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- BIOLOGIE CELLULAIRE GUIDE DES TRAVAUX PRATIQUES

Flavia RUXANDA Adrian Florin GAL Viorel MICLĂUȘ

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e-ISBN 978-973-744-631-2

Director editură – Șef lucr. dr. Dan VODNAR

Referenţi ştiinţifici: Prof. dr. Cornel Cătoi Universitatea de Ştiinţe Agricole şi Medicină Veterinară Cluj-Napoca Prof. dr. Liviu Ioan Oana Universitatea de Ştiinţe Agricole şi Medicină Veterinară Cluj-Napoca

Materialul didactic a fost prezentat în şedinţa Departamentului Facultăţii de Medicină Veterinară la data de 13.09.2017 şi aprobat în Consiliul Didactic în noiembrie 2017.

Editura AcademicPres Universitatea de Ştiinţe Agricole şi Medicină Veterinară Cluj-Napoca Calea Mănăştur, nr. 3, 400372 Cluj-Napoca Tel. 0264-596384 Fax. 0264-593792 E-mail: [email protected]

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Table des matières ACTIVITÉ DE LABORATOIRE N°1 ...................................................................................... 5 Description du microscope optique ........................................................................................ 5 ACTIVITÉ DE LABORATOIRE N°2 ...................................................................................... 8 Aspects de base concernant la microscopie optique et l'examen d’échantillons ................... 8 ACTIVITÉ DE LABORATOIRE N°3 .................................................................................... 11 Technique histologique ........................................................................................................ 11 Préparation permanente .................................................................................................... 11 Interprétation d'une image microscopique ........................................................................... 13 ACTIVITÉ DE LABORATOIRE N°4 .................................................................................... 17 Evaluation: microscope et technique histologique ............................................................... 17 ACTIVITÉ DE LABORATOIRE N°5 .................................................................................... 18 Formes cellulaires remarquées en histologie ....................................................................... 18 ACTIVITÉ DE LABORATOIRE N°6 .................................................................................... 22 Types et formes nucléaires (cytomorphologie) .................................................................... 22 ACTIVITÉ DE LABORATOIRE N°7 .................................................................................... 27 Expansions membranaires permanentes (cytomorphologie)................................................ 27 ACTIVITÉ DE LABORATOIRE N°8 .................................................................................... 32 Organites cellulaires – réticulum endoplasmique, appareil de Golgi, mitochondries .......... 32 ACTIVITÉ DE LABORATOIRE N°9 .................................................................................... 38 Inclusions intracellulaires ..................................................................................................... 38 ACTIVITÉ DE LABORATOIRE N°10 .................................................................................. 43 Inclusions intracellulaires (suite), cytosquelette cellulaire et jonctions d'ancrage ............... 43 ACTIVITÉ DE LABORATOIRE N°11 .................................................................................. 49 Endocytose et exocytose ...................................................................................................... 49 ACTIVITÉ DE LABORATOIRE N°12 .................................................................................. 53 Division cellulaire (mitose) et apoptose ............................................................................... 53 ACTIVITÉ DE LABORATOIRE N°13 .................................................................................. 60 Révision des lames histologiques, des artefacts qui apparaissent dans les échantillons histologiques et des lames supplémentaires ......................................................................... 60 BIBLIOGRAPHIE ............................................................................................................. 65

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BIOLOGIE CELLULAIRE - TRAVAUX PRATIQUES -

Nom d'étudiant

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ACTIVITÉ DE LABORATOIRE N°1

Description du microscope optique Le microscope binoculaire permet l'examen avec les deux yeux. Il se compose de 3 parties: la partie mécanique, la partie optique et le système d'illumination. La partie mécanique du microscope est représentée par le pied, la colonne, la platine et le tube. Le pied du microscope (socle) confère stabilité grâce à sa forme et son poids, et il soutient également les autres composants. Sa forme est approximativement rectangulaire et à l'intérieur, il contient la source lumineuse et certains des dispositifs qui transmettent le faisceau vers l'avant. Sur la partie latérale du pied du microscope, il y a un bouton "on/off"et un autre qui ajuste l'intensité du faisceau sur une échelle de 1 à 6. La colonne du microscope (potence, statif, poignée) sert de support à la platine du microscope et au système optique. Elle est ancrée au pied du microscope. Sur les côtés latéraux de la colonne se trouvent les vis macrométriques et micrométriques, placés tous deux sur le même axe. La vis macrométrique permet un mouvement vertical rapide (visible macroscopiquement) de la platine du microscope (haut et bas). En utilisant la vis macrométrique, l'examinateur obtient une image brute, qui nécessite un réglage supplémentaire, en utilisant la vis micrométrique. La vis micrométrique améliore significativement la qualité de l'image en déplaçant lentement la table du microscope (haut et bas), mouvement qui ne peut être observé grossièrement (non visible macroscopiquement). La platine du microscope est attachée à la colonne, et elle se compose de deux plaques métalliques superposées. La plaque inférieure est fixe, tandis que celle supérieure est mobile (surplatine). La première peut être déplacée vers l'avant et vers l'arrière en utilisant des boutons spécifiques (vis de guidage). Dans la région centrale de la platine, se trouve l'ouverture annulaire, qui permet le passage du faisceau lumineux à la lame microscopique (échantillon histologique). La platine présente un support métallique (valets, chariot) dans la partie supérieure qui stabilise l’échantillon pour un meilleur examen. Au-dessous de la platine microscopique (le côté droit) il y a deux boutons placés sur le même axe (qui permettent le mouvement vers l'avant et latéral de l’échantillon) – commande du chariot. Celles-ci sont nécessaires pour pouvoir examiner correctement la lame.

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La vis de réglage du condenseur est située sous la platine microscopique permettant son mouvement vers le haut et vers le bas. En conséquence, la quantité de rayons lumineux envoyée à l’échantillon peut être changée. Le tube du microscope est interposé entre les objectifs et les prismes. Son partie inférieure vient en contact avec le revolver (pièce tournante, tourelle porte-objectif), ce qui permet d'apporter différents objectifs dans l'axe optique par rotation. La partie supérieure du tube se fixe au prisme. La partie optique a la structure suivante: objectifs, oculaires et système de prismes. En général, le nombre d'objectifs est de 4 et ils sont montés sur le revolver. A l'intérieur de chaque objectif se trouve un système de lentilles. Il y a des objectifs "secs" (c'est-à-dire que l'air est interposé entre la lame microscopique et la première lentille de l'objectif) et des objectifs "humides" (qui utilisent différents liquides pour obtenir l'image). Les objectifs secs ont les capacités de grossissement suivantes: 4x, 10x et 40x. Le dernier objectif (100x) est un objectif humide, qui est immergé dans un liquide visqueux pour obtenir l'image. Les deux oculaires sont en fait des tubes avec des lentilles à l'intérieur; ceux-ci sont placés dans la partie supérieure du microscope. Ils ont différentes capacités de grossissement, mais le plus souvent 10x. La distance inter-pupillaire peut être ajustée en fonction de chaque personne. De plus, l’oculaire gauche peut être tourné pour correspondre aux anomalies oculaires, spécifiques pour chaque personne. Le système des prismes prend l'image de l'objectif et le distribue vers les deux oculaires, à l'aide de prismes déviants. Ils confèrent également une image microscopique binoculaire précise. Le degré de grossissement du microscope peut être obtenu en multipliant les capacités de grossissement de l'objectif et de l'oculaire: 40 (objectif) x 10 (oculaire) = 400x. Le système d'illumination se compose de la source de lumière et des composants qui transmettent le faisceau vers l'avant. La source de lumière est représentée par une ampoule halogène de 6V et 20W. Les structures qui transmettent le faisceau lumineux vers l'avant sont représentées par toutes les composantes que le faisceau rencontre dans son trajectoire. Le collecteur est la première structure qui réoriente la lumière dispersée qui provient de l'ampoule. Son but est de disposer la lumière diffusée en rayons parallèles, qui sont dirigés à travers une fenêtre placée dans la partie supérieure du pied du microscope. Le fascicule des rayons arrive ensuite au diaphragme d'ouverture (qui peut changer le calibre), puis au condenseur. Le condenseur se ~6~

compose de deux lentilles, qui concentrent la lumière dans un point sur l’échantillon microscopique. A partir de ce moment, le faisceau passe à travers l’échantillon microscopique et puis dans l'objectif pour générer l'image microscopique. Activité de laboratoire Les étudiants doivent:  identifier et étiqueter toutes les parties du microscope sur la figure ci-dessous (Fig. 1).

Fig. 1. Le microscope optique (Olympus CX22). Mots-clés  microscope optique;  pied du microscope (socle);  colonne (potence, statif, poignée, bras);  vis macrométrique;  vis micrométrique;  platine du microscope;  vis de rélage du condenseur;  tube optique;  revolver (pièce tournante, tourelle porte-objectif);  objectifs;  oculaires;  système des prismes;  diaphragme d'ouverture;  condenseur.

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ACTIVITÉ DE LABORATOIRE N°2 Aspects de base concernant la microscopie optique et l'examen d’échantillons Les microscopes sont des outils essentiels dans les disciplines biologiques. Il y a deux types élémentaires de microscope optique: le microscope composé et le microscope stéréoscopique. Le microscope composé est utilisé pour inspecter le matériel cellulaire et offre un degré d'agrandissement jusqu'à 400x. L'échantillon de tissu doit être translucide. Le microscope stéréoscopique est utilisé pour analyser des structures entières en trois dimensions. La caractéristique principale de tout ensemble de lentilles est son pouvoir de résolution. Le pouvoir de résolution d'un système de lentilles est la distance la plus petite séparant deux éléments qui peuvent être observés par le système de lentilles (c'est-à-dire que les deux objets peuvent être observés comme deux éléments distincts plutôt qu'un seul). Par exemple, la plupart des gens sont capables de voir deux lignes parallèles minces s'ils sont séparés par 0,1 mm. Si les deux lignes sont plus rapprochées nous les voyons comme une ligne solitaire. Par conséquent, le pouvoir de résolution de l'œil humain est d'environ 0,1 mm. Cependant, le pouvoir de résolution d'un microscope optique est d'environ 0,0002 mm. En général, la plupart des microscopes optiques sont munis avec trois objectifs qui magnifient 4x, 10x et 40x. Les oculaires ont généralement un grossissement de 10x. Les étapes préparatoires à l'examen d'un échantillon sont les suivantes:  Ajustez l'intensité du faisceau au niveau 3;  Mettez le bouton ON/OFF sur la position ON;  Abaissez la platine de microscope pour un meilleur accès;  Placez l'échantillon avec la lamelle vers le haut et immobilisez l'échantillon avec les

valets;  Centrez la section colorée au-dessus du point lumineux en utilisant les deux boutons

situés dans le côté droit du microscope (qui permettent le mouvement vers l'avant et vers l'arrière de l'échantillon histologique);  Apporter l'objectif 4x dans l'axe optique en tournant le revolver (pièce tournante,

tourelle porte-objectif) dans le sens des aiguilles d'une montre. Le microscope est prêt à examiner avec les objectifs suivants: 4x, 10x, 40x. L'objectif 100x est utile dans des situations particulières.

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Obtention de l'image microscopique Chaque fois que nous examinons un échantillon, il est nécessaire de commencer par l'objectif 4x, suivi par les autres objectifs. Obtention de l'image avec objectif 4x En regardant latéralement la lame (pas dans les oculaires), elevez la platine du microscope dans la position la plus haute à l'aide de vis macrométrique. Maintenant, en regardant dans les oculaires, déplacez la table du microscope vers le bas (lentement!!!), jusqu'à obtenir l'image de base. Ensuite, ajustez l'image avec la vis micrométrique (mise au point fine). À partir de ce moment, il suffit d'utiliser la vis micrométrique. Lorsque l'image est claire, examinez l'échantillon à l'aide des boutons qui déplacent (latéralement et avantarrière) la platine microscopique, pour une inspection complète de la lame. En permanence lors de l'examen des échantillons, l'image doit être améliorée à l'aide de vis micrométrique. Cependant, lors de l'examen, une main doit être maintenue sur la vis micrométrique, tandis que l'autre sur les boutons qui déplacent la platine (c'est-à-dire latéralement et avant-arrière). Obtention de l'image avec objectif 10x Sans modifier l'image obtenue avec l'objectif 4x, tournez le revolver pour amener l'objectif 10x dans l'axe optique. En utilisant la vis micrométrique, ajustez et améliorez la qualité de l'image. Si nécessaire, augmentez l'intensité du faisceau à l'aide du bouton qui ajuste l'intensité de la lumière. Obtention de l'image avec objectif 40x Sans modifier l'image obtenue avec l'objectif 10x, tournez le revolver pour amener l'objectif 40x dans l'axe optique. En utilisant la vis micrométrique, ajustez et améliorez la qualité de l'image. Il est interdit d'utiliser la vis macrométrique (il est possible de briser la lame). Si nécessaire, augmentez l'intensité du faisceau à l'aide du bouton qui ajuste l'intensité de la lumière. À la fin de l'examen, tournez le revolver au point où aucun objectif ne se trouve pas dans l'axe optique. En utilisant la vis macrométrique, abaissez la platine et retirez la lame. Chaque fois que vous commencez l'examen d’échantillons, utilisez l'objectif 4x.

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Attention!!!  La lame doit toujours être placée avec la lamelle vers le haut;  Après avoir obtenu l'image avec l'objectif 4x, n'utilisez pas la vis macrometrique;

pour les autres objectifs (10x, 40x), seulement la vis micrométrique doit être utilisé;  Si, au cours de l'examen des échantillons, vous avez perdu l'image, commencez

toute l'opération dès le début (c'est-à-dire en utilisant l'objectif 4x); n'essayez pas de régler l'image à l'aide de vis macrométrique;  N'utilisez pas la vis macrométrique pour les objectifs suivants: 10x, 40x, 100x (il est

possible de briser la lame).

Activités de laboratoire Les étudiants doivent:  pratiquer toutes les manœuvres décrites, avant d'utiliser le microscope et les

échantillons fournies;  prouver au professeur responsable qu’ils ont obtenu des images microscopiques

avec des objectifs 4x, 10x et 40x;  examiner l’échantillon en ajustant en permanence l'image microscopique; poser

autant de questions que possible sur les structures rencontrées dans le tissu évalué;  retirer la lame examinée et examiner une autre en suivant les étapes de cette leçon;

évaluer un certain nombre d’échantillon pour améliorer la technique d'examen et acquérir de l'expérience en suivant les étapes.

Mots-clés  microscope optique;  microscope composé;  microscope stéréoscopique;  échantillon de tissu;  agrandissement;  échantillon microscopique;  examen d’échantillons.

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ACTIVITÉ DE LABORATOIRE N°3

Technique histologique

L'examen d'un échantillon biologique (un petit fragment d'un tissu ou d'un organe) à l'aide du microscope est possible en créant une lame histologique adéquate. Une lame microscopique doit répondre aux conditions suivantes:  être transparent afin que la lumière puisse le traverser;  être préservé pendant une longue période de temps.

Il y a 2 types de préparations microscopiques: fraîche et permanente.

Préparation permanente L'examen histologique des cellules, des tissus et des organes est possible sur ce type de lames. Ils ont divers avantages, tels que: conservent les structures tissulaires, ont un contraste supérieur et peuvent être conservés pendant une longue période de temps. Pour obtenir la lame permanente, un processus complexe à plusieurs étapes est nécessaire: prélèvement d'échantillons, fixation, lavage de l'échantillon (et décalcification si nécessaire), inclusion, sectionnement, coloration et montage. Les deux premières étapes sont très importantes et tout le personnel vétérinaire devrait les connaître; seuls les pathologistes spécialisés doivent connaître les autres étapes. Prélèvement d'échantillons C'est le processus par lequel les tissus sont récoltés à partir d'animaux vivants ou de cadavres. Des blocs tissulaires (c'est-à-dire des échantillons de tissus ayant une dimension inférieure à 1 cm) peuvent être obtenus par biopsie (échantillonnage diagnostique), excision chirurgicale ou dissection post-mortem. L'échantillon est coupé dans la taille et la configuration correctes avant la fixation et la coupe avec le microtome. L'échantillon est habituellement coupé en plusieurs sections. Afin d'éviter une détérioration structurelle, les échantillons post-mortem doivent être récoltés dès que possible pour diminuer la distorsion des tissus. Afin de parvenir à un prélèvement correct de l'échantillon, il est essentiel de respecter certaines règles de base:  Utilisation d'outils adéquats et tranchants pour éviter la destruction des tissus.

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 Lorsque les échantillons prélevés sur les cadavres sont recueillis, l'opération doit

être réalisée très rapidement après la mort afin d'éviter les modifications post-mortem.  Les échantillons récoltés doivent être représentés par des coups de tissu de 5 mm,

qui permettent l'entrée de la substance de fixation (par exemple, le formol) dans l'échantillon.  Lorsque des lésions évidentes sont visibles à la surface du tissu récolté, la procédure

de récolte doit inclure à la fois la lésion et le tissu normal voisin.  Les organes qui subissent des altérations post mortem rapides doivent d'abord être

récoltés (c'est-à-dire les glandes endocrines, la muqueuse gastrique et intestinale, le système nerveux, les testicules, les reins, etc.).  Immédiatement après la récolte de l'échantillon, les coupes de tissu doivent être

immergées dans un fixateur (pièce par pièce). Fixation Puisque les cellules et les tissus sont chimiquement et physiquement instables (et aussi parce que les procédures histologiques suivantes peuvent détruire le tissu), les tissus doivent être stabilisés et conservés pour minimiser les changements structurels et chimiques. En conséquence, la fixation a le rôle d'interrompre les processus cellulaires et tissulaires et de maintenir leur structure. La fixation préserve la structure cellulaire et maintient la répartition des organites. La fixation doit avoir lieu rapidement pour inhiber la libération des enzymes (présentes dans les cellules mortes) capables de digérer les composants tissulaires. Si la dégradation des tissus se produit (c'est-à-dire une dégénérescence post-mortem), les détails microscopiques ne sont pas appropriés pour le diagnostic. Les fixateurs conservent également un certain nombre de macromolécules (par exemple des glucides, des lipides, etc.) qui seraient autrement perdues lors de la préparation des tissus. De plus, la fixation de l'échantillon tue les bactéries et d'autres agents nocifs, et son action antiseptique diminue le risque de contamination lors de la manipulation de l'échantillon. La fixation peut également augmenter la coloration des tissus. Les erreurs survenues à ce stade peuvent induire des changements indésirables et irréversibles dans l'échantillon histologique final. Dans la plupart des cas, des fixateurs liquides sont utilisées, telles que: alcool éthylique et méthylique, acétone, chloroforme, acide acétique, acide trichlorureacétate, acide picrique, formol etc. Les solutions présentées sont généralement combinées, sauf la dernière, qui est fréquemment utilisée seule. Le plus utilisé est le formol tamponné 10%; il présente l'avantage que les échantillons histologiques peuvent être conservés pendant une longue

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période de temps sans changements tissulaires majeurs. C'est la raison pour laquelle le formol est le principal produit de fixation utilisé.

Interprétation d'une image microscopique En histologie, les tissus tridimensionnels sont visualisés en deux dimensions. Par conséquent, il est vraiment important d'apprendre à voir avec l'œil de votre esprit et de reconstruire la structure tridimensionnelle en analysant une image bidimensionnelle. Par exemple, une section transversale à travers une structure tubulaire apparaît sous la forme d'un anneau, alors qu'une section longitudinale apparaît sous la forme de deux bandes parallèles. Comme défi supplémentaire, la plupart des sections passent obliquement à ces axes perpendiculaires et, par conséquent, nécessitent une «reconstruction mentale» supplémentaire de la structure tridimensionnelle à partir d'une bi-dimensionnelle. De toutes les trois structures d'une cellule (c'est-à-dire la membrane, le cytoplasme et le noyau), le noyau peut être remarqué sans difficulté, le cytoplasme est plus ou moins évident, alors qu'en microscopie optique la membrane ne peut pas être détectée. Il est très important de savoir que sur les lames histologiques régulières (utilisées pour l'examen de microscopie optique), seule une coupe mince d'une cellule est observable, pas toute la cellule. C'est pourquoi une lame histologique offre une image bidimensionnelle d'une structure tridimensionnelle. Par exemple, au microscope, vous voyez une cellule ronde, pas sphérique, et un noyau rond, pas sphérique. Dans la Fig. 2 une grande cellule (l'œuf des oiseaux, qui est en fait une cellule) est illustrée, qui peut également être examiné grossièrement. Les meilleures sections qui donnent les meilleures informations sur les dimensions de l'œuf sont: la section longitudinale (à travers l'axe central) et transversale (dans la région la plus large). Ces sections fournissent les meilleures informations sur la taille et la forme de l'œuf. Des données significatives pourraient être obtenues par certaines sections obliques et transversales, mais l'information n'est pas complète, par rapport aux autres sections mentionnées. Les sections transversales ou obliques peuvent créer des erreurs chez les individus inexpérimentés concernant la forme et la taille réelles d'une cellule spécifique (l'œuf est rond en section transversale, pas ovale). Si la section ne passe pas par le jaune de l'œuf (le noyau), une cellule sans noyau sera suggérée (information incomplète). En conclusion, les lames histologiques affichent une coupe à travers une cellule, pas toute la cellule.

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Fig. 2. Différentes sections à travers un oeuf bouilli. (A – section transversale; B – section longitudinale; C – section oblique).

Fig. 3. Coupe transversale et longitudinale dans les cellules musculaires lisses. La Fig. 3 représente les formes qui peuvent apparaître en microscopie, qui ressemblent à des cellules en forme de fuseau. Dans le corps de l'animal, on rencontre des structures tubulaires (Fig. 4) et, lorsqu'elles sont vues au microscope optique, elles peuvent avoir des tailles et des formes différentes (selon la section - longitudinale, transversale ou oblique).

Fig. 4. Section du tube urinaire (I – section longitudinale; II – section transversale; III – section oblique). ~ 14 ~

Des problèmes d'interprétation semblables peuvent apparaître lors de l'examen de certains organes qui ont une capsule dont les septa se détachent, divisant l'organe en lobes et lobules. Bien que les lobes aient plus ou moins la même taille et la même forme, il existe une grande variabilité concernant la forme et la taille des lobules dans les images microscopiques (selon la section). Le meilleur exemple est la coupe d'une orange dans différents angles (Fig. 5). Après l'examen des coupes obtenues, une grande variation de formes se rencontre. En examinant plusieures coupes (à travers l'orange) il ya la possibilité de refaire (dans notre esprit) la vraie forme et la taille de ses compartiments.

Fig. 5. Sections à travers une orange (I – section transversale; II – section oblique; III – section longitudinale). Activités de laboratoire Les étudiants doivent:  pratiquer en laboratoire (à l'aide d'un tissu frais et des gants appropriés), la

procédure de prélèvement et de fixation des échantillons;  de la même manière que les informations présentées dans les Figs. 2-5, effectuer un

certain nombre d'exercices dans le case ci-dessous; imaginer un certain nombre de formes (cylindriques, cubiques, étoiles etc.) et essayer de comprendre les formes qui pourraient apparaître en microscopie optique;  discuter et présenter leur activité avec l'enseignant responsable.

Mots-clés  préparation permanente;  prélèvement d'échantillons;  biopsie;  modifications post-mortem;  fixation, formol;  lavage de l'échantillon, inclusion, sectionnement, coloration, montage;  image microscopique.

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Fiche d'exercices.

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ACTIVITÉ DE LABORATOIRE N°4

Evaluation: microscope et technique histologique

En ce moment, les étudiants doivent connaître toutes les informations concernant la technique histologique et les détails de base concernant les composants du microscope, y compris comment travailler avec des échantillons histologiques. Afin de s'assurer que les étudiants ont reçu l'information de manière appropriée et sont capables de travailler avec le microscope, les sujets suivants doivent être préparés pour le test: 1. La platine du microscope. Description et rôles. 2. La colonne (potence, statif, poignée, bras) du microscope. Description et rôles. 3. Pied (socle) du microscope et du tube. Description et rôles. 4. Le système d'illumination du microscope. Description et rôles. 5. Les objectifs du microscope. Description et rôles. 6. Les oculaires et le système des prismes. Description et rôles. 7. Obtenir l'image microscopique à l'aide de l'objectif 4x. 8. Obtenir l'image microscopique à l'aide de l'objectif 10x. 9. Obtenir l'image microscopique à l'aide de l'objectif 40x. 10. Calculez le degré d'agrandissement pour les images obtenues avec les objectifs rouge, jaune, bleu. 11. Prélèvement d'échantillons. Description et procédure. 12. Fixation de l'échantillon - définition et rôle. 13. Fixation de l'échantillon - exemples d'agents de fixation. 14. Comment ajuster les oculaires pour un examen microscopique parfait? 15. Vous avez perdu l'image que vous avez obtenue avec 40x. Que faites-vous (montrer à l'aide de votre microscope)?

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ACTIVITÉ DE LABORATOIRE N°5

Formes cellulaires remarquées en histologie

La cellule est l'unité élémentaire de la vie. Tous les organismes vivants comprennent des cellules (ou une seule cellule), la plupart invisibles à l'œil nu. Les cellules sont bordées par une membrane cellulaire et viennent dans d'innombrables formes dissemblables. Les organismes se composent d'une ou plusieurs cellules, capables de mener les actions vitales requises par l'organisme. La forme des cellules change en fonction des conditions chimiques, physiques, de l'environnement et de leur rôle. En conséquence, les cellules situées dans un environnement aqueux (comme les cellules sanguines) sont généralement de forme sphérique ou ovale, mais leur forme peut subir certains changements dans certaines circonstances. D'autre part, les cellules de certains organes ont des formes irrégulières à la suite de la compression induite par les cellules voisines. Pour cette raison, les organes/tissus sont constitués de cellules de formes différentes (par exemple polyédriques, cubiques, cylindriques, étoilé, en forme de fuseau, aplaties, etc.). Dans certaines circonstances, les cellules sont alignées sur une membrane basale et en dessous se trouve le tissu conjonctif, les vaisseaux sanguins et les nerfs. Les cellules cubiques possèdent des diamètres ou axes égaux et ont un noyau sphérique. Pour être "cubique" les cellules doivent être environ aussi grandes que larges. La forme, vue du haut, est plus ou moins hexagonale. En microscopie optique, les cellules sphériques apparaissent comme des cercles de tailles différentes selon la section à travers la cellule. Les cellules en forme de poir ressemblent à l'aspect du fruit mentionné. Les cellules cylindriques sont celles qui sont plus hautes que larges, tandis que l'examen supérieur fournit un aspect similaire avec les cellules cubiques. En coupe longitudinale, les cellules cylindriques paraissent plus hautes que les cellules cubiques et possèdent des noyaux ovoïdes. Activités de laboratoire Les étudiants doivent:  travailler individuellement avec le microscope fourni, afin de pouvoir l'utiliser

facilement et améliorer la technique d'examen;  n'oublier pas de commencer l'examen avec le petit objectif (4x) et seulement après

continuer avec les objectifs plus larges; ~ 18 ~

 d'abord, examiner tout l’échantillon puis trouver le sujet d'intérêt;  identifier les cellules des échantillons et tracer des cellules (dans les cases ci-

dessous) de différentes formes trouvée dans les lames fournies;  utiliser des crayons (colorés) pour tous les dessins;  chaque dessin doit avoir une légende.

Mots-clés  formes cellulaires;  cellules cubiques;  cellules cylindriques;  cellules en forme de poir;  cellules sphériques.

Lame n°1 - Cellules cubiques (glande thyroïde)

Fig. 6. Cellules cubiques dans la glande thyroïde (ob. 40x). Zone pour le dessin d’observation.

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Fig. 7. Schéma de cellule cubique.

Lame n°2 – Cellules cylindriques (estomac)

Fig. 8. Cellules cylindriques dans l'estomac (ob. 40x).

Fig. 9. Schéma de cellule cylindrique.

Zone pour le dessin d’observation.

Lame n°3 – Cellules en forme de poir (cervelet)

Fig. 10. Cellules en forme de poir dans le cervelet (ob. 20x).

Fig. 11. Schéma de cellule en forme de poir.

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Zone pour le dessin d’observation.

Lame n°4 – Cellules sphériques (ganglion spinal)

Fig. 12. Cellules sphériques dans le ganglion spinal (ob. 10x).

Fig. 13. Schéma de cellule sphérique.

Zone pour le dessin d’observation.

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ACTIVITÉ DE LABORATOIRE N°6

Types et formes nucléaires (cytomorphologie)

Le noyau est une structure hautement spécialisée qui traite l'information et est le centre administratif de la cellule. Habituellement, la forme nucléaire ressemble à la forme de la cellule. Par exemple, les cellules cubiques, sphériques ou polyédriques ont des noyaux sphériques; les cellules fusiformes ont des noyaux allongés; les cellules cylindriques ont des noyaux ovalaires; les cellules squameuses ont des noyaux aplaties. Cependant, certaines exceptions peuvent être rencontrées, par exemple les leucocytes granulaires (qui sont des cellules sphériques) présentent un noyau avec plusieurs lobes (2-5 lobes). En général, le noyau est situé au centre, mais dans certaines cellules le noyau est positionné dans d'autres zones intracellulaires. Structurellement, le noyau a un aspect typique, constitué de l'enveloppe nucléaire, du nucléoplasme et du nucléole. Cependant, pendant l'interphase, la chromatine peut apparaître sous forme d'euchromatine et d'hétérochromatine. Les différences entre elles sont données par le degré d'enroulement de l'ADN, qui est moins enroulé dans l'euchromatine et fortement enroulé dans l'hétérochromatine. Euchromatine est la forme active de la chromatine, qui est impliqué dans la transcription de l'ARN, dans le but de produire des protéines nécessaires pour les fonctions cellulaires et la croissance. L'hétérochromatine ou la partie inactive de l'ADN est représentée par certaines régions de la chromatine qui sont très condensées, de sorte que leur information génétique ne peut être utilisée. En conséquence, certaines cellules peuvent présenter un noyau euchromatique (petites masses granulaires de chromatine disséminées dans le nucléoplasme), tandis que d'autres cellules peuvent avoir un noyau hétérochromatique (grandes masses irrégulières de chromatine dans le nucléoplasme).

Activités de laboratoire Les étudiants doivent:  n'oublier pas de commencer l'examen avec le petit objectif (4x) et de poursuivre

avec des objectifs plus larges;  d'abord, examiner tout l’échantillon et trouver le sujet d'intérêt;  identifier les principales caractéristiques histologiques discutées dans ce laboratoire

(par example les noyaux euchromatiques et hétérochromatiques) et les illustrer (sous forme de dessins) dans les cases ci-dessous; ~ 22 ~

 utiliser des crayons (colorés) pour tous dessins;  chaque dessin doit avoir une légende.

Mots-clés  noyau sphérique;  noyau ovale;  noyau lobé;  noyau euchromatique;  noyau hétérochromatique.

Lame n°1 – Cellules à noyaux sphériques (corps jaune - ovaire)

Fig. 14. Noyaux sphériques dans les cellules du corps jaune (ovaire) (ob. 40x). Zone pour le dessin d’observation.

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Fig. 15. Schéma du noyau sphérique.

Lame n°2 – Cellules à noyaux ovalaires (intestin grêle - jéjunum)

Fig. 16. Noyaux ovalaires dans les cellules de l'intestin grêle (ob. 40x).

Fig. 17. Schéma du noyau ovalaire.

Zone pour le dessin d’observation.

Lame n°3 – Cellules à noyaux lobés (frottis sanguin)

Fig. 18. Noyau lobé dans le neutrophile centre du champ (ob. 40x). ~ 24 ~

Fig. 19. Schéma du noyau lobé.

Zone pour le dessin d’observation.

Lame n°4 – Noyaux euchromatiques (cervelet)

Fig. 20. Noyaux euchromatiques dans les cellules en forme de poir (cervelet; ob.40x).

Fig. 21. Schéma du noyau euchromatique.

Zone pour le dessin d’observation.

~ 25 ~

Lame n°5 – noyaux hétérochromatiques (rein)

Fig. 22. Noyaux hétérochromatiques (karyoplasme plus foncé) dans les tubes collecteurs (ob. 40x). Zone pour le dessin d’observation.

~ 26 ~

Fig. 23. Schéma du noyau hétérochromatique.

ACTIVITÉ DE LABORATOIRE N°7

Expansions membranaires permanentes (cytomorphologie)

La surface cellulaire n'est pas lisse car il existe des irrégularités et des prolongements liés à la motilité cellulaire, à l'absorption et à la phagocytose. Les expansions permanentes sont des structures stables, soutenues par des faisceaux actifs d'actine dans les microvillosités et les stéréocils, ou par des microtubules dans les cils et les flagelles. Les microvillosités sont des prolongements cellulaires cylindriques, en forme de doigts, gainé de membrane, ayant une taille d'environ 0,51/0,08 μm. Ils sont localisés sur le pôle apical de certaines cellules épithéliales (par exemple: des entérocytes, des cellules rénales). Les microvillosités ont le rôle d'augmenter la surface d'absorption cellulaire (environ 10-20 fois), en facilitant l'entrée des substances absorbées à l'intérieur de la cellule. Ils sont présents partout où il est nécessaire d'augmenter la surface cellulaire sans augmenter la taille des cellules, en particulier dans les régions où le processus d'absorption est présent, comme l'intestin et le rein. Les microvillosités ne sont pas évidents individuellement en microscopie optique, mais ils deviennent visibles comme un plateau strié ou une bordure en brosse sur ces cellules absorbantes et peuvent être observés plus en détail dans le microscope électronique. Les stéréocils sont des microvillosités immobiles longues (pas des cils), qui peuvent être observés en microscopie optique. Ils sont rencontrés dans l'épididyme (tractus génital masculin) et dans l'oreille interne. Fonctionnellement, les stéréocils ont un rôle comparable avec les microvillosités. Les cils sont des structures longues et minces qui ont une taille d'environ 5-15 / 0,5 μm. Ils sont situés dans le pôle apical de certaines cellules épithéliales (par exemple: audessus des cellules de l'épithélium nasal, de la trachée, du pharynx, de l'utérus, etc.). Chaque cellule possède jusqu'à des milliers de cils. Fonctionnellement, les cils sont présents dans certains épithéliums qui ont des liquides à la surface. En déplaçant progressivement le fluide superficiel dans une seule direction (généralement vers l'extérieur), les cils ont le rôle de nettoyer la surface de l'épithélium de certaines cellules mortes, des substances et diverses particules qui sont arrivées de l'environnement externe. En conséquence, dans l'épithélium trachéal, le rôle des cils est d'arrêter les particules de poussière inhalée et de les transférer vers la région du pharynx.

~ 27 ~

Cependant, dans les oviductes, les cils ont le rôle d'aider la progression de l'ovocyte vers l'utérus. Il y a une synchronisation ondulatoire dans le mouvement des cils.

Activités de laboratoire Les étudiants doivent:  n'oublier pas de commencer l'examen avec les petits objectifs (4x et 10x) et de

poursuivre avec des objectifs plus larges;  d'abord, examiner tout l’échantillon et trouver le sujet d'intérêt;  identifier les principales caractéristiques histologiques discutées dans ce laboratoire

(par example les microvillosités, stéréocils et cils) et les illustrer (sous forme de dessins dans les cases ci-dessous);  utiliser des crayons (colorés) pour tous les dessins;  chaque dessin doit avoir une légende.

Mots-clés  expansions membranaires;  motilité cellulaire;  absorption cellulaire;  microvillosités;  stéréocils;  cils;  flagelles.

Lame n°1 – Microvillosités (intestin grêle)

Fig. 24. Plateau strié (microvillosités) sur les pôles apicaux de cellules intestinales (ob. 40x).

Fig. 25. Schéma des cellules présentant le plateau strié. .

~ 28 ~

Zone pour le dessin d’observation.

Lames n°2 et n°3 – Stéréocils dans l'épididyme et le canal déférent

Fig. 26. Stéréocils sur les pôles apicaux des cellules d'épididyme (ob. 40x).

Fig. 27. Schéma des cellules présentant des projections en forme de doigt, appelées stéréocils.

Fig. 28. Stéréocils sur les pôles apicaux des cellules du canal déférent (ob. 40x).

Fig. 29. Schéma des cellules présentant des projections en forme de doigt, appelées stéréocils.

~ 29 ~

Zone pour le dessin d’observation – Lame n°2 (épididyme)

Zone pour le dessin d’observation - Lame n°3 (canal déférent)

Lames n°4 et 5 – Cils dans la trachée et l'oviduct

Fig. 30. Cils dans les pôles apicaux des cellules de la trachée (ob. 40x).

Fig. 31. Schéma des cellules avec des cils dans la trachée.

Fig. 32. Cils discontinus dans les pôles apicaux des cellules d'oviduct (ob. 40x).

Fig. 33. Schéma des cellules avec des cils dans l'oviduct.

~ 30 ~

Zone pour le dessin d’observation - Lame n°4 (trachée)

Zone pour le dessin d’observation - Lame n°5 (oviduct)

~ 31 ~

ACTIVITÉ DE LABORATOIRE N°8 Organites cellulaires – réticulum endoplasmique, appareil de Golgi, mitochondries Les organites cellulaires sont des structures intracytoplasmiques de tailles différentes. Certaines d'entre elles sont évidentes en microscopie optique, mais la plupart d'entre elles ne sont détectables que par microscopie électronique. Les organites cellulaires sont représentés par les mitochondries, les ribosomes, l'appareil de Golgi, le réticulum endoplasmique, les peroxisomes, les lysosomes, etc. Les ribosomes sont présents dans toutes les cellules procaryotes et eucaryotes, à l'exception des globules rouges. Les ribosomes sont des structures granulaires d'environ 30 nm d'épaisseur. Certains ribosomes restent en suspension dans le cytoplasme, synthétisant des protéines à utiliser dans la cellule. D'autres ribosomes adhèrent au réticulum endoplasmique et produisent des protéines qui seront "exportées" à l'extérieur de la cellule. Les ribosomes libres peuvent exister en tant que structures isolées ou plus souvent dans des groupes appelés polyribosome ou polysome, qui peut être petit ou grand selon la molécule qui doit être produite (les polyribosomes qui forment le collagène comprennent environ 100 ribosomes). Au microscope optique, le cytoplasme d'une cellule qui élabore des protéines peut apparaître bleu ou violet, aspect appelé basophilie cytoplasmique. La coloration bleue suggère une forte affinité entre l'hématoxyline et les ribosomes. Dans la plupart des cas, la basophilie cytoplasmique étendue suggère beaucoup de ribosomes libres, alors que la basophilie cytoplasmique inconstante indique des zones de réticulum endoplasmique rugueux. Le réticulum endoplasmique est un organite cytoplasmique qui a des noms différents selon les cellules dans lesquelles il se trouve (par exemple, les corps de Nissl dans les neurones, les corps de Berg dans les hépatocytes ou l'ergastoplasme dans le pancréas exocrine). Il est présent dans toutes les cellules eucaryotes, à l'exception des globules rouges. Le réticulum endoplasmique fabrique, traite et transmet une grande variété de composés biochimiques utilisés à l'intérieur et à l'extérieur de la cellule. Il existe deux types de réticulum endoplasmique: le réticulum endoplasmique rugueux (RER) et le réticulum endoplasmique lisse (REL). Le réticulum endoplasmique rugueux (RER) est un ensemble de sacs aplatis communiquant entre eux. Sa membrane présente des ribosomes attachés à la surface. Le réticulum endoplasmique lisse (REL) se compose de tubes, de canaux et de vésicules et ses membranes ne portent pas de ribosomes. ~ 32 ~

RER est impliqué principalement dans la production de protéines qui seront exportées ou sécrétées par la cellule, ou conservées comme éléments structurels. En ce qui concerne le REL, il est impliqué dans la production de lipides, dans le métabolisme des hydrates de carbone, dans la biosynthèse du cholestérol et dans la désintoxication. L'appareil de Golgi est le lieu où certaines protéines synthétisées dans le RER sont modifiées (en général en ajoutant des glucides) et "emballées" en vésicules entourées de membrane pour le transport à la surface de la cellule. L'appareil de Golgi est très actif et visible dans les cellules qui ont une sécrétion intense. La position de l'appareil de Golgi dans le cytosol dépend du type de cellule et de son activité. Dans les neurones, il est situé autour du noyau tandis que dans les cellules exocrines (c'est-à-dire, les cellules sécrétoires), il a une localisation supra-nucléaire. L'appareil de Golgi a des rôles différents, tels que le rôle sécréteur, la biogenèse des lysosomes, le contrôle du système endomembranaire et la formation de l'acrosome des spermatozoïdes. Les mitochondries (du mot grec mitos - fil, chondros - granule) sont des organites allongées qui se trouvent dans le cytoplasme de chaque cellule eucaryote (sauf les globules rouges adultes). Leur nombre varie considérablement selon la cellule et sa fonction. Ces organites sont les générateurs d'énergie de la cellule, transformant l'oxygène et les nutriments en ATP (adénosine triphosphate). L'ATP est l'énergie chimique qui alimente les activités métaboliques de la cellule. Ce processus s'appelle la respiration aérobie et est la raison pour laquelle les animaux inhalent de l'oxygène. Le nombre de mitochondries présentes dans une cellule dépend des exigences métaboliques de cette cellule et peut varier d'une seule mitochondrie à des milliers de mitochondries (le spermatozoïde a environ 25 mitochondries, cellule rénale – 300, cellule hépatique - 2500). La taille d'une mitochondrie est d'environ 1 à 3 μm. Les mitochondries peuvent adopter plusieurs formes (sphériques, hélicoïdales, ramifiées ou d'autres formes). Habituellement, ils sont situés dans tout le cytosol, mais ils peuvent se regrouper dans certaines régions cellulaires, telles que: le pôle apical de la cellule (par exemple, dans les cellules intestinales), le pôle basal (dans les cellules rénales) ou autour du noyau (dans les hépatocytes). En général, les mitochondries occupent environ 5 à 6% du volume cellulaire, mais dans certaines cellules elles peuvent représenter environ 20% (dans les cellules musculaires des muscles squelettiques, les cellules hépatiques) ou même 35% (dans les cellules musculaires cardiaques), ce qu’indique leur importance pour les activités cellulaires. Activités de laboratoire Les étudiants doivent: ~ 33 ~

 identifier les organites intracellulaires présentés dans ce laboratoire (le RER,

l'appareil de Golgi et les mitochondries) et les illustrer dans les cases ci-dessous;  pouvoir examiner les lames colorées avec différentes méthodes et reconnaître les

structures;  commencer l'examen avec de petits objectifs (4x et 10x) puis observer les organites

cellulaires avec les objectifs plus larges.

Mots-clés  organites cellulaires;  microscopie électronique;  ribosomes;  réticulum endoplasmique, corps de Nissl;  appareil de Golgi;  mitochondries;  ATP (adénosine triphosphate).

Lame n°1 – Réticulum endoplasmique (moelle épinière)

Fig. 34. Réticulum endoplasmique – masses basophiles granulaires dans le cytoplasme des neurones multipolaires (moelle épinière, ob. 40x).

Fig. 35. Schéma de cellule avec réticulum endoplasmique (corps de Nissl).

~ 34 ~

Zone pour le dessin d’observation.

Lames n°2 et 3 – Appareil de Golgi (ganglion spinal et pancréas)

Fig. 36. Appareil de Golgi – structures granulaires dans le cytoplasme des neurones du ganglion spinal (ganglion spinal, ob. 40x).

Fig. 37. Schéma de cellule avec des appareils de Golgi.

Fig. 38. Appareil de Golgi dans le cytoplasme des cellules acinaires (pancréas, ob. 40x).

Fig. 39. Schéma d'acinus avec des cellules contenant des appareils de Golgi.

~ 35 ~

Zone pour le dessin d’observation (gangion spinal)

Zone pour le dessin d’observation (pancréas)

Lames n°4 et 5 – Mitochondries (rein et foie)

Fig. 40. Mitochondries – structures en forme de tige dans le cytoplasme des cellules des tubes urinaires (rein, ob. 60x).

Fig. 41. Schéma des cellules avec des mitochondries.

Fig. 42. Mitochondries – structures granulaires et en forme de tige dans le cytoplasme des hépatocytes (foie, ob. 40x).

Fig. 43. Schéma d'hépatocytes avec mitochondries.

~ 36 ~

Zone pour le dessin d’observation (rein)

Zone pour le dessin d’observation (foie)

~ 37 ~

ACTIVITÉ DE LABORATOIRE N°9

Inclusions intracellulaires Les inclusions cellulaires sont en fait des constituants qui ne sont pas constamment présents dans le cytoplasme, mais qui sont considérés comme une partie commune de la cellule. Les métabolites produits en excès peuvent être stockés temporairement ou indéfiniment dans le cytoplasme. Les sources d'énergie (par exemple les glucides et les lipides) ne sont pas stockées en permanence par chaque cellule. En dehors des hydrates de carbone et des inclusions lipidiques, différents pigments, cristaux et cristalloïdes peuvent être observés dans le cytosol. Les glucides sont déposés dans le cytosol sous la forme de masses du glycogène, fréquemment dans les hépatocytes et les cellules musculaires. Les lipides s'accumulent principalement dans les cellules graisseuses du tissu adipeux, mais dans certaines conditions, elles s'accumulent également dans d'autres cellules. Les lipides sont stockés dans le cytosol comme des gouttes libres qui ne sont pas délimitées par une membrane (par exemple, dans les hépatocytes, les cellules rénales, dans les cellules du corps jaune dans l'ovaire). Les protéines sont stockées exclusivement sous forme de granules sécrétoires. Des grandes vésicules de sécrétion peuvent être identifiées par immersion dans les sections microscopiques. Après la fixation, le contenu coagulé de ces vésicules a un aspect granuleux. Les cellules des glandes acineuses (par exemple, le pancréas) accumulent leurs produits de sécrétion en grandes quantités, préparées pour être évacuées si nécessaire. De telles structures sont également connues sous le nom de granules de zymogène car elles comprennent des enzymes ou des précurseurs d'enzymes. La coloration acidophile de leur substance protéique est visible dans les coupes colorées au H & E. Pigments cellulaires - un certain nombre de tissus sont intrinsèquement colorés avec des composés naturels appelés pigments cellulaires. Les pigments exogènes proviennent de l'extérieur du corps, alors que les pigments endogènes sont créés par la cellule elle-même. Des exemples de pigments exogènes sont le pigment de carbone et les pigments carténoïdes ou lipochromes.

~ 38 ~

Activités de laboratoire Les étudiants doivent:  identifier les inclusions de lipides, de glycogène et de protéines au niveau

intracellulaire et les illustrer dans les cases ci-dessous;  être capable de travailler avec les lames colorées par différentes méthodes afin de

mettre en évidence certains constituants cytoplasmiques.

Mots-clés - inclusions cellulaires; - inclusions de glucides; - inclusions lipidiques; - inclusions protéiques; - cristalloïdes; - pigments exogènes; - pigments endogènes; - pigment de carbone.

Lame n°1 - Inclusions de glycogène (foie)

Fig. 44. Inclusions de glycogène - Masse cytoplasmique diffuse acidophile (plus sombre) dans les cellules hépatiques (coloration PAS, ob. 100x).

~ 39 ~

Fig. 45. Schéma des inclusions intracytoplasmiques de glycogène.

Zone pour le dessin d’observation.

Lame n°2 - Inclusions lipidiques (foie)

Fig. 46. Inclusions lipidiques –vacuoles inégales de lipides dans les cellules hépatiques (ob. 40x). Zone pour le dessin d’observation.

~ 40 ~

Fig. 47. Schéma des inclusions lipidiques intracytoplasmiques.

Lame n°3 - Inclusions protéiques (glande sous-maxillaire)

Fig. 48. Inclusions protéiques - granules sécrétoires protéiques dans les cellules de glande sous-maxillaire (ob 40x).

Fig. 49. Schéma des inclusions protéiques intracytoplasmiques.

Zone pour le dessin d’observation.

Lames n°4 et n°5 – Inclusions de pigments (corps ciliaire et macrophages)

Fig. 50. Inclusions de pigments (mélanine) - corps ciliaire (ob. 40x).

Fig. 51. Schéma des inclusions pigmentaires intracytoplasmiques (mélanine).

~ 41 ~

Fig. 52. Inclusions de pigment macrophages avec pigment de carbone, poumon (ob. 40x). Zone pour le dessin d’observation (mélanine)

Fig. 53. Schéma des inclusions de pigment de carbone intracytoplasmiques. Zone pour le dessin d’observation (pigment de carbone)

~ 42 ~

ACTIVITÉ DE LABORATOIRE N°10

Inclusions intracellulaires (suite), cytosquelette cellulaire et jonctions d'ancrage

Le cytosquelette est une structure dynamique qui maintient le contour de la cellule et permet le mouvement cellulaire. Il est également impliqué dans d'autres processus comme la phagocytose, la division cellulaire, et participe à l'ancrage des cellules les unes aux autres. Le cytosquelette contient des fibres protéiques complexes et il apparaît comme un réseau dans tout le cytoplasme. Les fibres protéiques qui forment le cytosquelette sont: les filaments, les microtubules et les filaments intermédiaires. Les filaments sont présents dans le cytoplasme de toutes les cellules eucaryotes, et plus abondants dans les cellules qui sont mobiles et se déplacent à travers les tissus. Structurellement, ce sont des protéines fibrillaires contractiles, présentes dans tous les types cellulaires. Il y a deux types de fibres: les microfilaments (qui sont similaires aux filaments fins des cellules musculaires) et les filaments épais (qui sont présents dans les cellules musculaires et peuvent être présents dans une variété plus transitoire et beaucoup plus courte dans d'autres types cellulaires). Les filaments minces et épais du muscle cardiaque et squelettique sont disposés de manière à faciliter leur interaction afin de produire des contractions. Les microtubules sont de cylindres droits et longs qui peuvent être rencontrés dans tout le cytoplasme et effectuent un certain nombre de fonctions. Ces microtubules sont composés de polymères linéaires de tubuline, qui sont des protéines globulaires, et peuvent augmenter ou diminuer en longueur en ajoutant ou en retirant des protéines de tubuline. Les fonctions principales des microtubules sont présentées ci-dessous: - fournissent la forme cellulaire, en particulier dans les cellules polymorphes qui possèdent des prolongements cytoplasmiques (les dendrites et l'axone neuronales); - éléments structuraux les plus importants des cils et des flagelles; - participent à la formation de fibres du fuseau, dans la division cellulaire (mitose); - permettent le mouvement de certaines structures cellulaires, telles que les organites. Les microtubules soutiennent et fournissent la motilité et le transport intracellulaire. Les microtubules inflexibles confèrent le support interne essentiel aux cellules. Le rôle des microtubules dans la stabilisation de forme cellulaire est le plus évident dans les cellules avec un contour irrégulier (les fibres nerveuses qui ont des microtubules à l'intérieur). Les plaquettes sanguines contiennent une collection marginale de microtubules à leur périphérie ~ 43 ~

qui préserve leur forme discoïde. Dans les flagelles et les cils, les forces mécaniques créées entre les microtubules de doublet entraînent une motilité. Les filaments intermédiaires ont un diamètre intermédiaire (environ 10 nm d'épaisseur) entre les microfilaments (5 nm) et les microtubules (25 nm). Ils ont une construction protéique et sont représentés par des éléments spécifiques comme dans les cas suivants (qui sont tous FI): la cytokératine qui est présente uniquement dans les cellules épithéliales, les neurofilaments (les longs, fins fils qui créent une neurofibrille) qui se trouvent seulement dans les cellules nerveuses, les gliofilaments existant dans les cellules gliales, ou la desmine présente dans les cellules musculaires, etc. Les filaments intermédiaires sont visibles comme un réseau dans le cytoplasme. La capacité contractile des filaments intermédiaires est attribuable à l'interaction entre l’actine (microfilament) et une protéine contractile supplémentaire appelée myosine. Les filaments intermédiaires ne peuvent pas se contracter. Ils ne sont pas impliqués dans le mouvement cellulaire mais confèrent un soutien mécanique aux cellules. Les filaments intermédiaires représentent un groupe hétérogène de filaments avec une composition protéique variée. Les principaux sous-types acceptés sont présentés dans le Tableau 1 (avec certains types de cellules dans lesquels ils sont présents). La localisation intracellulaire des filaments intermédiaires suggère qu'ils ont des fonctions supplémentaires de soutenir des cellules et maintenir des formes irrégulières. Dans un certain nombre de situations, ces filaments transmettent et répartissent les forces de traction dans toute la cellule (cellules musculaires lisses: les faisceaux de filaments intermédiaires étendent la contraction aux zones d'ancrage sur la membrane cellulaire). Des paquets de filaments de kératine (tonofilaments, kératofilaments) attachés à la membrane cellulaire des kératinocytes transmettent les forces de stress, permettant à l'épiderme de résister à un traitement brutal.

Tableau 1. Principaux sous-types des filaments intermédiaires. Protéines constitutives

Types de cellules

Kératines (en tonofilaments) - type I ou acide et type II ou basique Vimentine Desmine Filaments gliaux (protéine fibrillaire acide gliale, de l'anglais, glial fibrillary acidic protein ou GFAP) Neurofilaments (e.g., NF-L, NF-M, NF-H, α Internexine) Périphérine Lamines A, B, and C

Cellules épithéliales Cellules dérivées de mésenchyme Cellules dérivées de neuroectoderme Cellules musculaires Astrocytes et autres cellules gliales Neurones Neurones périphériques Lamina nucléaire de toutes les cellules nucléée

~ 44 ~

Jonctions cellulaires Les tissus sont constitués d'un grand nombre de cellules qui sont maintenues ensemble par certaines structures qui les attachent et les ancrent. Ces structures spécialisées de la membrane plasmique s'appellent: jonctions intercellulaires. Les desmosomes (macula adherens) sont de connexions intercellulaires focales qui fixent les cellules entre elles en utilisant de petites zones de 25 à 30 nm. Ils sont nombreux dans les épithéliums qui doivent résister à l'abrasion. En conséquence, les desmosomes sont fréquemment rencontrés sur la surface de certains épithéliums de revêtement (par exemple, l'épiderme, la cavité buccale et la muqueuse épithéliale œsophagienne). .

Activités de laboratoire Les étudiants doivent:  identifier les structures appartenant au cytosquelette cytoplasmique et les jonctions

cellulaires et les illustrer dans les cases ci-dessous;  commencer l'examen avec de petits objectifs (4x) et ensuite observer le

cytosquelette cytoplasmique en utilisant des objectifs plus grands.

Mots-clés  cytosquelette;  filaments;  microtubules;  filaments intermédiaires;  neurofilaments;  jonctions intercellulaires;  tonofilaments / kératofilaments;  desmosomes.

~ 45 ~

Lame n°1- Inclusions vitellines (ovocyte, poisson)

Fig. 54. Inclusions vitellines - inclusions granulaires irrégulières dans le cytoplasme (ovaire de poisson, ob 100x).

Fig. 55. Schéma des inclusions intracytoplasmiques.

Zone pour le dessin d’observation.

Lames n°2 et n°3 - Filaments intermédiaires: kératofilaments (peau), neurofilaments (neurones)

Fig. 56. Tonofilaments - filaments intermédiaires de kératine dans l'épithélium (peau, ob 40x). ~ 46 ~

Fig. 57. Schéma des kératofilaments cytoplasmiques.

Fig. 58. Neurofilaments dans le cytoplasme des neurones (moelle épinière, ob. 40x). Zone pour le dessin d’observation (kératofilaments – peau)

Fig. 59. Schéma des neurofilaments cytoplasmiques. Zone pour le dessin d’observation (neurofilament – moelle épinière)

Lame n°4 - Desmosomes (peau)

Fig. 60. Desmosomes - structures semblables à des bâtonnets entre les cellules de la peau (ob. 100x).

Fig. 61. Schéma des cellules avec desmosomes. ~ 47 ~

Zone pour le dessin d’observation.

~ 48 ~

ACTIVITÉ DE LABORATOIRE N°11

Endocytose et exocytose

Le transport à l'aide de membranes est une forme particulière de transport caractérisée par un apport cellulaire ou une expulsion de la matrice extracellulaire de certaines particules ou liquides. Il existe trois formes de transport utilisant des membranes: l'exocytose, la transcytose et l'endocytose. Par l'exocytose, les cellules éliminent dans la matrice extracellulaire divers produits ou substances de sécrétion entraînant l'évolution du métabolisme cellulaire. Dans certaines circonstances, les substances doivent traverser la cellule pour être libérées de l'autre côté de la cellule sans changement, un processus appelé transcytose. Grâce à l'endocytose, les cellules absorbent certaines particules de l'environnement extracellulaire et fabriquent des vésicules intracytoplasmiques bordées par des membranes (qui proviennent régulièrement de la membrane plasmique de la cellule). Les types suivants d'endocytose ont été décrits: la phagocytose et la pinocytose. La phagocytose est une modalité d'endocytose qui implique des particules, avec une quantité limitée de liquide intercellulaire. Chez les mammifères, certaines cellules peuvent ingérer des bactéries, des parasites, des résidus cellulaires ou des cellules dégénérées/vieillies par le processus de phagocytose (comme un mécanisme d'autodéfense du corps), qui sont ensuite neutralisés. La phagocytose est réalisée par les phagocytes, qui sont représentés par les microphages et les macrophages. Les microphages sont capables de phagocyter de petites particules. Les microphages les plus actifs comprennent les neutrophiles et dans une moindre mesure les éosinophiles. Les macrophages sont capables de phagocyter des particules plus grosses (Fig. 62) et ils sont localisés dans tous les types de tissus conjonctifs, avec un nombre élevé dans les tissus périphériques (par exemple, dans le tissu conjonctif des muqueuses, de la peau ou autour des vaisseaux). Tous les phagocytes possèdent des récepteurs superficiels qui sont capables d'identifier et de distinguer ses propres structures des structures étrangères. En outre, ces cellules ont également la capacité de distinguer les structures propres qui sont modifiées (c'est-à-dire les cellules dégénérées ou âgées, les cellules cancéreuses, etc.). Après la diapédèse, les leucocytes migrent vers l'endroit affecté en raison de l'existence de certains facteurs de chimiotaxie (c'est-à-dire, attirant des stimuli chimiques). ~ 49 ~

Brièvement, la phagocytose comprend trois phases: la reconnaissance des particules et son adhésion au phagocyte, l'absorption des particules et la formation du phagosome, et la dégradation ultérieure du phagosome. La pinocytose est un type d'endocytose qui suppose l'ingestion de liquides interstitiels avec quelques particules locales (Fig. 66). De cette façon, les cellules ingèrent les produits requis pour les processus intracellulaires. Il y a deux types de pinocytose: la pinocytose indépendante du récepteurs et la pinocytose dépendante du récepteurs (ou pinocytose sélective). Activités de laboratoire Les étudiants doivent:  identifier les cellules impliquées dans la phagocytose et les processus de sécrétion

dans les lames fournies et les illustrer dans les cases ci-dessous;  commencer l'examen avec le petit objectif (4x) et observer les particules englouties

ou les liquides avec les objectifs plus grands. Mots-clés  endocytose;  phagocytose;  pinocytose;  microphages, macrophages;  exocytose;  transcytose.

Lames n°1 et n°2 - Phagocytose (ganglion lymphatique et frottis sanguin)

Fig. 62. Phagocytose - globules rouges ingérés par les macrophages (ganglion lymphatique, ob 40x).

Fig. 63. Schéma de macrophage avec des particules solides ingérées.

~ 50 ~

Fig. 64. Phagocytose - microphages sanguins ingérant des bactéries (ob. 40x). Zone pour le dessin d’observation - Lame 1 (ganglion lymphatique)

Fig. 65. Schéma de microphages sanguins avec des bactéries ingérées. Zone pour le dessin d’observation - Lame 2 (frottis sanguin)

Lame n°3 - Pinocytose (foie)

Fig. 66. Pinocytose - encre noire ingérée par

Fig. 67. Schéma

des cellules de Kupffer du foie (ob. 40x).

~ 51 ~

de la pinocytose.

Zone pour le dessin d’observation.

Lames n°4 - Sécrétion apocrine (glandes sudoripares dans la peau)

Fig. 68. Sécrétion apocrine - granules de sécrétion dans les pôles apicaux des cellules des glandes sudoripares (ob 40x). Zone pour le dessin d’observation.

~ 52 ~

Fig. 69. Schéma de sécrétion apocrine.

ACTIVITÉ DE LABORATOIRE N°12

Division cellulaire (mitose) et apoptose Division

cellulaire

L'interphase est la période de temps entre deux divisions, lorsque la cellule manifeste ses propres fonctions spécifiques. À la fin de l'interphase, la cellule est préparée pour la division (mitose ou méiose). La mitose est la division des cellules somatiques chez les mammifères, et elle consiste dans la division nucléaire (caryokinèse) et la division cytoplasmique (cytokinèse). La mitose est caractérisée par une distribution égale du matériel génétique dans les deux cellules filles. La mitose est commune dans toutes les cellules somatiques et elle est impliquée dans le développement cellulaire et la différenciation, le renouvellement cellulaire (ou la régénération physiologique) et la réparation tissulaire. La mitose comporte quatre phases: la prophase, la métaphase, l'anaphase et la télophase. Prophase (vient du grec πρό, signifiant "avant" et φάσις, signifiant "stade"). Dans cette phase, le nucléole et l'enveloppe nucléaire disparaissent, ce qui détermine le mélange du nucléoplasme avec le cytosol. En métaphase (vient du grec μετα, signifiant "après"), les chromosomes sont disposés le long de la plaque métaphasique ou dans le plan équatorial de la cellule. Dans l'anaphase (vient du grec ανα, signifiant «en haut», «contre», «en arrière»), les chromosomes se séparent en deux groupes distincts, qui commencent la migration vers les pôles opposés de la cellule. Télophase (vient du grec τελος signifiant "fin"). La phase commence lorsque les deux groupes de chromosomes arrivent aux pôles opposés de la cellule. En télophase tardive, les fibres du fuseau mitotique se désintègrent et les chromosomes sont disposés en deux groupes dans les pôles opposés de la cellule. Les deux groupes de chromosomes reviennent à l'état de chromatine et les nucléoles réapparaissent. Dans la zone centrale de la cellule en division, le cytoplasme est étranglé jusqu'à la réalisation de la séparation totale des cellules filles, processus appelé cytodiérèse. Informations générales – apoptose Un certain nombre de cellules présentes sur une coupe histologique étaient déjà mortes au moment où le tissu a été récolté. Pour cette raison, l'identification de cellules déjà ~ 53 ~

mourantes ou mortes a une signification diagnostique considérable en histopathologie. En conséquence, les cellules peuvent mourir dans des conditions physiologiques (cellules sénescentes). Dans de telles circonstances, la mort cellulaire résulte en déclenchant un programme intrinsèque d'auto-destruction, appelé apoptose (du grec apo - loin de, et ptõsis chute) ou mort cellulaire programmée. Morphologiquement, il est essentiel de réaliser que la forme du noyau est l'un des marqueurs les plus cohérents de la santé des cellules. Les principales caractéristiques nucléaires de la mort cellulaire sont (1) la pycnose, (2) la caryorrhexie et (3) la caryolyse. Pendant la pycnose, le noyau d'une cellule mourante se rétrécit dans une masse homogène profondément basophile, une altération appelée pycnose. Karyorrhexis (du grec rhexis, rupture) - le noyau d'une cellule mourante se décompose en fragments minuscules. La caryolyse (de la lyse grecque, la dissolution) - est la continuation de la perte histologique du noyau, qui devient plus pâle, jusqu'à ce qu'aucun reste ne puisse être remarqué. Quelques autres caractéristiques morphologiques de l'apoptose sont: - rétrécissement cellulaire: la cellule est plus petite et le cytoplasme est dense; - condensation de la chromatine: la chromatine s'agglomère périphériquement (sous la membrane nucléaire) en masses denses de formes et de tailles diverses, et le noyau peut se fragmenter en produisant deux ou plusieurs fragments; - formation de corps apoptotiques: la cellule apoptotique montre d'abord un bourgeonnement étendu de la surface, puis se désintègre en corps apoptotiques entourés d'une membrane, composés de cytoplasme et d'organites emballés, avec ou sans fragments nucléaires; - la phagocytose des cellules apoptotiques par les cellules de la ligne macrophage. À l'examen histologique, dans les tissus colorés à l'hématoxyline et à l'éosine, l'apoptose implique des cellules individuelles ou de petites groupes de cellules. La cellule apoptotique apparaît comme une masse ronde ou ovale de cytoplasme intensément éosinophile avec des fragments de chromatine nucléaire dense. Activités de laboratoire Les étudiants doivent:  commencer l'examen avec le petit objectif (4x) et ensuite observer des cellules

mitotiques / apoptotiques avec des objectifs plus larges;  identifier les cellules impliquées dans la mitose et l'apoptose;  détecter et catégoriser les phases mitotiques dans les images microscopiques;

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 réaliser des dessins pour chaque phase de la mitose dans les cellules végétales

initialement (racines d'oignon), et puis dans les cellules animales;  reproduisent

fidèlement

dans

les

dessins

les

principales

caractéristiques

cytoplasmiques et nucléaires observées dans les échantillons histologiques. Mots-clés - interphase; - division cellulaire; - mitose; - prophase, métaphase, anaphase, télophase; - apoptose; - mort cellulaire programmée; - corps apoptotiques. Lame n°1 - Mitose dans les cellules végétales (racines d'oignon)

Fig. 70. Division dans les cellules végétales (oignon) - l'interphase (flèche noire) et la prophase (flèche blanche); ob. 40x.

Fig. 71. Division dans les cellules végétales (oignon) - la métaphase (flèche noire) et l'anaphase (flèche blanche); ob. 40x.

Fig. 72. Division dans les cellules végétales (oignon) - la télophase (flèche blanche); ob. 40x.

Fig. 73. Schéma de l'interphase (aspect d'une

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cellule amitotique).

Fig. 74. Schéma de la prophase.

Fig. 75. Schéma de la métaphase.

Fig. 76. Schéma de l'anaphase.

Fig. 77. Schéma de la télophase

Zone pour le dessin d’observation - Lame 1 (prophase)

Zone pour le dessin d’observation - Lame1 (métaphase)

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Zone pour le dessin d’observation - Lame 1 (anaphase)

Zone pour le dessin d’observation – Lame 1(télophase)

Lame n°2 - Mitose dans les cellules animales (intestin grêle)

Fig. 78. Division dans les cellules animales - la prophase (flèche); ob. 40x.

Fig. 79. Division dans les cellules animales - la métaphase (flèche); ob. 40x.

Fig. 80. Division dans les cellules animales - l'anaphase (flèche blanche) et la télophase (flèche noire); ob. 40x.

Fig. 81. Schéma de l'interphase (aspect d'une cellule amitotique).

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Fig. 82. Schéma de la prophase.

Fig. 83. Schéma de la métaphase.

Fig. 84. Schéma de l'anaphase.

Fig. 85. Schéma de la télophase

Zone pour le dessin d’observation - Lame 2 (prophase)

Zone pour le dessin d’observation - Lame 2 (métaphase)

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Zone pour le dessin d’observation - Lame 2(télophase)

Zone pour le dessin d’observation - Lame 2 (anaphase)

Lame n°3 - Apoptose (cornée de l'oeil)

Fig. 86. Apoptose -

cellules individuelles dans l'apoptose (cornée, ob. 40x).

Zone pour le dessin d’observation.

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Fig. 87. Schéma

de l'apoptose.

ACTIVITÉ DE LABORATOIRE N°13

Révision des lames histologiques, des artefacts qui apparaissent dans les échantillons histologiques et des lames supplémentaires Artefacts histologiques Le terme artefact est utilisé pour désigner toutes les caractéristiques d'une section de tissu qui sont présentes à la suite du traitement des tissus. Ceux-ci comprennent des déchirures et des plis, artefacts de rétrécissement, des espaces résultant de contenus cellulaires extraits (par exemple des lipides, des précipités) et des organelles redistribués. Dégénérescence post-mortem La dégénérescence post-mortem résulte en retardant la fixation tissulaire. Une fixation rapide et complète est nécessaire. Si la fixation n'a pas lieu, la privation d'oxygène libère des enzymes destructrices des lysosomes. Les enzymes libérées digèrent les cellules de l'intérieur (dégénérescence post-mortem). Artefact de rétrécissement La plupart des réactifs utilisés pour préparer les échantillons de paraffine provoquent un rétrécissement marqué des tissus. Le rétrécissement crée la fausse impression que les composants histologiques sont séparés par des espaces clairs. Les espaces vides sont toujours suspects. Des précipités Toute particule dans les sections devrait être mise en doute. Par exemple, dans des tissus qui sont fixés avec une formaline tamponnée inadéquate (solution de formaldehyde), qui est acide, l'hémoglobine peut précipiter sous la forme d'un pigment brun granuleux artificiel. Plis de tissus Les sections peuvent se replier lorsqu'elles sont attachées à des lames. Coups de couteau (microtome) Lors de la section des échantillons, les imperfections de partie coupante de couteau peuvent produire des lignes droites à travers les sections (rayures). Les lignes résultantes peuvent déformer le tissu sectionné. Manipulation brutale Une manipulation brutale inappropriée peut altérer l'aspect microscopique des tissus. ~ 60 ~

Lames supplémentaires Dans les cases ci-dessous, les étudiants peut réaliser des dessins de lames supplémentaires. Toutefois, certains dessins inappropriés, effectués pendant le semestre peuvent être améliorés ou refaits ici. Mots-clés  artéfact histologique;  dégénérescence post-mortem;  artefact de rétrécissement;  précipitation/sédiment;  plis histologiques;  coups de couteau;  manipulation brutale.

Activité supplémentaire.

~ 61 ~

Activité supplémentaire.

~ 62 ~

Activité supplémentaire.

~ 63 ~

Activité supplémentaire.

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BIBLIOGRAPHIE 1. AUGHEY E., FRYE F.L., 2001 – Comparative Veterinary Histology with clinical correlates, Manson Publishing Ltd., London, Iowa State University Press, 2. BABA A.I., 1985 – Morfopatologie, Tipografia Agronomia, Cluj-Napoca. 3. BABA A.I., CĂTOI C., 2003 – Morfopatologie generală, Ed. AcademicPress, ClujNapoca. 4. BACHA W.J.JR, BACHA LM., 2000 – Color Atlas of Veterinary Histology, 2nd edition, LIPPINCOTT WILLIAMS & WILKINS, Baltimore, Maryland. 5. BANKS W.L., 1996 – Applied veterinary histology, 2nd edition, Williams&Wilkins Baltinmore, U.S.A. 6. BLOOM W., FAWCETT D.W., 1975 – A Textbook of Histology, W.B. Saunders Company, Philadelphia. 7. BLOOM W., FAWCETT D.W., 1993 – A textbook of histology, 12th edition, New York, Chapman & Hall. 8. BOTAREL, S., C. COTEA, M. GABOREANU, 1982 – Histologie şi embriologie, Ed. Didactică şi Pedagogică, Bucureşti. 9. CĂTOI C., 2006 – Anatomie patologică specială, Ed. Academic Press, Cluj-Napoca. 10. CORMACK D.H., 2001 – Essential Histology, 2nd edition, Lippincott Williams & Wilkins, Philadelphia, Pennsylvania. 11. COTEA C.V., COTEA C.I., 2006 – Atlas of histology, Ed. Tehnopress, Iasi, Romania. 12. CORNILA N., MANOLESCU N., 1995 – Structura si ultrastructura organelor la animalele domestice, Ed. Ceres, Bucuresti. 13. CRACIUN C., FLOREA A., DRAGOS N., ARDELEAN A., 1999 – Introduction to cell and molecular biology, Cluj University Press, Cluj-Napoca. 14. ERLANDSEN L.S., MAGNEY J.E., 1992 – Color atlas of histology, Mosby-Year Book, INC, London. 15. GAL A.F., V. MICLĂUŞ, 2009 – Cell Biology and General Histology, Ed. AcademicPres, Cluj-Napoca. 16. GAL A.F., MICLĂUŞ V., 2013 – Histology, Ed. Risoprint, Cluj-Napoca, Romania. 17. GAL A.F., MICLĂUŞ V., 2015 – Cell biology, Ed. AcademicPres, Cluj-Napoca, Romania. 18. JUNQUEIRA L.C., CARNEIRO J., KELLEY R., 1998 – Basic histology, 7-th Edition, Appleton&Lange Noewalk, Conneticut. ~ 65 ~

19. JUNQUEIRA L.C., CARNEIRO J., KELLY R.O., 1992 – Basic Histology, 7th edition, Eglewood Cliffs, NJ, Appleton & Lange Company. 20. JUNQUEIRA L.C., CARNEIRO J., KELLY R.O., 1995 – Basic Histology, 8th edition, Norvalk, CT, Appleton & Lange Company. 21. KUEHNEL W., 2003 – Color Atlas of Cytology, Histology, and Microscopic Anatomy, 4th edition, Thieme, Stuttgart · New York. 22. KURT E., JOHNSON PH. D., 1991 - Histology and cell biology, Harwal Publishing Company, Pennsylvania. 23. LEESON C.R., LEESON T.S., 1976 – Histology, M.B. Saunders Company. 24. LEESON R.C., LEESON T.S., PAPARO A.A., 1985 - Textbook of histology, W.B. Saunders Company, Philadelphia. 25. MICLĂUȘ V., 2006 – Histologie, Ed. Risoprint, Cluj-Napoca. 26. MICLĂUȘ V., PAȘCA C., LISOVSCHI-CHELEȘANU C., 1999 – Histologie și tehnică microscopică, Ed. Risoprint, Cluj-Napoca. 27. MICLĂUȘ V., PUSCASIU DANA, PUSCASIU M., 1998 – Histologie generala, Ed. Risoprint, Cluj-Napoca. 28. MICLĂUŞ, V., GAL A.F., 2010 – Histologie Specială și Embriologie Generală, Ed. Risoprint, Cluj-Napoca. 29. MICLĂUŞ, V., 2012 – Biologie celulară şi Histologie generală, Ediţia a II-a revizuită, Ed. Risoprint, Cluj-Napoca. 30. MORAN D.T., ROWLEY J.C., 2007 – Visual Histology, Lea & Febiger. 31. MURESAN E., GABOREANU M., BOGDAN A.T., BABA A.I., 1974 – Tehnici de histologie normala si patologica, Ed. Ceres Bucuresti. 32. PAKURAR A.S., BIGBEE J.W., 2004 – Digital Histology, John Wiley & Sons, INC., Hoboken, New Jersey. 33. PAPILIAN V.V., ROŞCA GH. V., 1977 – Tratat elementar de histologie, vol. I, Ed. Dacia, Cluj-Napoca. 34. PAPILIAN V.V., ROŞCA GH. V., 1978 – Tratat elementar de histologie, vol. II, Ed. Dacia, Cluj-Napoca. 35. PAVELKA M., ROTH J., 2005 – Functional ultrastructure. An Atlas of Tissue Biology and Pathology, Springer-Verlag/Wien. 36. ROSS H.M., AND REITH J.E., 1985 – Histology a text and atlas, Harper International Company.

~ 66 ~

37. SANDERSON J.B., 1994 – Biological Microtechniques, Bios Scientific Publishers, Oxford. 38. STEVENS D.H., LOWE J., 1996 – Human histology, 2nd edition, CV Mosvby. 39. YOUNG B., LOWE J.S., STEVENS A., HEATH J.W., DEAKIN P.J., 2006 – Wheater's Functional Histology: A Text and Colour Atlas, 5th edition, Churchill Livingstone. 40. KERR J.B., 1999 - Atlas of Functional Histology, 1st edition, CV Mosby. 41. http://anatomy.iupui.edu:80. 42. http://micro.magnet.fsu.edu. 43. http://publications.nigms.nih.gov/pub_search.html. 44. http://weirdscience.ca. 45. http://www. regentsprep.org/.../organization/structure.cfm. 46. http://www.cellsalive.com. 47. http://www.faculty.etsu.edu/.../Histologyofmuscleforweb.htm. 48. http://www.pathguy.com. 49. http://www.sciencecentric.com. 50. http://www.technion.ac.il/%7Emdcourse/274203/lect7.html. 51. http://www.unm.edu/~vscience/microscopy.htm. 52. http://www.wikipedia.com.

~ 67 ~