henderson-Hassel balch para el sistema tampón de bicarbonato plantea: pH

=

pK+log CO2

HCO3-

De esta ecuación puede deducirse que si aumenta la concentración de CO2 el pH disminuye. Los centros respiratorios bulbares son muy sensibles a las contracciones de CO2 e iones H en la sangre. Cuando el pH baja se estimulan los centros respiratorios, aumenta la frecuencia y la profundidad de la respiración y se elimina el exceso de CO2. Por otra parte, cuando la concentración de iones H o el CO2 disminuye, la frecuencia y profundidad de la ventilación disminuye, con lo que aumenta la concentración de CO2 y la de iones H.

-

2. 2.1.

MATERIAL: Reactivos: Solución 1 mol/L de ClH Solución 1 mol/L de KOH Solución de pentobarbital sódico

2.2.

Equipo: Quimógrafo

2.3.

Material Biológico: Rattus rattus

3.

METODOLOGIA: Anestesiar el animal con solución de pentobarbital sódico a razón de 35 mg/kg de peso corporal. Fijarlo a la tabla de disección con la parte ventral hacia arriba. Hacer una incisión media torácica y exponer los músculos del tórax. Enganchar un alfiler doblado en V a los músculos de la región esternal. Amarrar con un hilo y atarlo por el otro extremo a la palanca de registro.

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-

Registrar los movimientos respiratorios que ocurren durante la respiración tranquila, con la ayuda del quimógrafo. Inyectar por vía intraperitoneal 1,5 mL de solución de ClH 1 mol/L. Registrar. Esperar que se restablesca la respiración normal e inyectar 1 ml de solución de KOH 1 mol/L. Registrar. Repetir la operación varias veces.

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FISIOLOGIA DE LOS ORGANOS EXCRETORES

INTRODUCCION: Los órganos excretores más evolucionados intervienen de manera activa en el mantenimiento de un medio interno constante mediante la regulación de la concentración de determinados electrolitos, la osmoloridad y el volumen de los líquidos corporales. Además, constituyen una de las vías fundamentales a través de las cuales se eliminan los desechos del metabolismo celular. En los órganos excretores se producen la orina, constituída por diferentes electrolitos y desechos nitrogenados que en muchos casos se elimina en forma de solución acuosa. En el transcurso de la evolución han surgido diferentes órganos excretores como son los túbulos de Malpighi, los nefridios y las nefronas, estas últimas agrupadas en órganos denominados riñones. La formación de la orina se realiza por medio de tres procesos fundamentales: filtración, secreción y reabsorción. Filtración: Aparece en aquellos grupos de animales en los que el sistema cardiovascular es capaz de desarrollar presiones elevadas hidrostática proporcionada por la actividad de bombeo del corazón, hace que el contenido de la sangre, a excepción de las proteínas de alto peso molecular y los elementos formes, pase hacia los órganos excretores donde sufre modificaciones hasta formar la orina. Secreción: se produce mediante el transporte de sustancias de la sangre hacia los órganos excretores. En aquellos animales que carecen de sistema cardiovascular desarrollado es el proceso fundamental de formación de orina. En los túbulos de Malpighi el fluído tubular se forma por la sección activa de iones K, el cual arratra agua. Hacia el interior de los túbulos pueden secretarse de forma pasiva o activa otros iones inorgánicos, glucosa y úrea. Este proceso de formación de orina se mantiene aún en aquellos órganos excretores que filtran plasma y constituye una segunda vía de eliminar sustancias extrañas como son los colorantes vitales, además, desechos del metabolismo hormonal e iones inorgánicos. La capacidad de secretar colorantes vitales permitió a numerosos investigadores estudiar las características de los órganos excretores en diferentes especies. Reabsorción: Este proceso es, en escencia, similar al de secreción, pero ocurre en sentido contrario; se produce mediante el transporte de sustancias, ya sea activo o pasivo, desde los túbulos hacia la sangre. La reabsorción costituye una vía de retorno hacia la sangre de sustancias importantes en el organismo como son la glucosa, los aminoácidos, los iones inorgánicos y el agua.

MATERIAL:

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2.1. Reactivos: Ringer insecto Solución de indigo carmín 2% Solución salina 9 g de

ClNa/100 mL de agua

2.2. Equipo: Microscopios estereoscópicos 2.3. Material Biológico: Periplaneta americana "cucaracha" METODOLOGIA: 3.1. Demostración de la secreción de indigo carmín en túbulos del Malpighi de cucarachas: Inyectar en la cavidad abdominal de tres cucarachas intactas 1,5 ml de solución de indigo carmín y esperar 5 min. Colocar una cucaracha inyectada, con el lado ventral hacia arriba, en una placa Petri con parafina en el fondo (cortar alas y patas) y fijarla por medio de alfileres entomológicos Retirar con las tijeras toda la cutícula del abdómen, localizar el tubo digestivo y observar los túbulos de Malpighi que desembocan en el intestino. Extraer con las pinzas unos cuantos túbulos y colocarlos sobre el vidrio reloj con solución Ringer insecto. Observar al microscopio si hay acumulación de colorante en el interior de los túbulos. Repetir la operación con la segunda cucaracha a los 10 min. de inyectada y luego con la tercera a los 20 min. Anotar. 3.2. -

-

-

Osmorregulación: Utilizar tres grupos de alumnos: a. Grupo control de que toma 100 mL de agua fría. b. Grupo que toma solución hipertónica: 9 g de ClNa/100 mL de agua. c. Grupo que toma solución hipotónica: 1000 mL de agua fría. Todos los alumnos deben vaciar la vejiga antes de comenzar la experiencia. Colectar la orina de los tres grupos a los 20, 40, 60 y 80 min. de comenzada la experiencia. Si se puede extender a 120 min. De cada muestra anotar el volumen y la densidad. Construir curvas relacionando los valores de densidad y volumen de la orina contra tiempo en individuos normales, que tomaron solución hipotónica e hipertónica. Discutir los resultados.

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SISTEMA ENDOCRINO EN INSECTOS

1. INTRODUCCION: El sistema endocrino de los insectos alcanza un alto grado de desarrollo. Posee todos los elementos que se encuentran en los vertebrados: células neurasecretoras, órganos neurohemales y glándulas endocrinas de origen no nervioso. Las células neurosecretoras se encuentran fundamentalmente en el protocerebro y en el ganglio subesofágico, aunque también aparecen dispersas en la cadena nerviosa ventral. El órgano neurohemal más desarrollado lo constituye corpora cardiaca, a las cuales en algunas órdenes de insectos se les contribuye, además, función glandular. Los elementos endocrinos de origen no nervioso están representados por corpora allata y las glándulas ecdisiales.

En los insectos se secretan hormonas de naturaleza peptídica, principalmente por las células neurosecretoras y de naturaleza esteroide por corpora allata y las glándulas ecdiciales. Todas estas hormonas intervienen en el control del crecimiento, el desarrollo y la reproducción. Componentes del sistema endocrino de los insectos: Las agrupaciones más importantes de células neurosecretoras se encuentran en el gánglio cefálico, en la región del protocerebro, en una zona denominada para intercerebralis. Los axones de las células que se encuentran en esta zona se decusan, forman un quiasma y salen del ganglio cefálico formando dos nervios denominados corpori cardiaci I. Los axones de las células neurosecretoras que se encuentran situadas lateralmente a la zona de para intercerebralis, viajan sin decusarse en forma de dos nervios denominados corpori cardiaci II. Mediante estos dos pares de nervios las neurohormonas llegan a corpora cardiaca. El conjunto formado por corpora cardiaca y allata se conoce como el complejo retrocerebral y presenta diferentes características morfológicas según la especie. Las células neurosecretoras y corpora cardiaca pueden distinguirse por su color azul pálido. La localización de las glándulas ecdisiales es distinta en los diferentes órdenes de insectos. Estas glándulas excepto en los apterigotas desaparecen en la etapa adulta. 2. MATERIAL: 2.1. Reactivos: Eter etílico Ringer insecto

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Fijador de Bouin acuoso 2.2. 2.3.

Equipo: Microscopio estereoscopio Material Biológico: Periplaneta americana Spodoptera frugiperda (larva)

3. METODOLOGIA: 3.1. Componentes del sistema endocrino de insectos: Fijar el insecto (cucaracha o larva) a la placa Petri previamente anestesiado con éter; No dañar la región cefálica. Sumergirlo en solución Ringer insecto. Desgarrar la membrana del cuello y localizar el ganglio cefálico. Observar que para intercerebralis presenta un color azuloso más claro típico de la neurosecreción. Localizar los nervios corpori cardiaci I y moverlos con la pinza. Se verá que corpora cardiaca (órgano neurohemal) presenta la misma coloración que las células neurosecretoras. En lepidópteros corpora cardiaca son dos órganos independientes y en cucarachas están fusionadas. Practicar en la larva de lepidóptero una incisión media dorsal a todo lo largo de la región torácica. Añadir unas gotas de fijador de Bouin acuoso y se observará sobre los primeros troncos traqueales transversos (detrás de la cápsula cefálica), unas estructuras en forma de racimos de uvas que son las glándulas ecdiasiales. 3.2.

Control endocrino de la metamorfosis: Dividir las larvas en dos grupos: un grupo se opera y el otro queda como control. Anestesiar las larvas de S. frugiperda tratando de que no tenga contacto directo con el éter. No dejarlo en la atmósfera de éter por un período mayor de 5 min. Colocar el insecto anestesiado en la placa Petri con parafina. Sumergir la larva fijada en Ringer insecto. Localizar la membrana del cuello y levantarla con una pinza para desgarrarla y localizar el ganglio cefálico y los nervios corpori cardiaci I. Retirar el complejo retrocerebral por los nervios. Retirar el insecto de la placa Petri, secarlo y mantenerlo en una placa Petri limpia. Suministrarle el alimento(hojas de maíz)a las 24 h Cambiar el alimento diariamente. Revisar la placa a diario para ver si el animal a mudado. Comparar el tamaño de los animales operados y los controles. Analizar las alteraciones sobre la metamorfosis.

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ELECTROENCEFALOGRAMA

INTRODUCCION: Las células del sistema nervioso, al igual que el resto de las células de nuestro organismo, muestran una serie de fenómenos eléctricos característicos. La corteza cerebral, constituida por una extensa colección de neuronas y células de glía, muestra una actividad eléctrica continua, no uniforme, constituida por oscilaciones más o menos rítmicas de los potenciales eléctricos observables sobre toda la superficie cortical; sobre esta actividad constante se superponen una serie de respuestas, más localizadas, constituidas por potenciales de mayor intensidad que están asociados al aumento de actividad de los sistemas receptores. El primer tipo de manifestación eléctrica obedece a potenciales eléctricos originados de manera espontánea, en el sentido de que se desconoce su origen exacto (potenciales espontáneos), mientras que el segundo tipo de actividad corresponde a potenciales inducidos por una estimulación de tipo sensorial (potenciales evocados). Aunque la existencia de potenciales a nivel de cerebro era conocida hace más de un siglo, fue el psiquiatra alemán Hans Berger quien, en 1929, demostró haber conseguido registrar por primera vez la actividad eléctrica del cerebro humano mediante el empleo de electrodos conectados al cuero cabelludo. (Berger estuvo realizando sus registros en el más absoluto secreto, durante 5 años, empleando en muchos de sus ensayos a su propio hijo, antes de publicar sus observaciones en 1929). El trazado obtenido, constituido por ondas de amplitud y frecuencia características, se denomina electroencefalograma (EEG), habiendo sido demostrada ya por Berger su utilidad como medio para evaluar el estado funcional, normal o patológico, del cerebro humano (fig.55). La actividad eléctrica espontánea del cerebro que se observa en un registro electroencefalográfico no es debida a la simple adición de los potenciales de acción de los millones de neuronas que integran el cerebro; por el contrario, como se sugieren ciertos datos experimentales, parece que los cambios rítmicos del electroencefalograma se correlacionan más bien con oscilaciones de los potenciales dendríticos de grandes poblaciones neurales, las cuales estarían sometidas a la regulación de la formación reticular, que actuaría como marcapaso. Los potenciales eléctricos del cerebro humano son muy débiles, del orden de los 50 uV (los del corazón son de intensidad aproximadamente diez veces mayor); por este motivo, dichos potenciales deben ser ampliados considerablemente para poder ser registrados y analizados. Esto se consigue con el empleo de un aparato especial, denominado electroencefalógrafo, que permite amplificar las señales eléctricas captadas a nivel de la superficie craneal, a la vez que elimina o filtra los potenciales eléctricos cuya frecuencia no esté comprendida dentro de los límites mostrados normalmente por la actividad eléctrica cerebral.

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El registro electroencefalográfico constituye hoy una técnica perfectamente establecida, totalmente inocua para el sujeto explorado, y representa un tipo de exploración básica para el estudio de los pacientes en los que se sospecha una alteración encefálica producida por lesión o enfermedad cerebral o por perturbacioes en el estado general del individuo. OBJETIVOS En esta práctica se pretende conseguir los siguientes objetivos: 1. Comprobar la existencia de actividad bio-eléctrica a nivel del cerebro e iniciarse en las técnicas del registro electroencefalográfico. 2. Analizar las principales características del electroencefalograma normal, en el adulto. 3. Verificar la importancia y utilidad del electroencefalograma para el diagnóstico y evaluación de diversos estados patológicos. 4. Observar la realización de las principales pruebas de estimulación empleadas en el estudio funcional del sistema nervioso central, comprobando los cambios inducidos en los potenciales espontáneos y la aparición de diversos tipos de potenciales evocados. MATERIAL El componente básico del sistema de exploración es el electroencefalografo, aparato capaz de detectar, ampliar y registrar las diferencias de potencial existentes entre dos puntos de la superficie o del interior del cráneo o bien entre uno de estos puntos y un punto o electrodo de referencia. El electroencefalógrafo consta, esencialmente de los siguientes elementos: 1. Electrodos de registro La actividad eléctrica del cerebro se explora a nivel del cuero cabelludo por medio de electrodos metálicos, habitualmente de plata. 2. Sistema de amplificación Los débiles potenciales recogidos por los electrodos son amplificados por un dispositivo que, con un mínimo de distorsión, incrementa considerablemente el tamaño de las señales eléctricas. Debido a su pequeña intensidad, los potenciales bioeléctricos cerebrales podrían ser fácilmente eclipsados por potenciales procedentes de otras fuentes, como la red de suministro eléctrico, otros aparatos eléctricos contiguos, potenciales originados a nivel de los músculos del propio individuo explorado, etc. Con objeto de superar estas limitaciones, el sistema de amplificación está provisto de una serie de circuitos que aumentan las señales que muestran una diferencia de potencial a nivel de los dos electrodos de registro (no hay coincidencia de fase entre las señales de entrada), al paso que atenúan las señales eléctricas que, con relación a tierra, presentan el mismo potencial en ambos electrodos (hay coincidencia de fase en las señales de entrada, dado que ambas proceden de la misma fuente).

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3. Sistema de filtrado de frecuencias La frecuencia de las ondas correspondientes a la actividad eléctrica cerebral puede oscilar entre 0.5 y 45 ciclos por segundo. Con objeto de eliminar las interferencias no deseables, el aparato dispone de un sistema de filtrado que permite solamente el paso de un espectro de frecuencias comprendidas entre 1 y 35 c/s. 4. Sistema de inscripción Las señales recogidas a nivel del cuero cabelludo y elaboradas por el aparato pasal, finalmente, a través de un sistema de galvanómetros, los cuales, de acuerdo con el potencial recibido, oscilan en grado variable; las oscilaciones o cambios experimentados por los galvanómetros son transmitidos a sendas plumillas de inscripción que se mueven sobre un papel o cinta de registro. El papel de registro se desplaza a una velocidad constante, prefijada, siendo las velocidades más utilizadas en la práctica las de 15 y 30 mm/seg. PROCEDIMIENTO Preparación para el registro Para que el registro electroencefalográfico sea de utilidad, es preciso evitar que la persona que hay que explorar lleve muchas horas sin haber ingerido alimento, dado que la hipoglucemia relativa puede modificar el patrón encefalográfico normal. Asimismo, la exploración electroencefalográfica puede ser poco fiable si el sujeto se halla bajo fuerte tensión mental o emocional, o bien bajo los efectos de sedantes o tranquilizantes. Con objeto de evitar artefactos y facilitar el contacto entre el metal y los tejidos, la piel subyacente al lugar de la aplicación de cada uno de los electrodos se limpia por medio de un disolvente de las grasas, con lo cual se arrastra la materia sebácea; para mejorar la conducción eléctrica se coloca una pequeña cantidad de pasta conductora (constituida habitualmente por una suspensión o gel que contiene cloruro sódico o potásico) entre la superficie del electrodo y la piel ya limpia. Los electrodos se mantienen en posición por medio de un casquete o de una serie de cintas de goma aplicadas sobre el cráneo. Disposición de los electrodos El número de electrodos empleados y su colocación varían en función del tipo de exploración clínica planteada, así como del propio criterio personal. No obstante, tiende a seguir una normativa establecida internacionalmente, de manera que pueda explorarse simétricamente todas las áreas cerebrales (fig. 56). Sobre la superficie cerebral pueden colocarse hasta 32 electrodos distintos, si bien los utilizados en la exploración clínica son, habitualmente, los siguientes: Dos frontales (FPl y FP2) Dos temporales (T3 y T4) Dos occipitales (C3 y C4) Uno a nivel del vértex (CZ) El lóbulo de la oreja, el cartílago de la nariz o la protuberancia mastoidea son puntos adecuados para la colocación de electrodos de referencia.

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De acuerdo con el montaje y conexión de los electrodos pueden obtenerse los siguientes tipos de registro: 1. Registro o derivaciones monopolares en cuyo caso se registra el potencial eléctrico de una zona en relación con un punto común indiferente que recibe el nombre de electrodo de referencia. 2. Registros o derivaciones bipolares obtenidas cuando se registra la diferencia de potencial existente entre dos electrodos situados en dos zonas bioeléctricamente activas. OBSERVACION Si bien esta práctica se centra fundamentalmente en torno al estudio del registro encefalográfico de un adulto en estado de vigilia, se analizarán también las características del EEG durante el sueño. Vigilia El estudio de la actividad eléctrica cerebral registrada a través del cuero cabelludo en un sujeto adulto revela la existencia, en estado de vigilia, de un continuo aspectro de frecuencias comprendido entre los 4-5 c/s y los 40-45 c/s, frecuencias que se suceden e intercalan de forma gradual y continua. La división de este espectro de frecuencias, permite distinguir los siguientes tipos de ritmos electroencefalográficos (tabla 19 y fig.57) Ritmo alfa (8-13 c/s) Se obsesrva únicamente cuando el sujeto está en reposo, inactivo mentalmente y con los párpados cerrados. Predomina especialmente en las regiones occipital y frontal, si bien en algunos adultos se observa en todas las áreas.

Ritmo

Frecuencia

Voltaje (ciclos / segundo)

Beta Alfa Theta Delta

14 - 25 8 - 13 4 -7 0.5- 3

5 - 20 10- 150 10- 200 50- 300

(microvoltios)

Se organiza en forma de husos sinusoidales que pueden sufrir oscilaciones de amplitud (voltaje). De acuerdo con su distribución e incidencia, refleja el grado de maduración neuronal alcanzado por el individuo. En muchos mamíferos se observa un ritmo parecido, siendo en general más rápido que en el hombre. Ritmo beta (14-25 c/s) Más irregular que el ritmo alfa en frecuencia y amplitud, es un ritmo asociado a la presencia de actividad psicofísica.

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En condiciones fisiológicas se localiza con preferencia en las regiones rolándicocentrales (áreas premotoras y sensitivas); raramente difunde a las demás áreas cerebrales, salvo en el caso de administración de ciertos fármacos. Corresponde a un ritmo inmaduro, que se observa especialmente en los niños hasta la edad de 5-7 años también, durante el sueño, en el adulto. Progresivamente, a medida que el individuo madura, va siendo sustituido por el ritmo alfa. Se localiza fundamentalmente a nivel de las regiones occipital y, sobre todo, temporal. La persistencia de ritmo theta a nivel temporal puede observarse en cierto número de adultos jóvenes sin que se considere indefectiblemente como patológica, aunque sí como signo de un moderado déficit madurativo. Ritmo delta (0,5-3 c/s) Representa, fundamentalmente, un ritmo de sueño tanto en el adulto como en el niño. Su aparición durante el estado de vigilia traduce, casi siempre, una situación patológica. El electroencefalograma normal, en condiciones de vigilia, en un individuo en reposo, relajado y con los ojos cerrados, muestra un ritmo alfa, de distribución algo asimétrica, que se observa de manera más marcada en las regiones occipital y parietal. Las correspondientes ondas muestran oscilaciones espontáneas en su amplitud y desaparecen rápidamente cuando el individuo abre los ojos o fija su atención en alguna cosa. En los registros correspondientes a la región frontal se pueden apreciar, además, ondas de mayor frecuencia y menor amplitud, correspondientes al ritmo beta. Sueño La iniciación del período de somnolencia va asociada a la desaparición del ritmo alfa, que es sustituido por frecuencias más lentas, es decir, por ondas de menor frecuencia y mediana amplitud. El sueño moderadamente profundo puede reconocerse por la presencia de ondas de mayor amplitud, cuyas frecuencias oscilan entre 1 y 4 c/s. Intercalado entre estas ondas, aparecen los denominados husos de sueños compuestos por ondas repetitivas, que tienen una frecuencia de 9-13 c/s; duran de 0,5 a 5 segundos y aparecen a intervalos de 5-15 segundos. Por lo general, tanto los husos como las ondas lentas tienen una distribución topográfica más extensa que las del sueño ligero. El sueño profundo se caracteriza por una actividad lenta de 0,5 a 2 c/s y de gran amplitud (ondas delta); dichas ondas aparecen, por lo general, sincrónicamente en todas las regiones de la cubierta craneal. Las ondas lentas del sueño son a veces reemplazadas por otras parecidas a las del período de vigilia; sin embargo, el sueño no sólo no se interrumpe, sino que incluso está elevado el umbral necesario para conseguir despertar al individuo por medio de estímulos sensoriales. Debido a estas características, este período recibe el nombre de sueño paradójico; durante este período se producen movimientos erráticos de los ojos, lo que ha motivado que se le denomine también fase de sueño con movimientos rápidos de los ojos o sueño REM (rapid eye movements). Parece que en esta etapa tienen lugar los fenómenos oníricos (ensueños)(fig.58). Pruebas de estimulación 1. Apertura y cierre de los ojos

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Por medio del simple mecanismo de abrir los ojos se observa que el ritmo alfa, característico del registro encefalográfico del adulto en estado vigil y con los ojos cerrados, desaparece del trazado, siendo reemplazado por un tipo de actividad irregular, desincronizada, de bajo voltaje. Este fenómeno recibe el nombre de respuesta de paro, bloqueo alfa o desincronización del trazado. Este tipo de respuesta puede obtenerse, incluso con los ojos cerrados, por medio de la estimulación ambiental o verbal, o cuando se exige un esfuerzo mental por parte del sujeto explorado (p.ej., la realización de una pequeña operación aritmética). La persistencia del ritmo alfa al abrir los ojos indica un ritmo anómalo, un déficit en la integración neuronal o una falta importante de visión (fig. 59). 2. Hiperpnea El aumento de la frecuencia y de la profundidad de los movimientos respiratorios durante un período de unos 3 minutos da lugar a una alcalosis respiratoria y, secundariamente, a una reducción del flujo sanguíneo cerebral, lo que conlleva, paradójicamente, una hipoxia del tejido cerebral y un aumento de la excitabilidad neuronal. Esta prueba es particularmente importante porque permite descubrir, sobre un trazado aparentemente normal, alteracione de tipo epiléptico o anomalías de carácter focal o difuso. 3.

Estimulación sensorial

La aplicación de estímulos sensoriales (acústicos, visuales, etc.) da lugar a la aparición de un tipo de actividad eléctrica provocada, caracterizada por la presencia de potenciales de frecuencia inferior a los observados en condiciones espontáneas. Así, a los 20-30 mseg de la aplicación de un estímulo luminoso intenso, en forma de destellos de luz, se observan cambios en el patrón electroencefalográfico correspondiente a la región occipital, apareciendo un tipo de potenciales que reciben el nombre de "potenciales evocados". El patrón de distribución de este tipo de ondas es similar en todos los individuos y alcanza su mayor amplitud en las regiones frontal posterior y parietal anterior, reduciéndose de intensidad a medida que se aleja de estos puntos. En este tipo de respuestas se observa el fenómeno de la habituación; la aplicación repetida de un mismo tipo de estímulo, a intervalos de varios segundos, va seguida de una reducción rápida y progresiva en la amplitud de los potenciales evocados hasta llegar a su casi total extinción. Cuando más largo es el intervalo entre estímulos, mayor es la probabilidad de obtener una respuesta adecuada. El registro de los potenciales evocados en respuesta a diversos tipos de estímulos (luminosos, sonoros, mecánicos, gustativos, olfativos, etc.) permite comprobar: a) El adecuado funcionamiento del correspondiente órgano sensorial, b) La existencia de alteraciones en la transmisión de la información sensorial hacia los centros superiores, cerebrales. Así, si los potenciales evocados en respuestas a un estímulo luminoso se hallan presentes en uno de los hemisferios, pero no en el otro, hay que pensar en la existencia de una lesión que impide la normal comunicación entre el tálamo y el lóbulo occipital del lado que muestra la alteración, c) La existencia de un estado de irritabilidad o excitabilidad anormal, manifestada por una diseminación de la respuesta eléctrica a la totalidad de la corteza cerebral, con aparición de ondas anómalas.

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Aplicaciones clínicas del registro electroencefalográfico El electroencefalograma puede estar alterado en una gran diversidad de situaciones o enfermedades que comprometen el estado funcional del sistema nervioso central. La valoración de los cambios observados debe hacerse en relación con la historia clínica del paciente. En este sentido, el registro electroencefalográfico, además de su importancia como elemento diagnóstico, es también útil como exploración indicativa para valorar la evolución y el grado de afectación del sistema nervioso central en diversos procesos patológicos. El registro electroencefalográfico más llamativo corresponde a aquel en el cual no se observa, en absoluto, ondas u oscilaciones, apareciendo una línea isoeléctrica, plana, expresión de silencio eléctrico cerebral. En estas circunstancias, la actividad eléctrica de la corteza cerebral, registrada sobre el cuero cabelludo, muestra un potencial inferior a los 2 uV o no existe en absoluto; habitualmente va asociada a hipoxia o isquemia cerebral. Si este tipo de registro persiste por espacio de 6 horas o más, el individuo está en coma irreversible y clínicamente muerto, aunque las funciones vegetativas se mantengan de manera asistida.

Prácticas de Fisiología

Durante las crisis convulsivas que acompañan el ataque epiléptico (grand mal y petit mal) aparecen notables alteraciones en el electroencefalograma (fig.60 y 61). En los ataques de petit mal, que corresponden a períodos o fases o "ausencias", caracterizados por la pérdida momentánea de la capacidad para reaccionar, aparecen descargas difusas, rítmicas, con una morfología mixta, compuesta por dobletes que se superponen a ondas redondeadas, lentas (morfología puntas/onda). Las crisis convulsivas del grand mal corresponden a ataques epilépticos en los cuales aparecen convulsiones generalizadas, con contracciones tónico-clónicas,precedidas por un "aura"; en estos casos el registro electroencefalográfico muestra una gran cantidad de puntas rítmicas, generalizadas, con una frecuencia de descarga superior a las asociadas con el petit mal. Es importante tener en cuenta que, durante los períodos entre crisis, un porcentaje importante de los pacientes (entre el 20 y el 40%) muestran un registro electroencefalográfico prácticamente normal. Las crísis epilépticas se caracterizan por ser espontáneas, episódicas, recurrentes y paroxisticas. En la epilepsia existe un foco, un conjunto de neuronas, cuya despolarización sincrónica determina la aparición de una serie de ondas agudas, o puntas, en el electroencefalograma. Diversos factores pueden provocar crísis convulsivas parecidas a las del ataque epiléptico, que, a diferencia de estas últimas, remiten espontáneamente al no existir un mecanismo que las perpetúe. En un 90% de los pacientes con tumores cerebrales aparecen alteraciones electroencefalográficas, cuyas características dependen del tipo y localización del tumor. La existencia de un electroencefalograma normal y de un scanning normal excluye la presencia de un tumor, o un absceso, supratentorial. El registro electroencefalográfico es anormal en casi todos aquellos casos en los que existe alguna reducción o limitación en el grado de conciencia. En general, cuanto mayor es la afectación de la conciencia, más alterado se halla el electroencefalograma.

tor: Blgo. Victor Carbajal Z.